Kitosan: Rahasia Biopolimer Ajaib dari Limbah Udang hingga Aplikasi Medis Canggih!

 

Kitosan: Sumber, Teknik Pengolahan, dan Modifikasi

 

ABSTRAK

 

Kitosan merupakan kopolimer glukosamin dan N-asetil glukosamin yang diturunkan dari kitin. Kitin ditemukan pada dinding sel krustasea, jamur, serangga, serta beberapa alga, mikroorganisme, dan hewan invertebrata lainnya. Kitosan berkembang menjadi bahan baku yang sangat penting untuk sintesis berbagai produk yang digunakan dalam bidang pangan, medis, farmasi, layanan kesehatan, pertanian, industri, dan perlindungan terhadap pencemaran lingkungan.

Tinjauan ini, sejalan dengan fokus edisi khusus ini, memberikan pembaca: (1) gambaran umum tentang berbagai sumber kitin; (2) perkembangan teknik yang digunakan untuk mengekstraksi kitin dan mengonversinya menjadi kitosan; (3) pentingnya karakteristik inheren kitosan dari berbagai sumber yang menjadikannya sesuai untuk aplikasi tertentu; serta (4) ringkasan singkat mengenai cara memodifikasi kitosan agar sesuai untuk aplikasi spesifik.

Tinjauan ini juga memaparkan pengaruh derajat asetilasi (DA) dan derajat deasetilasi (DDA), serta bobot molekul (Mw), terhadap sifat fisikokimia dan biologis kitosan, perilaku asam-basa, biodegradabilitas, kelarutan, reaktivitas, dan berbagai sifat lainnya yang menentukan kemudahan pemrosesan dan kesesuaiannya untuk aplikasi tertentu. Uraian ini diharapkan dapat membantu peneliti dalam memilih bahan baku kitosan yang tepat untuk aplikasi spesifik mereka.

Kata kunci: kitin, kitosan, deasetilasi, modifikasi kitosan, pengolahan kitosan

 

1. PENDAHULUAN

 

Kitosan adalah kopolimer yang tersusun atas glukosamin dan N-asetil glukosamin yang berasal dari kitin. Sebagaimana dirangkum dalam berbagai tinjauan ilmiah yang disajikan pada Tabel 1, kitosan berkembang sebagai bahan baku serbaguna untuk sintesis dan pembuatan berbagai produk dengan aplikasi yang mencakup bidang pangan, medis, farmasi, layanan kesehatan, pertanian, industri, serta perlindungan terhadap pencemaran lingkungan.

Hal ini disebabkan oleh keberadaan gugus amino dan hidroksil reaktif yang memberikan berbagai sifat fungsional pada kitosan, termasuk sifat polielektrolit, antimikroba, antioksidan, pembentuk gel, biokompatibel, pengkelat logam, serta mudah diproses. Daftar karakteristik yang mengesankan ini terus berkembang pesat, sehingga memperluas aplikasi kitosan ke berbagai bidang yang sebelumnya tidak terbayangkan.

Kitin, sebagai senyawa induk kitosan, merupakan biopolimer yang terdapat pada banyak organisme, termasuk:

• Eksoskeleton krustasea (misalnya lobster, udang, krill, teritip, udang karang, dan lain-lain);
• Moluska (misalnya gurita, sotong, kerang, tiram, cumi-cumi, siput);
• Alga (misalnya diatom, alga cokelat, alga hijau);
• Serangga (lalat rumah, ulat sutera, semut, kecoa, laba-laba, kumbang, brakhiopoda, kalajengking);
• Dinding sel jamur (Ascomycetes, Basidiomycetes, dan Phycomycetes, misalnya Aspergillus niger, Mucor rouxii, Penicillium notatum, Trichoderma reesei).

Secara umum, kandungan kitin pada organisme tersebut berkisar antara:

• 15–30% pada kutikula kepiting,
• 20–30% pada eksoskeleton krustasea,
• 30–40% pada kutikula udang,
• 5–25% pada kutikula serangga, dan
• 2–44% pada dinding sel jamur.

Saat ini, kitosan untuk aplikasi industri terutama diperoleh dari krustasea, khususnya cangkang kepiting, udang besar, dan udang kecil, yang eksoskeletonnya tersedia melimpah sebagai limbah dari industri pengolahan pangan. Selain itu, kitosan juga semakin tersedia sebagai produk samping dari budidaya kokon dalam industri sutera, hasil samping ekstraksi protein serangga untuk industri pangan dan pakan, serta dari fermentasi jamur.

Walaupun sisik ikan mengandung kitin, sumber ini sering diabaikan karena hasilnya sangat rendah, hanya sekitar 1% dari berat totalnya.

Menurut beberapa estimasi, produksi kitosan dari krustasea mencapai 10¹²–10¹⁴ ton setiap tahun. Pasar global kitin dan turunannya pada tahun 2017 bernilai sekitar US$ 2,9 miliar, dengan tingkat pertumbuhan tahunan majemuk (CAGR) sebesar 14,8%. Nilai pasar tersebut diperkirakan akan mencapai US$ 63 miliar pada tahun 2024.

Sejumlah perusahaan seperti Chinova Bioworks, Heppe Medical Chitosan GmbH, Golden-Shell Biochemical, dan G.T.C. Bio-corporation merupakan pemain utama di pasar yang memproduksi berbagai produk untuk pangan, obat, medis, tekstil, dan pengolahan limbah. Sebagian besar kitosan yang digunakan—sekitar 80% dari total pasar—bersumber dari cangkang udang.

 

Tabel 1. Ringkasan Aplikasi Utama Kitin dan Kitosan dalam Berbagai Bidang

Bidang Aplikasi	Aplikasi	Referensi
Aplikasi Biomedis dan Farmasi	Antioksidan: penangkap/penetral radikal bebas. Agen antimikroba: gugus kitosan-NH₂ bermuatan positif berinteraksi dengan membran sel mikroba bermuatan negatif sehingga membentuk pori-pori. Penghantaran obat (drug delivery): sifat mukoadhesif meningkatkan permeasi obat pada sel epitel usus, hidung, dan bukal. Terapi gen: penghantaran berbagai gen dan siRNA. Obat berbasis kitosan: misalnya efek penurunan kolesterol untuk pengobatan obesitas. Teknologi regeneratif/rekayasa jaringan: regenerasi tulang, saraf, kornea, jantung, dan kulit. Menyediakan matriks pertumbuhan jaringan tiga dimensi, mengaktifkan makrofag, dan merangsang proliferasi sel. Manajemen luka: agen hemostatik, berperan dalam perbaikan dan penggantian jaringan, aktivasi imunitas humoral, sistem komplemen, dan sel CD4+, meningkatkan granulasi serta organisasi jaringan yang diperbaiki. Terdegradasi secara perlahan menjadi N-asetil-β-D-glukosamin yang merangsang proliferasi fibroblas, deposisi kolagen teratur, serta sintesis asam hialuronat di lokasi luka.	[11–33]
Produk Layanan Kesehatan	Formulasi kosmetik: sifat antimikroba, antijamur, dan kemampuan menyerap sinar UV dimanfaatkan dalam berbagai formulasi kosmetik seperti sampo, bilasan rambut, pewarna rambut, losion rambut, semprotan, pasta gigi, dan tonik. Digunakan dalam tabir surya, alas bedak pelembap, perona mata, lipstik, bahan pembersih, produk mandi, obat kumur, serta permen karet sebagai bahan pengisi gigi.	[34–37]
Industri Pangan	Pengemasan, pelapis yang dapat dimakan (edible coating), pengisi massa, agen pengemulsi, penguat cita rasa alami, pengontrol tekstur, pengental dan penstabil, pengawet pangan (agen antimikroba), serta antioksidan. Flokulasi/klarifikasi dan penghilangan keasaman (deasidifikasi) buah dan minuman.	[38–45]
Pertanian	Aktivitas antimikroba terhadap berbagai patogen tanaman. Pengawet buah. Sistem penghantaran terkendali untuk pupuk, pestisida, dan insektisida. Meningkatkan konsentrasi auksin dan pelepasan urea dalam tanah, kapasitas perkecambahan, panjang dan aktivitas akar, serta tinggi bibit.	[46–48]
Aplikasi Industri	Material fungsional: nanokapsul karbon grafitik/komposit, whisker kitin tungsten karbida, dan lain-lain digunakan dalam produksi sistem mikro-elektrokimia dan jaringan tiga dimensi (3D).	[49–51]
	Elektrolit: kombinasi asam sulfat dan kitosan mampu melepaskan tegangan tinggi. Kitosan memberikan konduktivitas ionik dan dapat digunakan dalam produksi baterai keadaan padat (solid-state batteries). Fotografi: bahan fiksatif untuk cetakan berwarna.	[52–59]
	Industri kertas: produksi kertas saring, kertas tahan air, kemasan biodegradable, dan kertas tahan air.	[59–63]
	Pembawa enzim: imobilisasi enzim pada bahan padat.	[64–66]
Industri Konstruksi	Perekat kayu, fungisida, peningkat kualitas kayu, dan bahan pengawet kayu.	[67–69]
Pengolahan Limbah	Agen flokulan dan pengikat muatan negatif (agen pengkelat) untuk penghilangan zat warna dan ion logam berat serta dekontaminasi. Digunakan pada berbagai instalasi pengolahan seperti whey, produk susu, unggas, dan hasil laut.	[70–75]

 

Salah satu aplikasi biomedis kitosan yang paling menonjol dan telah mapan adalah penggunaannya dalam produksi agen hemostatik untuk manajemen dan penyembuhan luka, yang telah menghasilkan berbagai produk komersial yang disetujui oleh United States Food and Drug Administration (USFDA).

Sejumlah perusahaan juga mulai berkembang dengan spesialisasi dalam produksi kitosan berbasis jamur, termasuk perusahaan yang berbasis di Belgia, KitoZyme, yang produknya telah diakui aman oleh Food and Drug Administration (FDA) serta European Food Safety Authority (EFSA) untuk digunakan dalam bidang medis, pangan, dan minuman, misalnya dalam proses pembuatan anggur (klarifikasi, fining, dan sebagainya), serat pangan, serta mikrogel hidrogel berbentuk mikrobeads untuk pengobatan osteoartritis.

Demikian pula di Kanada, Mycodev memproduksi kitosan untuk aplikasi biomedis dan farmasi melalui proses fermentasi, sementara di Tiongkok, Chibio memproduksi kitosan untuk aplikasi pangan dan farmasi.

Seiring dengan meningkatnya secara pesat pentingnya kitosan dalam industri serta penelitian intensif yang terus berlangsung, tinjauan ini merangkum penelitian terkini mengenai pemanfaatan berbagai sumber kitosan, teknik ekstraksi, serta menyoroti beberapa sifat fungsional yang telah dimanfaatkan berdasarkan sumber, teknik ekstraksi, dan metode pengolahannya. Uraian ini dimaksudkan untuk membantu peneliti dalam memilih bahan baku kitosan yang tepat sesuai dengan aplikasi yang diinginkan.

 

2. Biosintesis Kitin

 

Untuk memahami dasar pemanfaatan kitosan, penting untuk membahas secara singkat berbagai asal-usulnya, komposisi kimia, persamaan dan perbedaan dari berbagai sumber yang memengaruhi tidak hanya pemilihan teknik ekstraksi, tetapi juga sifat akhir kitosan yang dihasilkan.

Pada kitin, meskipun strukturnya mirip dengan selulosa, gugus hidroksil (OH) pada karbon C2 dari unit glukosa tersubstitusi oleh gugus asetilamina, sehingga dikenal sebagai poli-β-[1,4]-N-asetil-D-glukosamin (Gambar 1).

 

Gambar 1. Struktur Selulosa dan Kitin

 

Jalur biosintesis kitin sangat terkonservasi pada semua organisme, mulai dari alga hingga krustasea dan dari jamur hingga serangga. Sebagaimana dirangkum pada Gambar 2, jalur biosintesis kitin secara umum dapat dibagi menjadi lima tahap utama, yaitu:
(1) sintesis N-asetilglukosamin-6-fosfat dari gula seperti glukosa, glikogen, atau trehalosa melalui jalur heksosamin;
(2) sintesis gula amino uridin difosfat N-asetilglukosamin (UDP-N-asetilglukosamin);
(3) polimerisasi UDP-N-asetilglukosamin oleh enzim kitin sintase menjadi kitin;
(4) deposisi kitin di sepanjang membran sel dan pelepasannya ke ruang ekstraseluler; dan akhirnya
(5) perakitan menjadi nanofibril kitin.

Sebagaimana dijelaskan secara komprehensif dalam laporan-laporan sebelumnya dan ditunjukkan pada Gambar 2, trehalosa terlebih dahulu diubah menjadi glukosa oleh enzim trehalase. Glukosa tersebut kemudian dikonversi menjadi glukosa-1-fosfat oleh enzim fosforilase. Glukosa-1-fosfat yang terbentuk selanjutnya diubah menjadi glukosa-6-fosfat oleh enzim fosfomutase, yang kemudian dikonversi melalui kerja enzim heksokinase.

Fruktosa-6-fosfat kemudian diubah menjadi glukosamin-6-fosfat oleh enzim aminotransferase dengan menggunakan L-glutamin. Glukosamin-6-fosfat selanjutnya dikonversi menjadi N-asetilglukosamin-6-fosfat oleh enzim N-asetiltransferase dengan asetil Ko-A sebagai substrat. Gugus fosfat kemudian dipindahkan dari posisi 6 ke posisi 1 oleh enzim fosfoasetilglukosamin mutase. Selanjutnya, enzim pirofosforilase dengan menggunakan trifosfat sebagai ko-substrat mengubah N-asetilglukosamin-1-fosfat menjadi UDP-N-asetilglukosamin. Pada tahap terakhir, enzim kitin sintase menggunakan UDP-N-asetilglukosamin untuk menghasilkan kitin.

 

Gambar 2. Jalur Biosintesis Kitin

 

Rantai kitin linear yang telah disintesis kemudian dirakit menjadi mikrofibril dan diorganisasikan dalam matriks ekstraseluler (dinding sel, kutikula, dan matriks peritrofik). Komposisi kitin bervariasi antarorganisme, serta dipengaruhi oleh musim, jenis kelamin, umur, habitat, dan kondisi lingkungan lainnya.

Berdasarkan studi difraksi sinar-X, mikrofibril kitin tersusun dalam tiga bentuk alotrop kristalin, yaitu α-, β-, dan γ-kitin (Gambar 3). Mikrofibril tersebut juga berbeda dalam orientasi, jumlah rantai, derajat hidrasi, dan ukuran unitnya.

Struktur kristalin α-kitin merupakan bentuk yang paling melimpah dan banyak ditemukan pada eksoskeleton artropoda seperti krill, lobster, dan kepiting, serta pada kutikula serangga.

 

 

Gambar3. Orientasi dan Susunan Mikrofibril Kitin pada α-, β-, dan γ-Kitin [81]

 

α-kitin merupakan bentuk kristalin kitin yang paling stabil. Setiap mikrofibril terdiri atas sekitar dua puluh rantai tunggal kitin yang tersusun secara antiparalel satu sama lain, menghasilkan polimer yang tersusun rapat dengan peningkatan ikatan hidrogen intra- dan intermolekuler, sehingga memberikan stabilitas termodinamika yang sangat tinggi [2,78,82,83].

Berbeda dengan α-kitin yang terutama ditemukan pada eksoskeleton artropoda, β-kitin ditemukan pada diatom dan pena cumi-cumi, dengan mikrofibril yang tersusun secara paralel [84]. Susunan ini memberikan sifat yang lebih fleksibel.

Sementara itu, mikrofibril γ-kitin yang ditemukan pada jamur, ragi, dan kokon serangga [84], mengandung campuran rantai paralel dan antiparalel, sehingga memiliki kombinasi sifat dari bentuk α dan β [1]. Mikrofibril γ-kitin menunjukkan susunan rantai yang acak sebagaimana ditunjukkan pada Gambar 3 [2,85].

Secara umum, kitin juga berasosiasi erat dengan komponen biologis lainnya, seperti protein, mineral, karbohidrat, lipid, dan pigmen yang terdapat dalam cangkang. Sebagai contoh, kitin jamur mengandung α-kitin yang terdapat pada dinding sel dan berasosiasi dengan glukan, sedangkan pada serangga, kitin tertanam dalam matriks protein.

 

3. Teknik Ekstraksi Kitin

 

Kitin ditemukan berasosiasi dengan biopolimer lain pada berbagai organisme. Pada jamur, kitin terikat secara kovalen—baik langsung maupun melalui jembatan peptida—dengan glukan di dinding sel. Sementara pada serangga dan invertebrata lainnya, kitin berasosiasi dengan protein tertentu secara kovalen maupun nonkovalen. Variasi ini menunjukkan bahwa teknik ekstraksi yang berbeda mungkin diperlukan.

Sebagai contoh, pada serangga dan krustasea, kitin merupakan bagian dari eksoskeleton, sedangkan pada jamur, kitin membentuk senyawa kompleks yang fleksibel pada dinding sel dan terikat secara kovalen dengan glukan [86]. Selain itu, kitin organisme laut seperti krustasea berasosiasi dengan mineral, terutama garam karbonat anorganik, kompleks kitin–protein, serta mengandung karotenoid (terutama astaxantin) dan lipid [87].

Meskipun kitin artropoda dan serangga sama-sama berasosiasi dengan protein, lipid, mineral, dan pigmen, jumlahnya berbeda-beda. Secara umum, cangkang krustasea mengandung 20–30% kitin [88], 30–40% protein, 0–14% lipid [89], dan 30–50% mineral [90]. Persentase ini bervariasi tergantung pada sumber atau bahkan spesies tempat kitin diisolasi [91].

Berbeda dengan krustasea, serangga umumnya mengandung 30–60% protein, 10–25% lipid, 5–25% kitin, 5–15% pigmen, dan 2–10% mineral [84,92]. Dinding sel jamur merupakan struktur kompleks yang fleksibel, terutama tersusun atas 2–44% kitin [6] yang terikat secara kimia melalui ikatan α dan β dengan glukan (80–90%), 3–20% glikoprotein [2], serta sejumlah kecil lipid, pigmen, dan garam anorganik [10].

Proses produksi kitin secara industri dari limbah cangkang krustasea telah mapan, memanfaatkan kelimpahan cangkang kepiting, udang, dan rajungan dari industri pengolahan makanan. Krustasea menyumbang sekitar 69–70% produksi kitin dunia [93].

Proses ekstraksi tradisional meliputi beberapa tahap, yaitu demineralisasi, deproteinasi, pemucatan/dekolorisasi, dan akhirnya deasetilasi untuk membentuk kitosan sebagaimana dirangkum dalam Tabel 2. Berbeda dengan jamur dan serangga, keberadaan mineral pada krustasea menjadikan tahap demineralisasi sangat penting. Demineralisasi dilakukan melalui perlakuan asam menggunakan asam sulfat, asam klorida, asam nitrat, asam asetat, asam oksalat, dan asam format [94].

Mohan dkk. [95] menunjukkan bahwa penggunaan asam klorida dalam ekstraksi kitin dari serangga menghasilkan kitin dengan kualitas lebih baik dibandingkan asam lainnya [96]. Perlakuan asam memecah kalsium karbonat menjadi kalsium klorida dan karbon dioksida. Meskipun asam klorida merupakan reagen yang paling umum digunakan untuk demineralisasi cangkang serangga dan krustasea, upaya sedang dilakukan untuk menggantinya dengan asam organik yang lebih ramah lingkungan [10].

Ekstraksi kitin dari jamur tidak memerlukan tahap demineralisasi, tetapi memerlukan deproteinasi menggunakan basa dan asam kuat pada suhu tinggi serta proses netralisasi lanjutan [97]. Proses ekstraksi kitin dari jamur umumnya diawali dengan perlakuan alkali, biasanya 1 M NaOH pada suhu 60–120 °C selama 0,5–12 jam, untuk menghilangkan protein, lipid, dan karbohidrat yang larut dalam alkali [98].

Bahan yang tidak larut dalam alkali dan terutama mengandung kitin kemudian diperlakukan lebih lanjut dengan asam, seperti asam asetat 2–10% pada suhu 50–95 °C [99], untuk menghilangkan bahan yang larut dalam asam. Fraksi larut asam yang diperoleh, yang kaya akan kitosan, kemudian diperlakukan dengan alkali hingga 2 N NaOH, diikuti dengan sentrifugasi dan pencucian menggunakan aseton dan etanol [100,101,98].

Kondisi alkali menyebabkan degradasi bahan dinding sel sehingga menghasilkan protein tidak larut dan kitin, yang selanjutnya diperlakukan dengan asam seperti asam klorida, asam laktat, atau asam asetat. Asam asetat lebih disukai karena efektif menghilangkan fosfat dan bahan tidak larut. Perlu dicatat bahwa konsentrasi alkali yang tinggi dapat menyebabkan oksidasi kitosan dan degradasi rantai yang luas, terutama pada suhu tinggi dan waktu deproteinasi yang lama.

Demikian pula, perlakuan asam juga dapat memengaruhi hasil akhir kitosan selama proses ekstraksi. Asam laktat menghasilkan rendemen kitosan yang lebih tinggi dibandingkan asam sulfat panas, bahkan pada suhu yang lebih rendah [98]. Asam format (6% v/v) memberikan rendemen kitin lebih tinggi dibandingkan asam asetat [99]. Meskipun asam klorida menyebabkan hidrolisis gugus asetil yang lebih besar, asam ini menghasilkan kitosan dengan derajat deasetilasi (DDA) lebih tinggi dibandingkan asam asetat dan asam format [9]. Secara umum, peningkatan konsentrasi asam meningkatkan DDA dan menghasilkan kitosan dengan warna lebih gelap [9].

Prosedur ini tidak mencakup tahap deproteinasi maupun demineralisasi seperti yang diperlukan dalam ekstraksi kitosan dari sumber krustasea. Proses ekstraksi kitin dari jamur terbukti menghasilkan kitin bebas protein yang dapat menyebabkan reaksi alergi, sehingga lebih sesuai untuk aplikasi biomedis [102].

Ekstraksi dari sumber laut maupun jamur mungkin memerlukan tahap dekolorisasi atau pemucatan untuk menghilangkan pigmen alami yang terdapat dalam organisme tersebut [6]. Dekolorisasi dapat dilakukan dengan mudah menggunakan pelarut organik seperti aseton, sedangkan pemucatan dilakukan menggunakan natrium hipoklorit atau hidrogen peroksida [103]. Sebagai contoh, dekolorisasi kitin krustasea dilakukan menggunakan agen pemutih seperti natrium hipoklorit, kalium permanganat, asam oksalat, atau hidrogen peroksida, sedangkan campuran metanol–kloroform atau alkohol–kloroform efektif untuk menghilangkan warna pada kitin serangga [84].

 

Tabel 2. Ringkasan Berbagai Teknik Ekstraksi Kitin

Teknik Ekstraksi	Kondisi Proses	Keunggulan	Kelemahan	Referensi
Metode kimia	Deproteinasi: NaOH, KOH, Na₂SO₃, Na₂CO₃; Suhu: 25–100 °C, 30 menit–72 jam Demineralisasi: HCl, HNO₃, CH₃COOH, HCOOH; Suhu: 25–100 °C, 30 menit–48 jam Dekolorisasi: pelarut organik seperti aseton, etil alkohol, dietil eter Pemucatan: KMnO₄, NaClO/H₂O₂; Suhu: 20–60 °C, 25 menit–12 jam Pemulihan: presipitasi dengan NaOH 5–10% Deasetilasi: NaOH/KOH 30–50% b/v; Suhu: 80–150 °C; Waktu: 1–8 jam	Waktu proses singkat Menghasilkan kitin dengan DA% tinggi Disertai proses deasetilasi Digunakan pada skala industri	Proses bertahap (multitahap) Deasetilasi tidak dapat dihindari Tidak ramah lingkungan, menghasilkan limbah besar yang tidak dapat dimanfaatkan sebagai nutrisi manusia/hewan Kalsium karbonat terbuang sebagai limbah	[88,104,105]
Metode biologis dan berbasis enzim	Demineralisasi: fermentasi menggunakan bakteri penghasil asam laktat atau asam laktat Deproteinasi: menggunakan enzim (selulase, pektinase, kitinase, lipase, papain, hemiselulase, pepsin, lisozim) Deproteinasi dan demineralisasi dengan protease (dalam larutan HCl 10% pada 20 °C selama 30 menit) pada 55 °C dan pH 8,5 Kombinasi mikroorganisme penghasil protease Rasio asam laktat 1:1,1 (b/b) dan asam asetat 1:1,2 (b/b) Inkubasi pada 45 °C, pH 6,0 dengan pengocokan 150 rpm Deasetilasi menggunakan perlakuan alkali (NaOH 61,0–63,7% selama 14,9–16,4 jam) Dekolorisasi: aseton atau pelarut organik Deasetilasi: kitin deasetilase dari bakteri	Kualitas produk akhir tinggi Proses berkelanjutan dan ramah lingkungan Spesifik dan cepat dalam aksi Mengurangi penggunaan energi, bahan kimia, dan/atau air dibanding metode konvensional	Waktu proses lama (berhari-hari) Masih dalam tahap pengembangan Derajat asetilasi dan viskositas lebih tinggi dibanding metode kimia	[106–120]
Cairan ionik (Ionic liquids)	Pelarutan sempurna diikuti presipitasi selektif kitin Perlakuan dengan [C₂C₁im][CH₃COO] Cairan ionik seperti 1-etil-3-metilimidazolium asetat, 1-butil-3-metilimidazolium klorida, dll. efektif untuk kitin dari cangkang udang, kepiting, dan pena cumi Kombinasi steam explosion dan pretreatment cairan ionik	Proses dapat ditingkatkan ke skala industri Mengurangi kristalinitas sehingga enzim lebih mudah mengakses polimer	Melarutkan kitin secara menyeluruh (bersifat keras) Toksisitas dan tidak mudah terurai hayati	[121–128]
Pelarut eutektik dalam (Deep eutectic solvents/DESs)	Demineralisasi, deproteinasi, dan pelarutan kitin dalam satu tahap Campuran akseptor dan donor ikatan hidrogen (misalnya kolin klorida dengan asam laktat, malat, sitrat) Suhu 50–150 °C selama 2–6 jam Kombinasi dengan microwave (700 W selama 1–9 menit)	Satu tahap untuk menghilangkan protein dan mineral sekaligus Titik leleh rendah, tidak mudah terbakar, stabil secara kimia dan termal Biodegradabilitas baik Dapat didaur ulang	Viskositas tinggi menyulitkan skala besar Teknologi relatif baru	[129–134]
Ekstraksi ultrasonik	Efek kavitasi ultrasonik melarutkan protein dan memutus ikatan kovalen Menggunakan daya 750 W dan frekuensi 20 kHz ± 50 Hz	Mengurangi waktu ekstraksi Tidak memerlukan suhu tinggi	—	[135–137]
Ekstraksi berbantuan gelombang mikro (Microwave-assisted extraction/MAE)	Pemanasan melalui polarisasi dipolar dan konduksi ionik Iradiasi 130 W selama 15 menit Menggunakan larutan NaOH 50% pada 500–650 W Deasetilasi >80% dalam 10 menit	Deasetilasi cepat (±24 menit dibanding 6–7 jam metode konvensional) Berpotensi untuk peningkatan skala produksi	—	[138–142]

 

Selain teknik ekstraksi kitin berbasis kimia, beberapa metode lain seperti metode berbasis hayati (biologis), penggunaan pelarut ionik, pelarut eutektik dalam (deep eutectic solvents/DES), serta teknik berbantuan ultrasonik sebagaimana dirangkum dalam Tabel 2, juga mulai berkembang dan dinilai sesuai untuk digunakan. Teknologi fermentasi mikroba yang memanfaatkan mikroorganisme penghasil asam laktat atau penggunaan asam organik hasil produksi biologis terbukti merupakan sistem yang efisien untuk memperoleh kitin berkualitas tinggi.

Proses ekstraksi biologis umumnya menggunakan fermentasi dengan memanfaatkan kemampuan mikroorganisme seperti Lactobacillus (misalnya L. paracasei, L. plantarum, dan L. helveticus) dalam menghasilkan asam organik. Asam-asam ini efektif untuk proses demineralisasi kitin. Fermentasi mikroba menggunakan Aspergillus sp., Pseudomonas sp., dan Bacillus sp. juga terbukti efektif [143].

Proses deproteinasi biologis menggunakan enzim protease yang diproduksi oleh mikroorganisme. Sekitar 95,3% deproteinasi dan 99,6% demineralisasi dapat dicapai tanpa menurunkan kualitas kitin [111]. Di antara berbagai enzim tersebut, proteinase mikroba serta protease dari isi perut ikan, misalnya usus ikan sardinella (Sardinella aurita) dan ikan triggerfish abu-abu (Balistes capriscus) [144], terbukti efektif sebagai agen deproteinasi [105]. Metode berbasis enzim memiliki mekanisme demineralisasi yang serupa dengan metode kimia.

Meskipun menjanjikan, pendekatan ekstraksi biologis masih menghadapi kendala dalam hal skalabilitas komersial. Namun demikian, penelitian intensif terus dilakukan untuk menjadikannya layak secara industri.

Teknik ekstraksi lain yang sedang berkembang meliputi penggunaan cairan ionik, DES, gelombang mikro, ultrasonik, serta teknologi medan listrik berdenyut untuk deproteinasi [142]. Di antara berbagai pendekatan tersebut, ekstraksi berbantuan gelombang mikro, cairan ionik, DES, dan ekstraksi berbantuan ultrasonik [133,145] menawarkan kendali proses yang lebih baik, efisiensi energi, dan efektivitas biaya [130,141] dibandingkan pendekatan kimia konvensional.

Khususnya, penggunaan pelarut hijau yang sedang berkembang (cairan ionik dan DES) telah diterapkan di berbagai bidang, seperti pemisahan dan pemurnian biomassa, praperlakuan, serta sintesis polimer termasuk ekstraksi kitin. Sebagai contoh, penggunaan cairan ionik 1-etil-3-metilimidazolium asetat ([C2mim][OAc]) berhasil mengekstraksi kitin dari udang, larva lalat, kepiting, dan lobster dengan sifat yang berbeda-beda, yang kembali menegaskan ketergantungan pada spesies sumbernya [146].

Cairan ionik (ionic liquids/ILs) adalah garam yang umumnya tersusun atas kation organik besar dan anion organik atau anorganik yang lebih kecil, dengan titik leleh di bawah 100 °C. Pelarutan kitin bersifat kompleks dan tidak hanya bergantung pada kemampuan kuat anion IL sebagai akseptor ikatan hidrogen serta interaksinya dengan kation, tetapi juga pada tipe kitin serta derajat asetilasi dan kristalinitasnya [122].

Terkait kitin, kelarutan tertinggi dilaporkan pada [C2C1im][CH3COO], yaitu sekitar 20% berat dengan bantuan iradiasi gelombang mikro [147]. Ekstraksi kitin dari krustasea menggunakan IL umumnya difokuskan pada pelarutan total yang diikuti presipitasi selektif untuk memperoleh kitin murni, dengan rendemen maksimum 94% berat dari cangkang krustasea menggunakan [C2C1im][CH3COO] [121]. Proses ini juga berhasil ditingkatkan ke skala industri, yang mengarah pada pendirian perusahaan 525 Solutions [122].

Namun, karena sifat toksisitas dan ketidakmampuan terurai secara hayati dari cairan ionik, DES muncul sebagai alternatif dengan sifat serupa. DES merupakan campuran asam dan basa yang terbentuk melalui pengompleksan antara akseptor ikatan hidrogen (HBA), biasanya garam amonium kuarterner, dengan donor ikatan hidrogen (HBD) atau garam logam. DES merupakan kelas baru analog cairan ionik yang berasal dari bahan baku komersial murah, dengan titik leleh lebih rendah daripada masing-masing komponennya. DES bersifat biodegradable, murah, dan mudah diproduksi [123].

Dibandingkan cairan ionik tradisional, DES lebih murah, lebih ramah lingkungan, dan mudah disiapkan [148]. DES mengandung HBD dan HBA yang memiliki interaksi ikatan hidrogen dan interaksi elektrostatik yang kuat. Umumnya, DES merupakan sistem dua atau tiga komponen, berupa campuran garam amonium kuarterner atau garam logam (misalnya kolin klorida, betain) dengan HBD seperti poliol, poli-asam, dan poli-amin (misalnya etilen glikol, asam laktat, asam oksalat, urea) [133].

DES mampu melakukan demineralisasi dan deproteinasi secara bersamaan. Sebagai contoh, demineralisasi kitin menggunakan kolin klorida–asam malat disebabkan oleh asam malat yang melarutkan mineral dan melemahkan ikatan dalam struktur internal cangkang udang, sementara protein dan kitin tetap tersisa [123]. Proses demineralisasi terjadi melalui pelepasan ion hidrogen dari DES yang bereaksi dengan kalsium karbonat pada krustasea, menghasilkan pelarutan serta pembentukan garam kalsium, air, dan karbon dioksida [129].

Penghilangan kalsium karbonat menyebabkan polimer kitin–protein menjadi kurang rapat. DES berinteraksi kuat dengan gugus hidroksil, karboksil, dan amina pada protein sehingga mengganggu ikatan hidrogen intra- dan intermolekuler dalam jaringan fibril kitin–protein, yang kemudian memisahkan keduanya [129].

Walaupun DES dapat melarutkan hingga sekitar 9% berat kitin (misalnya pada sistem ChCl/tiourea dengan rasio molar 1:2 pada 100 °C), kitin terlarut dapat dengan mudah dipulihkan menggunakan air atau etanol [132].

Ekstraksi dengan cairan ionik menghasilkan kitin dari udang dengan serat paling kuat, sedangkan serat yang lebih lemah diperoleh dari kitin kepiting dan lobster (meskipun keduanya dua kali lebih elastis), sementara kitosan dari larva lalat menghasilkan serat paling lemah dan paling kurang elastis [146].

Selain krustasea dan jamur, serangga merupakan sumber kitin potensial yang sedang berkembang. Serangga mencakup lebih dari 900.000 spesies dari total sekitar 1,3 juta spesies di bumi [5]. Peningkatan permintaan serangga sebagai sumber protein alternatif berkualitas tinggi akan meningkatkan ketersediaan kitin dari sumber ini. Hingga tahun 2016, lebih dari 120 perusahaan telah terdaftar membudidayakan serangga untuk nutrisi manusia dan hewan. Pada tahun 2019, lebih dari 6.000 ton protein tepung dari lalat tentara hitam dan ulat hongkong kuning diproduksi di Eropa saja [149].

Berbagai spesies serangga seperti lebah madu, ulat sutera, dan lalat sinantropik dapat dibudidayakan secara buatan dan dimanfaatkan sebagai sumber kitin baru yang menjanjikan untuk keperluan industri [150]. Prosedur ekstraksi kitin dari serangga serupa dengan krustasea, kecuali bahwa kitin serangga mengandung mineral dalam jumlah sangat rendah dibandingkan cangkang krustasea [151]. Hal ini menyederhanakan proses pengolahan kitin serangga untuk aplikasi biomedis dan farmasi.

Studi komparatif terhadap kitin pada eksoskeleton tujuh spesies Orthoptera menunjukkan bahwa kandungan kitin bervariasi antara 5,3–8,9% [152].

Sebagai ringkasan, semakin keras kondisi ekstraksi kimia yang digunakan (jenis bahan kimia, pH, suhu, dan waktu inkubasi), semakin tinggi derajat hidrolisis yang terjadi dan hal tersebut dapat memengaruhi kualitas kitin yang diperoleh. Meskipun telah banyak kemajuan dalam pengembangan teknik ekstraksi kitin yang ramah lingkungan dan efisien, metode ekstraksi kimia hingga saat ini masih menjadi pilihan utama karena ketersediaan bahan kimia dan kemudahan peningkatan skala produksi.

 

4. Teknik Deasetilasi Kitin

 

Deasetilasi mengubah kitin menjadi kitosan. Proses ini melibatkan penghilangan gugus asetil yang terikat pada gugus amina sehingga gugus −NH₂ menjadi terekspos.

Derajat asetilasi (DA) merupakan parameter penting yang memengaruhi sifat biologis, fisikokimia, dan mekanik, serta menentukan klasifikasi apakah suatu polimer tergolong kitin atau kitosan. Proses deasetilasi menghasilkan polimer yang mengandung unit N-asetil-glukosamin dan glukosamin.

Jika hasil deasetilasi masih mengandung lebih dari 50% unit N-asetil-glukosamin, maka polimer tersebut tetap disebut kitin; jika kurang dari itu, disebut kitosan. Dengan demikian, deasetilasi tidak hanya memengaruhi sifat asam-basa, karakteristik elektrostatik, biodegradabilitas, agregasi diri, kelarutan, sifat adsorpsi, dan kemampuan mengkelat ion logam, tetapi juga menentukan klasifikasi dan kesesuaian untuk aplikasi tertentu [95].

Persentase unit N-asetil-glukosamin disebut derajat asetilasi (DA) dan dapat berkisar antara 50% hingga 100%.

Selama proses deasetilasi, depolimerisasi acak juga dapat terjadi akibat kondisi proses yang ekstrem (basa kuat, suhu dan tekanan tinggi), sehingga menghasilkan kitosan dengan panjang rantai dan sifat kelarutan air yang bervariasi.

Walaupun kitin dapat dideasetilasi menggunakan asam maupun basa, ikatan glikosidik sangat rentan terhadap hidrolisis asam. Oleh karena itu, deasetilasi alkali menggunakan NaOH pada suhu tinggi lebih sering digunakan untuk menghindari pemutusan rantai yang tidak diinginkan [96].

Deasetilasi yang memadai dicapai dengan NaOH atau KOH pekat (40–50%) pada suhu di atas 100 °C [59,153]. Pendekatan industri ini menghidrolisis ikatan amida sehingga memungkinkan produksi berbagai bentuk kitosan seperti serpihan, serbuk halus, manik-manik, atau serat.

Secara umum, tingkat deasetilasi dipengaruhi oleh konsentrasi NaOH, waktu reaksi, suhu, densitas, dan berat molekul awal polimer kitin [59]. Sekitar 82% deasetilasi dapat dicapai dengan perlakuan kitin menggunakan 50% berat NaOH selama 1 jam pada 100 °C [59,95].

Proses ini dapat menghasilkan kitin dengan DDA serendah <10% dan berat molekul hingga 1–2,5 × 10⁶ Da (derajat polimerisasi sekitar 5.000–10.000), serta kitosan dengan DDA 40–98% dan berat molekul antara 5 × 10⁴ hingga 2 × 10⁶ Da [59].

 

Namun demikian, kitosan umumnya memiliki derajat deasetilasi (DDA) antara 13–40% dan berat molekul (Mw) antara 2 × 10⁵ hingga 1 × 10⁶ Da [153]. Perlu dicatat bahwa karena reaktivitas β-kitin yang lebih tinggi, struktur kristalinnya jauh lebih mudah dihancurkan dibandingkan α-kitin selama proses deasetilasi. Hal ini disebabkan oleh susunan molekul kitin yang lebih longgar, sehingga dapat sepenuhnya berubah menjadi amorf, berbeda dengan kitosan dari α-kitin yang sangat kristalin [154].

Secara umum, deasetilasi alkali mengonsumsi energi dalam jumlah besar; penggunaan larutan alkali dalam jumlah besar menghasilkan kitosan dengan DDA yang bervariasi dan distribusi berat molekul yang luas [155]. Sebagaimana dicatat oleh Jug dan Zhao, berbagai penelitian menunjukkan bahwa perlakuan kimia dapat mengubah sifat struktural kitin akibat pembengkakan, disosiasi ikatan hidrogen, dan penataan ulang rantai polimer. Berbagai bentuk kitin juga merespons secara berbeda, misalnya dengan melemahnya ikatan hidrogen antarlapis dan menurunnya indeks kristalinitas [156].

Perlakuan alkali atau asam terhadap β-kitin dapat mengubahnya menjadi α-kitin, yang memengaruhi sifat fungsional aslinya, termasuk reaktivitas tinggi dan kerentanannya terhadap pelarut [157]. Strategi untuk meminimalkan degradasi rantai meliputi menghindari penggunaan asam yang mudah menghidrolisis ikatan glikosidik, mengurangi jumlah alkali dengan menggunakan pelarut yang dapat bercampur dengan air seperti 2-propanol atau aseton [155], serta memperpendek waktu reaksi deasetilasi.

Sebagai alternatif, teknik ekstraksi yang lebih lembut seperti ekstraksi berbantuan gelombang mikro, kombinasi ledakan uap (steam explosion) dan pelarut eutektik dalam (DES) yang diintegrasikan dengan gelombang mikro, serta teknik deasetilasi enzimatik mulai berkembang sebagai proses yang sangat menjanjikan sekaligus ramah lingkungan untuk menghasilkan kitosan.

Deasetilasi kitin berbantuan gelombang mikro menggunakan natrium hidroksida mampu meningkatkan efisiensi deasetilasi hingga lebih dari 90% dalam waktu 3 jam, dibandingkan 21 jam pada perlakuan alkali konvensional. Ledakan uap juga terbukti memfasilitasi proses deasetilasi kitosan [158]. Dalam proses ini, kitin diperlakukan dalam alat puffing gun menggunakan uap jenuh pada tekanan dan suhu tinggi selama beberapa menit, kemudian diikuti dengan dekompresi eksplosif. Konversi energi uap menjadi gaya termomekanik memutus interaksi antarmolekul dan membebaskan struktur kitin. Kitin dengan kadar air 75% menunjukkan DDA maksimum (43,7%) dibandingkan kitin dengan kadar air 50% dan 35% yang hanya menghasilkan DDA masing-masing 40% dan 32% [158].

Kitin yang diekstraksi menggunakan DES menunjukkan kemurnian tinggi (74–91,34%) dan rendemen (12,71–26%) dibandingkan metode asam/alkali konvensional (kemurnian 91% dan rendemen 6,5%) [158]. Kombinasi gelombang mikro dan DES menghasilkan efisiensi deproteinasi yang efektif (88–93% tingkat penghilangan) pada kitin udang [159]. Selain itu, deasetilasi enzimatik menggunakan kitin deasetilase yang diperoleh dari berbagai sumber biologis seperti jamur dan serangga [90,160] merupakan strategi alternatif yang efisien [160].

Berbagai proteinase dan deasetilase kini berkembang sebagai teknologi yang kompeten untuk deproteinasi dan deasetilasi kitin [105]. Deasetilase kitosan umumnya berasal dari bakteri, jamur, dan beberapa serangga. Di antara deasetilase kitin jamur yang menonjol adalah yang dihasilkan oleh Mucor rouxii, Absidia coerulea, Aspergillus nidulans, dan Colletotrichum lindemuthianum [161].

Perlu dicatat bahwa setiap deasetilase memiliki efisiensi katalitik yang berbeda. Enzim hidrolitik kitinolitik diklasifikasikan berdasarkan mekanisme kerjanya menjadi endo- dan ekso-kitinase, yang mampu menghidrolisis kitin secara menyeluruh. Endo-kitinase menghidrolisis ikatan glikosidik internal sehingga menghasilkan fragmen mulai dari dimer hingga polimer, sedangkan ekso-kitinase bekerja pada ujung non-reduksi kitin dengan melepaskan unit N-asetilglukosamin monomerik dan dimerik.

Sebagai contoh, deasetilase dari M. rouxii melakukan deasetilasi tipe ekso secara berurutan pada ujung non-reduksi oligomer, sedangkan deasetilase dari C. lindemuthianum menghidrolisis satu gugus asetil sebelum terdisosiasi dan membentuk kompleks aktif baru [162].

Secara umum, sebagian besar deasetilase kitosan bakteri lebih efektif bekerja pada kitosan dengan berat molekul rendah. Di antara berbagai kitin deasetilase, enzim yang diperoleh dari Rhizobium spp. dan Vibrio cholerae [162] dikenal mampu menghasilkan kitosan secara efisien [163,164].

Karena kemiripan kitosan dengan karbohidrat seperti selulosa, perlu pula dicatat bahwa enzim seperti selulase dan lisozim juga mampu menghidrolisis kitosan [162]. Bahkan, oligomer kitosan dengan berat molekul 5–30 kDa telah berhasil diproduksi menggunakan selulase, pepsin, dan lisozim [165].

Proses deasetilasi enzimatik cenderung menghasilkan kitosan yang lebih homogen. Namun, pendekatan ini saat ini belum layak secara industri karena tingginya biaya enzim yang digunakan [90]. Selain itu, perlu diperhatikan bahwa kitin deasetilase tidak efektif dalam mendeasetilasi kitin yang tidak larut, sehingga diperlukan tahap praperlakuan kitin terlebih dahulu.

 

5. Sifat Struktur–Fungsi Kitosan

5.1. Pengaruh DDA dan Berat Molekul (Mw) terhadap Sifat dan Aplikasi Kitosan

Derajat deasetilasi (DDA), polidispersitas, dan berat molekul (Mw) kitosan merupakan parameter paling penting yang memengaruhi sifat biologis, fisikokimia, dan mekaniknya, serta menentukan aplikasinya. Sebagai contoh, DDA dan Mw memengaruhi kelarutan, reaktivitas, perilaku asam–basa, sifat elektrostatik, fleksibilitas, konformasi polimer, viskositas, kristalinitas, porositas, kekuatan tarik, konduktivitas, kemampuan mengkelat logam, serta fotoluminesensi.

Selain itu, kedua parameter tersebut juga memengaruhi berbagai sifat biologis seperti biodegradabilitas, biokompatibilitas, mukoadhesivitas, hemostatik, analgesik, peningkat adsorpsi, antimikroba, antikolesterolemik, dan antioksidan, yang pada akhirnya menentukan kesesuaian material untuk aplikasi tertentu [10].

Dalam keadaan terprotonasi, gugus -NH₂ memungkinkan kitosan membentuk kompleks dengan turunan bermuatan negatif, seperti protein, zat warna, enzim, sel tumor, protein dinding sel bakteri, DNA, RNA, serta berbagai ion logam melalui gugus hidroksil netral atau bermuatan negatif dari D-glukosamin [10]. Dalam kondisi tertentu, sifatnya yang tidak larut pada pH netral tetapi larut dalam kondisi asam menjadikannya polimer serbaguna untuk sintesis polimer, baik dalam bentuk larutan maupun padatan [10].

Secara umum, jumlah gugus asetil yang tinggi menghambat degradasi enzimatik kitosan (oleh enzim seperti lisozim), sehingga cocok untuk sistem penghantaran obat [166]. Meskipun kitin/kitosan mudah larut dalam banyak pelarut organik dan larutan asam organik encer seperti asam asetat dan asam format, kelarutannya yang rendah dalam air menjadi salah satu tantangan utama dalam pemanfaatannya secara optimal. Oleh karena itu, berbagai penelitian telah mengembangkan teknik untuk meningkatkan kelarutan kitosan dalam air [9].

Hidrolisis asam menggunakan asam klorida pekat pada suhu 80 °C menghasilkan oligomer kitosan dengan derajat polimerisasi antara 1 hingga 40 [9]. Perlakuan dengan asam nitrit juga efektif karena menghasilkan produk yang selektif, cepat, dan mudah dikendalikan secara stoikiometri. Agen nitrosasi menyerang gugus glukosamin, bukan N-asetilglukosamin, serta memutus ikatan glikosidik. Bahan kimia seperti hidrogen peroksida dan asam fosfat panas juga digunakan. Asam yang diproduksi dalam tubuh manusia seperti asam asetat, HCl, asam laktat, asam sitrat, dan asam piruvat berpotensi digunakan untuk melarutkan kitosan dalam air (kecuali asam fosfat) [167].

Strategi kedua adalah deasetilasi yang dikombinasikan dengan hidrolisis rantai panjang polimer kitosan menjadi oligomer dengan Mw lebih rendah. Peningkatan jumlah gugus amino selama deasetilasi dan penurunan gugus asetil akan meningkatkan kelarutan. Hal ini karena pada pH asam di bawah 6, gugus amino terprotonasi penuh. Namun, peningkatan pH di atas 6 secara bertahap menurunkan kelarutan akibat deprotonasi gugus amino [168]. Peningkatan DDA menghasilkan oligomer dengan lebih banyak gugus amino terprotonasi yang memfasilitasi kelarutan.

Ketiga, Mw kitosan juga memengaruhi kelarutan dalam air karena adanya gugus amina bebas tanpa memerlukan pengasaman [169]. Hidrolisis asam menurunkan Mw sekaligus meningkatkan kelarutan [105]. Kitosan dengan Mw < 30 kDa mudah larut dalam air tanpa penambahan asam. Kelarutan kitosan dengan Mw 22–30 kDa dapat ditingkatkan dengan penambahan asam [105], demikian pula untuk Mw > 30 kDa. Pada Mw di atas 30 kDa, protonasi gugus amino menjadi prasyarat untuk melarutkannya dalam air.

Diketahui bahwa kitosan dengan Mw < 2 × 10⁶ Da dan kandungan nitrogen 7% (b/b) sesuai untuk aplikasi tekstil, pangan, fotografi, medis, dan lingkungan [170]. Namun, meskipun deasetilasi penting untuk menghasilkan oligomer larut air, Mw tinggi meningkatkan ikatan hidrogen intra- dan antarmolekul yang menurunkan kelarutan [171]. Kitosan dengan Mw tinggi berkisar 310–375 kDa [172], Mw sedang 190–310 kDa, dan Mw rendah < 90 kDa [173].

Sebagai contoh, kitosan Mw rendah banyak digunakan untuk penghantaran obat. Hidrolisis kitosan dapat dilakukan secara enzimatik (menggunakan lisozim, kitinase, selulase tertentu, dan lipase) [59] maupun secara kimiawi (HCl, HNO₂, H₂O₂, kalium persulfat). Proses fisik seperti sonikasi, iradiasi elektromagnetik, iradiasi gamma, gelombang mikro, dan perlakuan termal juga umum digunakan.

DDA dan kelarutan kitosan memengaruhi sifat fungsional dan aplikasinya. Kitosan dengan DDA tinggi cocok untuk pembuatan film dengan kekuatan tarik dan transmisi air lebih tinggi, sedangkan membran dengan DDA 65–80% efektif dalam menginduksi reaksi inflamasi [174]. Kitosan dengan DDA 45–55% sangat larut dalam air dan asam lemah [175], sehingga sesuai untuk bahan fleksibel dan transparan [176].

Perubahan DDA juga mengubah fungsi biologis kitosan, termasuk aktivitas antibakteri, antitumor, antiinflamasi, penyembuhan luka, dan aktivasi imun [106]. DDA juga memengaruhi biokompatibilitas, biodegradabilitas, hidrofilisitas, mukoadhesivitas, hemostatik, analgesik, antikolesterolemik, antioksidan, dan peningkat adsorpsi biomaterial berbasis kitosan [174].

Sebagai contoh, spons kitosan dengan DDA dan Mw berbeda menunjukkan bahwa penyebaran sel lebih tinggi pada spons dengan DDA lebih tinggi, yang meningkatkan aktivitas alkaline phosphatase, osteopontin, VEGF-A, IL-6, serta menurunkan MCP-1, sclerostin (SOST), dan dickkopf-related protein-1 [177]. Kombinasi DDA dan Mw tinggi meningkatkan sekresi VEGF dan IL-6, tetapi menurunkan osteopontin dibandingkan kitosan dengan DDA sama namun Mw lebih rendah [177]. Variasi ini menunjukkan kemungkinan rekayasa kondisi khusus untuk rekayasa jaringan atau manajemen luka.

Material dengan DDA > 70% cocok untuk sistem penghantaran obat [178]. DDA dan Mw juga memengaruhi sifat antibakteri, karena gugus amino bermuatan positif berinteraksi dengan membran bakteri bermuatan negatif. Kitosan Mw rendah mampu menghambat Escherichia coli dan Pseudomonas aeruginosa [179]. Gugus -NH₂ mengubah morfologi permukaan bakteri sehingga meningkatkan permeabilitas membran dan menyebabkan kebocoran isi sel [182].

Kitosan dengan Mw sekitar 2 × 10⁶ Da dan nitrogen 7% sesuai untuk aplikasi tekstil, pangan, fotografi, medis, dan lingkungan. Karena kekakuan dan sifat mekaniknya tinggi, kitosan dengan kristalinitas tinggi cocok untuk platform rekayasa jaringan [183]. DDA tinggi membuat kitosan kurang sensitif terhadap biodegradasi enzimatik sehingga cocok untuk sistem penghantaran [166].

Sebaliknya, kitosan Mw rendah (<300 kDa) sesuai untuk pembalut luka, pengawet pangan, pengolahan limbah, pencetakan molekuler, dan bahan pengkelat. Kitosan dengan DDA 70–80% dan Mw tinggi (>300 kDa) direkomendasikan untuk sistem penghantaran obat, scaffold rekayasa jaringan, imobilisasi sel dan enzim, enkapsulasi, serta kemasan pangan. Kitosan dengan DDA rendah (55–70%) dan Mw tinggi cocok sebagai agen pengemulsi dan aplikasi farmasi, sintesis nanopartikel, serta formulasi pangan. Sementara itu, kitosan dengan DDA rendah dan Mw rendah sesuai untuk penghantaran gen dan obat, perlindungan tanaman, serta stimulator pertumbuhan tanaman [2].

Kitosan dengan Mw sedang menunjukkan aktivitas antikolesterol lebih tinggi [184]. Secara umum, peningkatan DDA memperkuat efek biologis, sedangkan penurunan Mw umumnya meningkatkan bioaktivitas, terutama pada Mw rendah (<20 kDa) dibandingkan Mw tinggi (>120 kDa) [185].

Dengan demikian, DDA, DA, dan Mw merupakan karakteristik penting yang harus dipertimbangkan dalam pemanfaatan kitosan untuk aplikasi tertentu.

5.2. Pengaruh Asal (Sumber) Kitosan

Selain DA, DDA, dan berat molekul (Mw), sumber (asal) kitosan juga memengaruhi aplikasinya. Sebagai contoh, jika dibandingkan tiga bentuk alotropik kitosan, yaitu α-, β-, dan γ-kitosan, β-kitosan memiliki kelarutan lebih tinggi dibandingkan α-kitosan. Hal ini disebabkan oleh gaya ikatan antarrantai yang lebih lemah pada β-kitosan. Karena memiliki kristalinitas lebih tinggi, α-kitosan tidak hanya kurang larut tetapi juga lebih kaku. Kekakuan ini memberikan kekuatan mekanik lebih tinggi, sehingga cocok untuk pembuatan platform rekayasa jaringan.

Reaktivitas β-kitosan yang lebih tinggi—misalnya yang berasal dari pena cumi-cumi—dibandingkan α-kitosan disebabkan oleh strukturnya yang lebih terhidrasi dan ikatan hidrogen antarmolekul yang lebih lemah. Hal ini menjadikannya lebih sesuai untuk sintesis film tipis, aplikasi medis dan pangan, serta produk biosensor [186]. Kelarutan β-kitosan yang lebih tinggi juga meningkatkan aktivitas biologisnya. Selain itu, kitosan dari pena cumi-cumi dengan DDA 31–49% bebas dari kalsium karbonat, karotenoid, dan mineral, sehingga cocok untuk aplikasi biomedis [186]. γ-kitina mengandung bentuk α dan β sekaligus, sehingga memiliki sifat gabungan dari keduanya [1]. Namun, ketersediaannya yang rendah masih menjadi hambatan untuk produksi massal dan aplikasi komersial.

Keberadaan kitosan dengan kemurnian dan konsentrasi tinggi pada ikan menjadikannya lebih menarik untuk aplikasi biomedis dan farmasi dibandingkan kitosan asal mikroba [187]. α-kitosan yang berasal dari krustasea laut merupakan sumber paling awal dan melimpah, tersedia dalam jumlah besar dari industri pengolahan pangan. Kitosan ini banyak digunakan untuk produk biomedis, meskipun terdapat kekhawatiran terkait upaya tambahan untuk memastikan bebas dari logam berat [85]. Kitosan krustasea digunakan luas dalam bidang medis (obat, pengelolaan luka, organ buatan, membran, antikoagulan, agen antimikroba, serta rekayasa tulang dan kulit buatan) [11], farmakologi (fungisida dan pembawa obat) [188], sistem pangan (pengawet, pelapis, agen antimikroba dan antioksidan), serta kosmetologi (krim tubuh, aditif rambut, dan losion) [189].

Mw krustasea yang relatif tinggi (sekitar 1,5 × 10⁶ Da) menyebabkan kelarutan rendah pada pH netral dan menghasilkan larutan sangat kental dibandingkan kitosan jamur (1–12 × 10⁴ Da), sehingga menarik sebagai bahan pengental serta untuk platform rekayasa jaringan dan film [190]. Meskipun demikian, keberadaan protein, lipid, dan kitosan pada krustasea laut juga dipandang sebagai sumber nutrisi potensial untuk formulasi pangan fungsional terapeutik [191].

Kitosan kepiting (15–30%) mengandung mineral tinggi (30–50%) dan protein (15–50%), serta menunjukkan aktivitas antioksidan yang sangat baik, sehingga menarik untuk pengembangan produk penangkal kerusakan oksidatif akibat radikal bebas [192]. Krill, krustasea penting lainnya, mengandung protein (72,9–75,8%), lipid (12–50%), dan kitin (20–30%), sehingga sesuai untuk formulasi pangan dan aplikasi kesehatan [191]. Kitosan berbasis krill juga memiliki porositas lebih tinggi, sehingga cocok untuk modifikasi sulfat [10].

Keberadaan protein, lipid, pigmen, dan CaCO₃ pada kitosan udang dipandang sebagai sumber potensial produk bernilai tambah tinggi [190]. Udang terbukti memiliki aktivitas antimikroba kuat terhadap mikroorganisme patogen seperti Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Enterobacter aerogenes, dan Escherichia coli. Selain itu, kitooligomer udang efektif sebagai pengganti antibiotik dalam pakan ternak, terutama untuk menghasilkan produk hewani bebas residu antibiotik [193].

Kitosan dari ikan juga berkembang sebagai sumber kitosan berkualitas tinggi untuk aplikasi biomedis [187] dan industri agrokimia [103]. Namun, kendala utamanya adalah ketersediaan yang rendah karena kandungannya kurang dari 1% berat tubuh ikan.

Meningkatnya minat terhadap serangga sebagai sumber protein alternatif menjadikan kitosan serangga semakin menarik karena potensi ketersediaannya di masa depan. Kitosan dari larva Chrysomya megacephala menunjukkan aktivitas antioksidan sangat baik (IC₅₀ = 1,2 mg/mL) [194], sedangkan kitosan dari larva Lucilia cuprina memiliki aktivitas antibakteri unggul terhadap Bacillus subtilis dan Klebsiella pneumoniae [194]. Kitosan dari kumbang mealworm efektif melawan Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Listeria monocytogenes, dan Bacillus cereus [195]. Kitosan serangga mampu menyebabkan deformasi sel dan kebocoran isi sel hingga menyebabkan lisis. Kitosan lebah madu telah terbukti sesuai sebagai aditif pangan untuk pengawetan makanan [196]. Kumbang juga merupakan sumber kitosan yang baik (~36,6%) [196]. Elastisitas superior kitosan serangga menguntungkan dalam produksi polimer [197]. Kitosan serangga cocok untuk aplikasi pertanian (pelapisan benih, perlindungan tanaman, transfer gen) serta aplikasi biomedis seperti penghantaran obat dan platform biomedis.

Sumber kitosan lain yang semakin menonjol dan berkembang pesat adalah jamur, yang kelimpahannya menempati urutan kedua setelah serangga. Kitosan jamur menarik karena mudah diproduksi melalui fermentasi dalam kondisi terkendali. Meskipun sifatnya umumnya mirip dengan kitosan krustasea, kitosan jamur memiliki ukuran partikel lebih seragam, distribusi gugus asetil merata, Mw lebih rendah, homogenitas Mw unik, distribusi viskositas baik, serta bebas logam berat, sehingga sesuai untuk berbagai aplikasi [191,198].

Keseragaman ukuran partikel dan efek antimikroba menjadikan kitosan jamur cocok untuk pemurnian air, pembuatan bir, manajemen luka, dan industri tekstil [198]. Dengan viskositas 3–5 kali lebih rendah, Mw 1–2 × 10⁵ Da, dan DDA lebih tinggi (70–90%) [190], kitosan jamur sesuai untuk industri pangan, kesehatan, dan farmasi [199]. Sebagai contoh, kitosan komersial “Kitozyme” yang diisolasi dari Agaricus bisporus digunakan untuk penyembuhan luka, bedah biologis, terapi sel, penghantaran obat, dan vaksin [200].

Pelapis pangan berbasis kitosan juga digunakan luas untuk memperpanjang daya simpan dan kualitas pangan segar maupun olahan karena aktivitas antijamur dan antibakterinya [201]. Meskipun ragi mengandung kitin lebih sedikit, kitosan asal ragi efektif sebagai penstabil dan pengemulsi untuk aplikasi pangan dan nutrasetikal [202]. Kitosan dari Mucor indicus dan Rhizopus oryzae terbukti efektif mengendalikan infestasi lapangan oleh jamur entomopatogen (Metarhizium anisopliae). Menariknya, kitosan dari jamur shiitake (Lentinula edodes) memiliki sifat imunostimulan kompleks [203].

Kitosan dari Aspergillus niger dengan kandungan glukan residu <2%, viskositas dalam 1% asam asetat >15 cPs, dan densitas endapan <0,7 g/cm³ merupakan satu-satunya kitosan yang diizinkan dalam pembuatan anggur sejak 2009 [204], sebagai alternatif bentonit untuk mengurangi protein sekaligus sebagai agen antimikroba.

Secara ringkas, viskositas dan Mw yang lebih rendah serta DDA yang lebih tinggi pada kitosan jamur menjadikannya sangat sesuai untuk aplikasi di industri pangan, minuman, kesehatan, dan farmasi [199].

Meskipun kitosan alga dari sumber laut—misalnya dari matriks alga koralin Clathromorphum compactum—masih relatif sedikit diteliti, keberadaan kolagen di dalamnya menjadikannya menarik untuk aplikasi imobilisasi sel dan sebagai bahan tambahan pangan [205]. Selain itu, nanofibril α-kitosan dari mikroalga Phaeocystis globosa menunjukkan kekuatan tarik yang sebanding dengan nanofibril β-kitosan yang diperoleh dari cumi-cumi Loligo bleekeri dan cacing tabung Lamellibrachia satsuma, sehingga berpotensi sebagai kandidat yang baik untuk pembuatan bahan perancah (scaffold) rekayasa jaringan [206].

 

6. Rekayasa (Modifikasi) Kitosan untuk Aplikasi Spesifik

Keberadaan gugus amino reaktif pada posisi C2, gugus hidroksil primer pada posisi C3, dan gugus hidroksil sekunder pada posisi C6 memberikan berbagai kemungkinan untuk memodifikasi dan memanfaatkan kitosan dalam beragam aplikasi melalui reaksi-reaksi yang dirangkum pada Gambar 4. Berbagai reaksi tersebut telah dibahas secara luas dalam [204,207–211], dan pembaca dapat merujuk ke sumber tersebut untuk rincian lebih lanjut.

Di sini disajikan secara singkat kemungkinan reaksi yang menargetkan masing-masing gugus fungsional pada Gambar 4. Modifikasi yang menargetkan gugus amino dapat dilakukan melalui reaksi seperti alkilasi, asilasi, kuartenerisasi, fosforilasi, nitrasi, sulfonasi, xantasi, N-suksinilasi, tiolasi, serta kopolimerisasi graft, dan lain-lain. Sementara itu, gugus hidroksil umumnya dimodifikasi melalui O-asetilasi, sulfonasi, metilasi, hidroksilasi, serta pengikatan silang/grafting [88].

Di antara berbagai reaksi tersebut, pendekatan yang paling umum digunakan meliputi asilasi, alkilasi, karboksimetilasi, N-fosfometilasi, adisi Michael, kuartenerisasi, karboksialkilasi, hidroksilasi, fosforilasi, sulfasi, dan kopolimerisasi.

Reaksi substitusi yang menargetkan gugus amino—misalnya dengan senyawa amonium kuarterner—menghasilkan turunan kitosan hidrofilik yang telah banyak diteliti karena sifat antimikroba, hemostatik, antikoagulan, hidrogel, serta kemampuan pembentukan film [212]. Pendekatan ini dilakukan dengan terlebih dahulu mengubah gugus -NH₂ menjadi garam amonium kuarterner, melalui introduksi senyawa amonium kuarterner atau fosfonium kuarterner, sehingga diperoleh produk dengan kelarutan air yang lebih baik [213].

Salah satu turunan kitosan kuarterner yang paling penting adalah N,N,N-trimetil kitosan klorida, yang memiliki kelarutan sangat baik dalam larutan berair. Senyawa ini telah digunakan sebagai peningkat absorpsi cairan, agen antibakteri, dan vektor gen, serta meningkatkan bioadhesi, biokompatibilitas, kelarutan, viskositas, dan indeks pengembangan (swelling index) polimer yang dihasilkan [213,214].

Modifikasi melalui fosfometilasi yang menargetkan gugus amino menghasilkan produk dengan kelarutan lebih baik, sifat bakterisidal, kemampuan mengkelat logam berat, serta potensi dalam rekayasa jaringan. Sementara itu, modifikasi pada nitrogen dengan gugus N-metilen fosfonat, N,N-dikarboksimetil, dan N-[(2-hidroksi-3-trimetilamonium)propil] menghasilkan kitosan yang larut dalam air [211].

Reaksi substitusi selektif pada gugus amino dengan melindungi gugus –OH pada posisi C3 dan C6 kitosan merupakan strategi efektif untuk mensintesis turunan N-kuarterner kitosan yang homogen tanpa substitusi O-metil maupun O-sililasi [211].

Gambar 4. Gugus fungsional kitosan (–OH, –NH₂) sebagai target modifikasi kimia

 

Balutan luka hemostatik kitosan yang difungsionalisasi ganda telah diformulasikan menggunakan variasi rasio kitosan terkuartenerisasi dan kitosan terfosforilasi, ditambah asam tanat yang berperan sebagai adjuvan hemostatik sekaligus pengikat silang (crosslinker), serta poli-ε-lisin untuk memberikan sifat elastis dan adhesif [215].

Sebaliknya, N-asilasi menghasilkan kitosan yang lebih hidrofobik, misalnya melalui pencangkokan asam lemak lewat reaksi amidasi antara gugus –COOH asam lemak dengan –NH₂ kitosan. Proses kimia ini menggunakan pereaksi seperti asil halida atau anhidrida asam dalam pelarut piridina, kloroform/piridina, atau metanol/air/asam asetat. Reaksi ini juga dapat menghasilkan O-alkil kitosan pada gugus C2 dan C6–OH. Untuk menghindarinya, diperlukan proteksi menggunakan gugus tritil [204]. Dua turunan alkinoil-kitosan yang dapat digunakan sebagai alat penghubung molekul lain melalui kimia “click”, yaitu satu dengan spacer alkil yang larut dalam medium organik dan satu lagi dengan spacer yang larut dalam air, telah disintesis dengan mengintroduksi gugus alkuna pada gugus amino kitosan tanpa menggunakan gugus pelindung [216].

Reaksi yang menargetkan gugus hidroksil (–OH) biasanya memerlukan perlindungan awal terhadap gugus –NH₂. Hal ini umumnya dilakukan menggunakan anhidrida ftalat, yang memungkinkan proses regioselektif, misalnya dengan memasukkan cabang gula untuk meningkatkan kelarutan kitosan dalam air [217]. Gugus ftaloil kemudian dapat dengan mudah dihilangkan dengan memasukkan gugus penarik elektron (misalnya –NO₂, –Cl) pada cincin aromatik ftaloil untuk membuka kembali proteksi gugus amino [218]. Melalui strategi ini telah dihasilkan produk dengan aktivitas antijamur dan film yang fleksibel [219].

Perlu dicatat bahwa meskipun gugus C2–NH₂ atau C6–OH relatif mudah diakses dan dimodifikasi, hambatan sterik pada gugus C3–OH sering kali menyulitkan proses modifikasi, walaupun secara kimia tetap dapat dimodifikasi melalui metilasi, asilasi, atau sulfasi [220].

Sulfonasi menghasilkan kitosan dengan berbagai aktivitas bioaktif seperti antioksidan dan antikoagulan. Sebagai contoh, kitosan tersulfonasi menggunakan klorosulfonat menunjukkan peningkatan aktivitas antioksidan [221], sedangkan sulfonasi kitosan untuk implan logam meningkatkan hidrofilisitas implan sekaligus menurunkan deposisi kalsium [211].

Tiolasi kitosan—dengan penambahan senyawa seperti sistein, asam tiolaktat, asam tioglikolat, homosistein, tiobutilamidin, glutathion, dan lain-lain—digunakan untuk menghasilkan film, hidrogel, dan nanopartikel untuk aplikasi biomedis dan pangan. Sementara itu, fosforilasi menggunakan fosfor pentaoksida dalam pelarut asam metansulfonat menghasilkan kitosan dengan kelarutan air tinggi dan kemampuan mengkelat logam yang penting untuk rekayasa jaringan, perantara penghantaran obat, dan industri pangan [222].

Karboksialkilasi kitosan menghasilkan polimer yang larut air dan bersifat amfoter, tidak toksik, biokompatibel, serta biodegradabel, sehingga sesuai untuk aplikasi biomedis sebagai agen antimikroba, biosensor, penyembuhan luka, industri pangan, dan bioimaging [222]. O-alkilasi kitosan membuatnya larut dalam kloroform, etanol, air, dan asam asetat [88], sedangkan fosforilasi, kuartenerisasi, dan karboksimetilasi secara signifikan meningkatkan kelarutan kitosan dalam berbagai pelarut pada kondisi lingkungan.

Kopolimerisasi graft/pengikatan silang juga merupakan strategi penting untuk merekayasa dan memperluas aplikasi kitosan. Untuk tujuan ini, berbagai inisiator redoks seperti reagen Fenton, cerium amonium nitrat, amonium dan kalium persulfat, kalium diperiodatokuproat, ferrous amonium sulfat, enzim, serta iradiasi gelombang mikro dan sinar gamma banyak digunakan [96,222]. Pencangkokan yang diinisiasi radikal bebas merupakan pendekatan paling umum. 

Contohnya meliputi:

• kitosan-graft-poli(N-hidroksi etil akrilamida) menggunakan inisiator kalium persulfat [223],
• poliakrilonitril-g-kitosan (PAN-g-CS) dengan inisiator cerium amonium nitrat [224],
• kitosan graft biner dengan dua monomer (akrilamida dan (2-metakriloiloksi etil) trimetil amonium klorida) melalui radiasi gamma [225],
• kopolimer graft kitosan dengan poli[2-(akriloloksi)etil trimetilamonium klorida] menggunakan kalium persulfat [226],
• kitosan-g-polianilin dengan APS sebagai inisiator [227].

Berbagai molekul pengikat silang seperti senyawa fenolik sederhana, glutaraldehida, epiklorohidrin, etilen glikol, diglisidil eter, dan natrium tripolifosfat juga digunakan [11,88,227,228]. Pengikatan silang kitosan yang dimediasi glutaraldehida melalui pembentukan basa Schiff (imina) merupakan teknik yang paling banyak dipelajari. Reaksi ini melibatkan kondensasi antara gugus aldehida dan gugus amina primer pada rantai kitosan di hadapan hidrogen labil. Pengikatan silang dengan glutaraldehida menghasilkan polimer dengan kecenderungan adsorpsi tinggi terhadap ion logam seperti Cd > Cu > Ni > Ag > Pb > Zn [222].

Biopolimer benzoyl-kitosan, yang berperan penting dalam penghantaran obat, kosmetik, dan manajemen penyembuhan luka, diperoleh melalui sintesis turunan o-benzoyl kitosan dari asam benzoat dan p-metoksibenzoat melalui asilasi yang dimediasi anhidrida asam trifluoroasetat/asam fosfat [222]. Baru-baru ini, hidrogel berbasis kitosan dengan kemampuan gelasi cepat, elastisitas yang dapat disesuaikan, dan sifat mekanik terkontrol diperoleh melalui pengikatan silang basa Schiff antara pati bercabang yang didialdehida dengan gugus amino kitosan [229]. Di sisi lain, reaksi epoksidasi digunakan untuk menghasilkan polimer kitosan yang lebih keras [206,230].

Modifikasi kitosan yang diinduksi radiasi merupakan alternatif bebas toksik yang semakin berkembang untuk menggantikan molekul pengikat silang kimia. Sejumlah penelitian menunjukkan kemungkinan mengintroduksi berbagai molekul fungsional ke dalam tulang punggung kitosan melalui radiasi, termasuk sintesis kopolimer kitosan-g-asam maleat [231] serta pencangkokan asam akrilat, akrilamida, dan akrilonitril pada kitosan melalui radiasi gelombang mikro [232].

Selain radiasi, enzim juga berkembang sebagai strategi paling aman untuk memodifikasi atau mensintesis polimer berbasis kitosan. Banyak turunan kitosan dengan sifat unik—seperti peningkatan kelarutan air, stabilitas termal, sensitivitas pH, dan daya rekat—telah berhasil disintesis. Sistem redoks TEMPO/lakase digunakan untuk mengoksidasi secara selektif gugus C6 kitosan guna menghasilkan kitosan larut air [233], serta untuk mensintesis hidrogel berbasis kitosan menggunakan lignin dan fenolik sederhana sebagai pengikat silang [169,230,234]. Sebagai contoh, enzim fosforilase digunakan untuk menghasilkan kopolimer kitosan-g-amilosa melalui reaksi antara kitosan dan α-D-glukosa-1-fosfat [235].

Secara ringkas, tersedia berbagai strategi yang terus berkembang untuk merekayasa kitosan sesuai kebutuhan berbagai aplikasi industri.

 

7. Kesimpulan dan Perspektif Masa Depan

Kemajuan signifikan terus dicapai dalam pengembangan teknologi produksi kitosan dari sumber-sumber baru yang inovatif dan menjanjikan, seperti serangga dan jamur, seiring dengan perkembangan budidaya serangga (bioteknologi serangga) dan proses fermentasi jamur. Sumber-sumber baru ini tidak hanya menyediakan alternatif bahan baku kitosan, tetapi juga menghasilkan kitosan dengan sifat unggul yang lebih mudah dan aman digunakan dalam aplikasi pangan, medis, dan farmasi, sekaligus mengatasi berbagai tantangan yang sering dijumpai pada kitosan berbasis laut yang diperoleh sebagai produk samping industri pengolahan pangan.

Temuan bahwa kitosan dengan DDA dan berat molekul (Mw) berbeda secara signifikan memengaruhi sifat intrinsik dan fungsinya semakin memperluas peluang rekayasa kitosan untuk aplikasi spesifik, khususnya dalam rekayasa jaringan dan proses penyembuhan luka. Meningkatnya permintaan terhadap kitosan, yang diiringi dengan pemahaman yang semakin baik mengenai sifat-sifatnya, teknik ekstraksi, serta berbagai metode modifikasi kimia dan rekayasa sifatnya, secara nyata memperluas bidang aplikasinya.

Meskipun kitosan dari krustasea laut selama ini mendominasi penggunaan industri karena ketersediaannya yang melimpah sebagai hasil samping industri pangan, kitosan dari jamur dan serangga diperkirakan akan menjadi bahan baku utama di masa depan. Hal ini didorong oleh peningkatan ketersediaan melalui kemajuan proses bioteknologi untuk produksi massal.

Sebagai contoh, meningkatnya pemanfaatan serangga dan pesatnya perkembangan bioteknologi serangga sebagai sumber protein baru untuk pangan manusia dan pakan ternak, serta kemajuan teknologi fermentasi biomassa jamur dengan sifat unggulnya, kembali menempatkan kitosan sebagai bahan baku strategis yang penting di masa depan. Dengan demikian, potensi pemanfaatan kitosan secara nyata untuk aplikasi industri sebenarnya baru mulai berkembang.

 

REFERENSI

 

1.Kaya M., Lelešius E., Nagrockaitė R., Sargin I., Arslan G., Mol A., Baran T., Can E., Bitim B. Differentiations of Chitin Content and Surface Morphologies of Chitins Extracted from Male and Female Grasshopper Species. PLoS ONE. 2015;10:e0115531. doi: 10.1371/journal.pone.0115531. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

2.Joseph S.M., Krishnamoorthy S., Paranthaman R., Moses J., Anandharamakrishnan C. A review on source-specific chemistry, functionality, and applications of chitin and chitosan. Carbohydr. Polym. Technol. Appl. 2021;2:100036. doi: 10.1016/j.carpta.2021.100036. [DOI] [Google Scholar]

3.Crognale S., Russo C., Petruccioli M., D’Annibale A. Chitosan Production by Fungi: Current State of Knowledge, Future Opportunities and Constraints. Fermentation. 2022;8:76. doi: 10.3390/fermentation8020076. [DOI] [Google Scholar]

4.Yeul V.S., Rayalu S.S. Unprecedented Chitin and Chitosan: A Chemical Overview. J. Polym. Environ. 2012;21:606–614. doi: 10.1007/s10924-012-0458-x. [DOI] [Google Scholar]

5.Abidin N.Z., Kormin F., Abidin N.Z., Anuar N.M., Abu Bakar M. The Potential of Insects as Alternative Sources of Chitin: An Overview on the Chemical Method of Extraction from Various Sources. Int. J. Mol. Sci. 2020;21:4978. doi: 10.3390/ijms21144978. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

6.Elsoud M.M.A., El Kady E.M. Current trends in fungal biosynthesis of chitin and chitosan. Bull. Natl. Res. Cent. 2019;43:59. doi: 10.1186/s42269-019-0105-y. [DOI] [Google Scholar]

7.Ahmad S.I., Ahmad R., Khan M.S., Kant R., Shahid S., Gautam L., Hasan G.M., Hassan I. Chitin and its derivatives: Structural properties and biomedical applications. Int. J. Biol. Macromol. 2020;164:526–539. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.07.098. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

8.Dutta P.K., Dutta J., Tripathi V.S. Chitin and chitosan: Chemistry, properties and applications. J. Sci. Ind. Res. 2004;63:20–31. [Google Scholar]

9.Dhillon G.S., Kaur S., Brar S.K., Verma M. Green synthesis approach: Extraction of chitosan from fungus mycelia. Crit. Rev. Biotechnol. 2012;33:379–403. doi: 10.3109/07388551.2012.717217. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

10.Philibert T., Lee B.H., Fabien N. Current Status and New Perspectives on Chitin and Chitosan as Functional Biopolymers. Appl. Biochem. Biotechnol. 2017;181:1314–1337. doi: 10.1007/s12010-016-2286-2. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

11.Guebitz G.M., Pellis A., Nyanhongo G.S. Delivery of Biomolecules Using Chitosan Wound Dressings. In: Jayakumar R., Prabaharan M., editors. Chitosan for Biomaterials IV: Biomedical Applications. Springer; Cham, Switzerland: 2021. pp. 447–467. [DOI] [Google Scholar]

12.Yang E., Hou W., Liu K., Yang H., Wei W., Kang H., Dai H. A multifunctional chitosan hydrogel dressing for liver hemostasis and infected wound healing. Carbohydr. Polym. 2022;291:119631. doi: 10.1016/j.carbpol.2022.119631. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

13.Wang Y., Ma Y., Jiang Z., Hu H., Wang S., Chi J., Qiao J., Zhang W., Wang Z., Liu W., et al. Multifunctional effects of wound dressing based on chitosan-coordinated argentum with resistant bacterial penetration. Carbohydr. Polym. 2022;288:119329. doi: 10.1016/j.carbpol.2022.119329. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

14.Hasibuan P.A.Z., Yuandani, Tanjung M., Gea S., Pasaribu K.M., Harahap M., Perangin-Angin Y.A., Prayoga A., Ginting J.G. Antimicrobial and antihemolytic properties of a CNF/AgNP-chitosan film: A potential wound dressing material. Heliyon. 2021;7:e08197. doi: 10.1016/j.heliyon.2021.e08197. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

15.Chowdhury F., Ahmed S., Rahman M., Ahmed A., Hossain D., Reza H.M., Park S.Y., Sharker S.M. Chronic Wound-dressing Chitosan-Polyphenolic Patch for pH Responsive Local Antibacterial Activity. Mater. Today Commun. 2022;31:103310. doi: 10.1016/j.mtcomm.2022.103310. [DOI] [Google Scholar]

16.Tamer T., Kenawy E., Agwa M., Sabra S., El-Meligy M., Mohy-Eldin M. Wound dressing membranes based on immobilized Anisaldehyde onto (chitosan-GA-gelatin) copolymer: In-vitro and in-vivo evaluations. Int. J. Biol. Macromol. 2022;211:94–106. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2022.05.061. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

17.Liu Z., Wang K., Peng X., Zhang L. Chitosan-based drug delivery systems: Current strategic design and potential application in human hard tissue repair. Eur. Polym. J. 2022;166:110979. doi: 10.1016/j.eurpolymj.2021.110979. [DOI] [Google Scholar]

18.Kulkarni N., Jain P., Shindikar A., Suryawanshi P., Thorat N. Advances in the colon-targeted chitosan based multiunit drug delivery systems for the treatment of inflammatory bowel disease. Carbohydr. Polym. 2022;288:119351. doi: 10.1016/j.carbpol.2022.119351. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

19.Liu L., Gao Q., Lu X., Zhou H. In situ forming hydrogels based on chitosan for drug delivery and tissue regeneration. Asian J. Pharm. Sci. 2016;11:673–683. doi: 10.1016/j.ajps.2016.07.001. [DOI] [Google Scholar]

20.Singha I., Basu A. Chitosan based injectable hydrogels for smart drug delivery applications. Sensors Int. 2022;3:100168. doi: 10.1016/j.sintl.2022.100168. [DOI] [Google Scholar]

21.Aranaz I., Alcántara A.R., Civera M.C., Arias C., Elorza B., Caballero A.H., Acosta N. Chitosan: An Overview of Its Properties and Applications. Polymers. 2021;13:3256. doi: 10.3390/polym13193256. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

22.Cheung R.C.F., Ng T.B., Wong J.H., Chan W.Y. Chitosan: An Update on Potential Biomedical and Pharmaceutical Applications. Mar. Drugs. 2015;13:5156–5186. doi: 10.3390/md13085156. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

23.Wang J., Wang K., Liang J., Jin J., Wang X., Yan S. Chitosan-tripolyphosphate nanoparticles-mediated co-delivery of MTHFD1L shRNA and 5-aminolevulinic acid for combination photodynamic-gene therapy in oral cancer. Photodiagnosis Photodyn. Ther. 2021;36:102581. doi: 10.1016/j.pdpdt.2021.102581. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

24.Miao J., Yang X.-Q., Gao Z., Li Q., Meng T.-T., Wu J.-Y., Yuan H., Hu F.-Q. Redox-responsive chitosan oligosaccharide-SS-Octadecylamine polymeric carrier for efficient anti-Hepatitis B Virus gene therapy. Carbohydr. Polym. 2019;212:215–221. doi: 10.1016/j.carbpol.2019.02.047. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

25.Kurakula M., Gorityala S., Moharir K. Recent trends in design and evaluation of chitosan-based colon targeted drug delivery systems: Update 2020. J. Drug Deliv. Sci. Technol. 2021;64:102579. doi: 10.1016/j.jddst.2021.102579. [DOI] [Google Scholar]

26.Ahmed S., Ikram S. Chitosan Based Scaffolds and Their Applications in Wound Healing. Achiev. Life Sci. 2016;10:27–37. doi: 10.1016/j.als.2016.04.001. [DOI] [Google Scholar]

27.Lodhi G., Kim Y.-S., Hwang J.-W., Kim S.-K., Jeon Y.-J., Je J.-Y., Ahn C.-B., Moon S.-H., Jeon B.-T., Park P.-J. Chitooligosaccharide and Its Derivatives: Preparation and Biological Applications. BioMed Res. Int. 2014;2014:654913. doi: 10.1155/2014/654913. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

28.Jiménez-Gómez C.P., Cecilia J.A. Chitosan: A Natural Biopolymer with a Wide and Varied Range of Applications. Molecules. 2020;25:3981. doi: 10.3390/molecules25173981. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

29.Pita-López M.L., Fletes-Vargas G., Espinosa-Andrews H., Rodríguez-Rodríguez R. Physically cross-linked chitosan-based hydrogels for tissue engineering applications: A state-of-the-art review. Eur. Polym. J. 2021;145:110176. doi: 10.1016/j.eurpolymj.2020.110176. [DOI] [Google Scholar]

30.Kazemi-Aghdam F., Jahed V., Dehghan-Niri M., Ganji F., Vasheghani-Farahani E. Injectable chitosan hydrogel embedding modified Halloysite nanotubes for bone tissue engineering. Carbohydr. Polym. 2021;269:118311. doi: 10.1016/j.carbpol.2021.118311. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

31.Davachi S.M., Haramshahi S.M.A., Akhavirad S.A., Bahrami N., Hassanzadeh S., Ezzatpour S., Hassanzadeh N., Kebria M.M., Khanmohammadi M., Bagher Z. Development of chitosan/hyaluronic acid hydrogel scaffolds via enzymatic reaction for cartilage tissue engineering. Mater. Today Commun. 2022;30:103230. doi: 10.1016/j.mtcomm.2022.103230. [DOI] [Google Scholar]

32.Valachová K., El Meligy M.A., Šoltés L. Hyaluronic acid and chitosan-based electrospun wound dressings: Problems and solutions. Int. J. Biol. Macromol. 2022;206:74–91. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2022.02.117. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

33.Zeng X., Chen B., Wang L., Sun Y., Jin Z., Liu X., Ouyang L., Liao Y. Chitosan@Puerarin hydrogel for accelerated wound healing in diabetic subjects by miR-29ab1 mediated inflammatory axis suppression. Bioact. Mater. 2022;19:653–665. doi: 10.1016/j.bioactmat.2022.04.032. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

34.Mondéjar-López M., López-Jimenez A.J., Martínez J.C.G., Ahrazem O., Gómez-Gómez L., Niza E. Comparative evaluation of carvacrol and eugenol chitosan nanoparticles as eco-friendly preservative agents in cosmetics. Int. J. Biol. Macromol. 2022;206:288–297. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2022.02.164. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

35.Ta Q., Ting J., Harwood S., Browning N., Simm A., Ross K., Olier I., Al-Kassas R. Chitosan nanoparticles for enhancing drugs and cosmetic components penetration through the skin. Eur. J. Pharm. Sci. 2021;160:105765. doi: 10.1016/j.ejps.2021.105765. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

36.Morsy R., Ali S.S., El-Shetehy M. Development of hydroxyapatite-chitosan gel sunscreen combating clinical multidrug-resistant bacteria. J. Mol. Struct. 2017;1143:251–258. doi: 10.1016/j.molstruc.2017.04.090. [DOI] [Google Scholar]

37.Resende A.H.M., Farias J.M., Silva D.D., Rufino R.D., Luna J.M., Stamford T.C.M., Sarubbo L.A. Application of biosurfactants and chitosan in toothpaste formulation. Colloids Surf. B Biointerfaces. 2019;181:77–84. doi: 10.1016/j.colsurfb.2019.05.032. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

38.Tabatabaei M., Rajaei A., Hosseini E., Aghbashlo M., Gupta V.K., Lam S.S. Effect of type of fatty acid attached to chitosan on walnut oil-in-water Pickering emulsion properties. Carbohydr. Polym. 2022;291:119566. doi: 10.1016/j.carbpol.2022.119566. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

39.Cazón P., Velazquez G., Ramírez J.A., Vázquez M. Polysaccharide-based films and coatings for food packaging: A review. Food Hydrocoll. 2017;68:136–148. doi: 10.1016/j.foodhyd.2016.09.009. [DOI] [Google Scholar]

40.Rajaei A., Hadian M., Mohsenifar A., Rahmani-Cherati T., Tabatabaei M. A coating based on clove essential oils encapsulated by chitosan-myristic acid nanogel efficiently enhanced the shelf-life of beef cutlets. Food Packag. Shelf Life. 2017;14:137–145. doi: 10.1016/j.fpsl.2017.10.005. [DOI] [Google Scholar]

41.Chen S., Han Y., Jian L., Liao W., Zhang Y., Gao Y. Fabrication, characterization, physicochemical stability of zein-chitosan nanocomplex for co-encapsulating curcumin and resveratrol. Carbohydr. Polym. 2020;236:116090. doi: 10.1016/j.carbpol.2020.116090. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

42.Tanpichai S., Srimarut Y., Woraprayote W., Malila Y. Chitosan coating for the preparation of multilayer coated paper for food-contact packaging: Wettability, mechanical properties, and overall migration. Int. J. Biol. Macromol. 2022;213:534–545. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2022.05.193. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

43.Zhao W., Liang X., Wang X., Wang S., Wang L., Jiang Y. Chitosan based film reinforced with EGCG loaded melanin-like nanocomposite (EGCG@MNPs) for active food packaging. Carbohydr. Polym. 2022;290:119471. doi: 10.1016/j.carbpol.2022.119471. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

44.Maleki G., Woltering E.J., Mozafari M. Applications of chitosan-based carrier as an encapsulating agent in food industry. Trends Food Sci. Technol. 2022;120:88–99. doi: 10.1016/j.tifs.2022.01.001. [DOI] [Google Scholar]

45.Flórez M., Guerra-Rodríguez E., Cazón P., Vázquez M. Chitosan for food packaging: Recent advances in active and intelligent films. Food Hydrocoll. 2021;124:107328. doi: 10.1016/j.foodhyd.2021.107328. [DOI] [Google Scholar]

46.Qu B., Luo Y. Chitosan-based hydrogel beads: Preparations, modifications and applications in food and agriculture sectors—A review. Int. J. Biol. Macromol. 2020;152:437–448. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.02.240. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

47.Yuan X., Zheng J., Jiao S., Cheng G., Feng C., Du Y., Liu H. A review on the preparation of chitosan oligosaccharides and application to human health, animal husbandry and agricultural production. Carbohydr. Polym. 2019;220:60–70. doi: 10.1016/j.carbpol.2019.05.050. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

48.Paulraj M.G., Ignacimuthu S., Gandhi M.R., Shajahan A., Ganesan P., Packiam S.M., Al-Dhabi N.A. Comparative studies of tripolyphosphate and glutaraldehyde cross-linked chitosan-botanical pesticide nanoparticles and their agricultural applications. Int. J. Biol. Macromol. 2017;104:1813–1819. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2017.06.043. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

49.Masteri-Farahani M., Shahsavarifar S. Chemical functionalization of chitosan biopolymer and chitosan-magnetite nanocomposite with sulfonic acid for acid-catalyzed reactions. Chin. J. Chem. Eng. 2021;39:154–161. doi: 10.1016/j.cjche.2021.04.037. [DOI] [Google Scholar]

50.Kumari S., Tiyyagura H.R., Pottathara Y.B., Sadasivuni K.K., Ponnamma D., Douglas T.E., Skirtach A.G., Mohan M. Surface functionalization of chitosan as a coating material for orthopaedic applications: A comprehensive review. Carbohydr. Polym. 2020;255:117487. doi: 10.1016/j.carbpol.2020.117487. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

51.Verma M.L., Dhanya B., Sukriti, Rani V., Thakur M., Jeslin J., Kushwaha R. Carbohydrate and protein based biopolymeric nanoparticles: Current status and biotechnological applications. Int. J. Biol. Macromol. 2020;154:390–412. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.03.105. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

52.Yamazaki S., Takegawa A., Kaneko Y., Kadokawa J.-I., Yamagata M., Ishikawa M. An acidic cellulose–chitin hybrid gel as novel electrolyte for an electric double layer capacitor. Electrochem. Commun. 2009;11:68–70. doi: 10.1016/j.elecom.2008.10.039. [DOI] [Google Scholar]

53.Guo Y., Chen X., Xie Y., Shen Z., Ling Y., Xue X., Tong Y., Wang J., Zhang W., Zhao J. A gel polymer electrolyte film based on chitosan derivative and ionic liquid for the LiFePO4 cathode solid Li metal battery. Mater. Today Commun. 2022;31:103597. doi: 10.1016/j.mtcomm.2022.103597. [DOI] [Google Scholar]

54.Hamza M.F., Mira H., Wei Y., Aboelenin S.M., Guibal E., Salem W.M. Sulfonation of chitosan for enhanced sorption of Li(I) from acidic solutions—Application to metal recovery from waste Li-ion mobile battery. Chem. Eng. J. 2022;441:135941. doi: 10.1016/j.cej.2022.135941. [DOI] [Google Scholar]

55.Feng J., Yi H., Lei Z., Wang J., Zeng H., Deng Y., Wang C. A three-dimensional crosslinked chitosan sulfate network binder for high-performance Li–S batteries. J. Energy Chem. 2020;56:171–178. doi: 10.1016/j.jechem.2020.07.060. [DOI] [Google Scholar]

56.Chai L., Qu Q., Zhang L., Shen M., Zhang L., Zheng H. Chitosan, a new and environmental benign electrode binder for use with graphite anode in lithium-ion batteries. Electrochimica Acta. 2013;105:378–383. doi: 10.1016/j.electacta.2013.05.009. [DOI] [Google Scholar]

57.Reshad R.A.I., Alam Jishan T., Chowdhury N.N. Chitosan and its Broad Applications: A Brief Review. J. Clin. Exp. Investig. 2021;12:em00779. doi: 10.29333/jcei/11268. [DOI] [Google Scholar]

58.Shang J., Shao Z., Chen X. Chitosan-based electroactive hydrogel. Polymer. 2008;49:5520–5525. doi: 10.1016/j.polymer.2008.09.067. [DOI] [Google Scholar]

59.Mourya V., Inamdar N.N. Chitosan-modifications and applications: Opportunities galore. React. Funct. Polym. 2008;68:1013–1051. doi: 10.1016/j.reactfunctpolym.2008.03.002. [DOI] [Google Scholar]

60.Chungsiriporn J., Khunthongkaew P., Wongnoipla Y., Sopajarn A., Karrila S., Iewkittayakorn J. Fibrous packaging paper made of oil palm fiber with beeswax-chitosan solution to improve water resistance. Ind. Crop. Prod. 2022;177:114541. doi: 10.1016/j.indcrop.2022.114541. [DOI] [Google Scholar]

61.Bhardwaj S., Bhardwaj N.K., Negi Y.S. Surface coating of chitosan of different degree of acetylation on non surface sized writing and printing grade paper. Carbohydr. Polym. 2021;269:117674. doi: 10.1016/j.carbpol.2021.117674. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

62.Parween S., Bhatnagar I., Bhosale S., Paradkar S., Michael I.J., Rao C.M., Asthana A. Cross-linked chitosan biofunctionalized paper-based microfluidic device towards long term stabilization of blood typing antibodies. Int. J. Biol. Macromol. 2020;163:1233–1239. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.07.075. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

63.Mohan V L., Shiva Nagendraa S.M., Maiyab M.P. Photocatalytic degradation of gaseous toluene using self-assembled air filter based on chitosan/activated carbon/TiO2. J. Environ. Chem. Eng. 2019;7:103455. doi: 10.1016/j.jece.2019.103455. [DOI] [Google Scholar]

64.Ribeiro E.S., de Farias B.S., Junior T.R.S.C., Pinto L.A.D.A., Diaz P.S. Chitosan–based nanofibers for enzyme immobilization. Int. J. Biol. Macromol. 2021;183:1959–1970. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2021.05.214. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

65.Ji S., Liu W., Su S., Gan C., Jia C. Chitosan derivative functionalized carbon nanotubes as carriers for enzyme immobilization to improve synthetic efficiency of ethyl caproate. LWT. 2021;149:111897. doi: 10.1016/j.lwt.2021.111897. [DOI] [Google Scholar]

66.Nouri M., Khodaiyan F. Green synthesis of chitosan magnetic nanoparticles and their application with poly-aldehyde kefiran cross-linker to immobilize pectinase enzyme. Biocatal. Agric. Biotechnol. 2020;29:101681. doi: 10.1016/j.bcab.2020.101681. [DOI] [Google Scholar]

67.Ji X., Guo M. Preparation and properties of a chitosan-lignin wood adhesive. Int. J. Adhes. Adhes. 2018;82:8–13. doi: 10.1016/j.ijadhadh.2017.12.005. [DOI] [Google Scholar]

68.Xi X., Pizzi A., Lei H., Zhang B., Chen X., Du G. Environmentally friendly chitosan adhesives for plywood bonding. Int. J. Adhes. Adhes. 2021;112:103027. doi: 10.1016/j.ijadhadh.2021.103027. [DOI] [Google Scholar]

69.Shalbafan A., Hassannejad H., Rahmaninia M. Formaldehyde adsorption capacity of chitosan derivatives as bio-adsorbents for wood-based panels. Int. J. Adhes. Adhes. 2020;102:102669. doi: 10.1016/j.ijadhadh.2020.102669. [DOI] [Google Scholar]

70.Sarode S., Upadhyay P., Khosa M., Mak T., Shakir A., Song S., Ullah A. Overview of wastewater treatment methods with special focus on biopolymer chitin-chitosan. Int. J. Biol. Macromol. 2018;121:1086–1100. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.10.089. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

71.Sakib M.N., Mallik A.K., Rahman M.M. Update on chitosan-based electrospun nanofibers for wastewater treatment: A review. Carbohydr. Polym. Technol. Appl. 2021;2:100064. doi: 10.1016/j.carpta.2021.100064. [DOI] [Google Scholar]

72.Youcefi F., Ouahab L.W., Borsali L., Bengherbi S.E.-I. Heavy metal removal efficiency and antibacterial activity of chitosan beads prepared from crustacean waste. Mater. Today Proc. 2022;53:265–268. doi: 10.1016/j.matpr.2022.01.089. [DOI] [Google Scholar]

73.Ekka B., Mieriņa I., Juhna T., Kokina K., Turks M. Synergistic effect of activated charcoal and chitosan on treatment of dairy wastewaters. Mater. Today Commun. 2022;31:103477. doi: 10.1016/j.mtcomm.2022.103477. [DOI] [Google Scholar]

74.Iber B.T., Okomoda V.T., Rozaimah S.A., Kasan N.A. Eco-friendly approaches to aquaculture wastewater treatment: Assessment of natural coagulants vis-a-vis chitosan. Bioresour. Technol. Rep. 2021;15:100702. doi: 10.1016/j.biteb.2021.100702. [DOI] [Google Scholar]

75.Hou J., Aydemir B.E., Dumanli A.G. Understanding the structural diversity of chitins as a versatile biomaterial. Philos. Trans. R. Soc. Lond. Ser. A Math. Phys. Eng. Sci. 2021;379:20200331. doi: 10.1098/rsta.2020.0331. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

76.Santos V.P., Marques N.S.S., Maia P.C.S.V., De Lima M.A.B., de Oliveira Franco L., De Campos-Takaki G.M. Seafood Waste as Attractive Source of Chitin and Chitosan Production and Their Applications. Int. J. Mol. Sci. 2020;21:4290. doi: 10.3390/ijms21124290. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

77.Elieh-Ali-Komi D., Hamblin M.R. Chitin and Chitosan: Production and Application of Versatile Biomedical Nanomaterials. Int. J. Adv. Res. 2016;4:411–427. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

78.Liu X., Cooper A.M., Zhang J., Zhu K.Y. Biosynthesis, modifications and degradation of chitin in the formation and turnover of peritrophic matrix in insects. J. Insect Physiol. 2019;114:109–115. doi: 10.1016/j.jinsphys.2019.03.006. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

79.Merzendorfer H. The cellular basis of chitin synthesis in fungi and insects: Common principles and differences. Eur. J. Cell Biol. 2011;90:759–769. doi: 10.1016/j.ejcb.2011.04.014. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

80.Bastiaens L., Soetemans L., D’Hondt E., Elst K. Chitin and Chitosan: Properties and Applications. Wiley; Hoboken, NJ, USA: 2019. Sources of Chitin and Chitosan and their Isolation; pp. 1–34. [DOI] [Google Scholar]

81.Kumirska J., Weinhold M.X., Thöming J., Stepnowski P. Biomedical Activity of Chitin/Chitosan Based Materials—Influence of Physicochemical Properties Apart from Molecular Weight and Degree of N-Acetylation. Polymers. 2011;3:1875–1901. doi: 10.3390/polym3041875. [DOI] [Google Scholar]

82.Zhu K.Y., Merzendorfer H., Zhang W., Zhang J., Muthukrishnan S. Biosynthesis, Turnover, and Functions of Chitin in Insects. Annu. Rev. Entomol. 2016;61:177–196. doi: 10.1146/annurev-ento-010715-023933. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

83.Ru G., Wu S., Yan X., Liu B., Gong P., Wang L., Feng J. Inverse solubility of chitin/chitosan in aqueous alkali solvents at low temperature. Carbohydr. Polym. 2018;206:487–492. doi: 10.1016/j.carbpol.2018.11.016. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

84.Hahn T., Tafi E., Paul A., Salvia R., Falabella P., Zibek S. Current state of chitin purification and chitosan production from insects. J. Chem. Technol. Biotechnol. 2020;95:2775–2795. doi: 10.1002/jctb.6533. [DOI] [Google Scholar]

85.Casadidio C., Peregrina D.V., Gigliobianco M.R., Deng S., Censi R., Di Martino P. Chitin and Chitosans: Characteristics, Eco-Friendly Processes, and Applications in Cosmetic Science. Mar. Drugs. 2019;17:369. doi: 10.3390/md17060369. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

86.Gow N.A.R., Latge J.-P., Munro C.A. The Fungal Cell Wall: Structure, Biosynthesis, and Function. Microbiol. Spectr. 2017;5:28513415. doi: 10.1128/microbiolspec.FUNK-0035-2016. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

87.Kjartansson G.T., Zivanovic S., Kristbergsson A.K., Weiss J. Sonication-Assisted Extraction of Chitin from North Atlantic Shrimps (Pandalus borealis) J. Agric. Food Chem. 2006;54:5894–5902. doi: 10.1021/jf060646w. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

88.El Knidri H., Belaabed R., Addaou A., Laajeb A., Lahsini A. Extraction, chemical modification and characterization of chitin and chitosan. Int. J. Biol. Macromol. 2018;120:1181–1189. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.08.139. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

89.Kurita K. Chitin and Chitosan: Functional Biopolymers from Marine Crustaceans. Mar. Biotechnol. 2006;8:203–226. doi: 10.1007/s10126-005-0097-5. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

90.Kaur S., Dhillon G.S. Recent trends in biological extraction of chitin from marine shell wastes: A review. Crit. Rev. Biotechnol. 2015;35:44–61. doi: 10.3109/07388551.2013.798256. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

91.Bajaj M., Winter J., Gallert C. Effect of deproteination and deacetylation conditions on viscosity of chitin and chitosan extracted from Crangon crangon shrimp waste. Biochem. Eng. J. 2011;56:51–62. doi: 10.1016/j.bej.2011.05.006. [DOI] [Google Scholar]

92.Spranghers T., Ottoboni M., Klootwijk C., Ovyn A., Deboosere S., De Meulenaer B., Michiels J., Eeckhout M., De Clercq P., De Smet S. Nutritional composition of black soldier fly (Hermetia illucens) prepupae reared on different organic waste substrates. J. Sci. Food Agric. 2017;97:2594–2600. doi: 10.1002/jsfa.8081. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

93.Kaur S., Dhillon G.S. The versatile biopolymer chitosan: Potential sources, evaluation of extraction methods and applications. Crit. Rev. Microbiol. 2013;40:155–175. doi: 10.3109/1040841X.2013.770385. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

94.Srinivasan H., Kanayairam V., Ravichandran R. Chitin and chitosan preparation from shrimp shells Penaeus monodon and its human ovarian cancer cell line, PA-1. Int. J. Biol. Macromol. 2018;107:662–667. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2017.09.035. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

95.Mohan K., Ganesan A.R., Muralisankar T., Jayakumar R., Sathishkumar P., Uthayakumar V., Chandirasekar R., Revathi N. Recent insights into the extraction, characterization, and bioactivities of chitin and chitosan from insects. Trends Food Sci. Technol. 2020;105:17–42. doi: 10.1016/j.tifs.2020.08.016. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

96.Younes I., Rinaudo M. Chitin and Chitosan Preparation from Marine Sources. Structure, Properties and Applications. Mar. Drugs. 2015;13:1133–1174. doi: 10.3390/md13031133. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

97.Lopes C., Antelo L.T., Franco-Uría A., Alonso A., Perez-Martin R. Chitin production from crustacean biomass: Sustainability assessment of chemical and enzymatic processes. J. Clean. Prod. 2018;172:4140–4151. doi: 10.1016/j.jclepro.2017.01.082. [DOI] [Google Scholar]

98.Tasar O.C., Erdal S., Taskin M. Chitosan production by psychrotolerant Rhizopus oryzae in non-sterile open fermentation conditions. Int. J. Biol. Macromol. 2016;89:428–433. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2016.05.007. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

99.Huq T., Khan A., Brown D., Dhayagude N., He Z., Ni Y. Sources, production and commercial applications of fungal chitosan: A review. J. Bioresour. Bioprod. 2022;7:85–98. doi: 10.1016/j.jobab.2022.01.002. [DOI] [Google Scholar]

100.Kasongo K.J., Tubadi D.J., Bampole L.D., Kaniki T.A., Kanda N.J.M., Lukumu M.E. Extraction and characterization of chitin and chitosan from Termitomyces titanicus. SN Appl. Sci. 2020;2:406. doi: 10.1007/s42452-020-2186-5. [DOI] [Google Scholar]

101.Namboodiri M.M.T., Pakshirajan K. Waste Biorefinery. Elsevier; Amsterdam, The Netherlands: 2020. Chapter 10—Valorization of waste biomass for chitin and chitosan production; pp. 241–266. [DOI] [Google Scholar]

102.Li B., Zhang J., Dai F., Xia W. Purification of chitosan by using sol–gel immobilized pepsin deproteinization. Carbohydr. Polym. 2011;88:206–212. doi: 10.1016/j.carbpol.2011.11.092. [DOI] [Google Scholar]

103.Kumari S., Rath P., Kumar A.S.H., Tiwari T. Extraction and characterization of chitin and chitosan from fishery waste by chemical method. Environ. Technol. Innov. 2015;3:77–85. doi: 10.1016/j.eti.2015.01.002. [DOI] [Google Scholar]

104.Morgan K., Conway C., Faherty S., Quigley C. A Comparative Analysis of Conventional and Deep Eutectic Solvent (DES)-Mediated Strategies for the Extraction of Chitin from Marine Crustacean Shells. Molecules. 2021;26:7603. doi: 10.3390/molecules26247603. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

105.Kou S., Peters L.M., Mucalo M.R. Chitosan: A review of sources and preparation methods. Int. J. Biol. Macromol. 2020;169:85–94. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.12.005. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

106.Mohan K., Ganesan A.R., Ezhilarasi P., Kondamareddy K.K., Rajan D.K., Sathishkumar P., Rajarajeswaran J., Conterno L. Green and eco-friendly approaches for the extraction of chitin and chitosan: A review. Carbohydr. Polym. 2022;287:119349. doi: 10.1016/j.carbpol.2022.119349. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

107.Neves A.C., Zanette C., Grade S.T., Schaffer J.V., Alves H.J., Arantes M.K. Optimization of lactic fermentation for extraction of chitin from freshwater shrimp waste. Acta Sci. Technol. 2017;39:125–133. doi: 10.4025/actascitechnol.v39i2.29370. [DOI] [Google Scholar]

108.Deng J.-J., Mao H., Fang W., Li Z.-Q., Shi D., Li Z.-W., Zhou T., Luo X.-C. Enzymatic conversion and recovery of protein, chitin, and astaxanthin from shrimp shell waste. J. Clean. Prod. 2020;271:122655. doi: 10.1016/j.jclepro.2020.122655. [DOI] [Google Scholar]

109.Chakravarty J., Yang C.-L., Palmer J., Brigham C.J. Chitin Extraction from Lobster Shell Waste using Microbial Culture-based Methods. Appl. Food Biotechnol. 2018;5:141–154. doi: 10.22037/AFB.V5I3.20787. [DOI] [Google Scholar]

110.Rakshit S., Mondal S., Pal K., Jana A., Soren J.P., Barman P., Mondal K.C., Halder S.K. Extraction of chitin from Litopenaeus vannamei shell and its subsequent characterization: An approach of waste valorization through microbial bioprocessing. Bioprocess Biosyst. Eng. 2021;44:1943–1956. doi: 10.1007/s00449-021-02574-y. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

111.Castro R., Guerrero-Legarreta I., Bórquez R. Chitin extraction from Allopetrolisthes punctatus crab using lactic fermentation. Biotechnol. Rep. 2018;20:e00287. doi: 10.1016/j.btre.2018.e00287. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

112.Masselin A., Rousseau A., Pradeau S., Fort L., Gueret R., Buon L., Armand S., Cottaz S., Choisnard L., Fort S. Optimizing Chitin Depolymerization by Lysozyme to Long-Chain Oligosaccharides. Mar. Drugs. 2021;19:320. doi: 10.3390/md19060320. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

113.Guan F., Han Y., Yan K., Zhang Y., Zhang Z., Wu N., Tian J. Highly efficient production of chitooligosaccharides by enzymes mined directly from the marine metagenome. Carbohydr. Polym. 2020;234:115909. doi: 10.1016/j.carbpol.2020.115909. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

114.Synowiecki J., Al-Khateeb N.A.A.Q. The recovery of protein hydrolysate during enzymatic isolation of chitin from shrimp Crangon crangon processing discards. Food Chem. 2000;68:147–152. doi: 10.1016/S0308-8146(99)00165-X. [DOI] [Google Scholar]

115.Hongkulsup C., Khutoryanskiy V.V., Niranjan K. Enzyme assisted extraction of chitin from shrimp shells (Litopenaeus vannamei) J. Chem. Technol. Biotechnol. 2015;91:1250–1256. doi: 10.1002/jctb.4714. [DOI] [Google Scholar]

116.Xin R., Xie W., Xu Z., Che H., Zheng Z., Yang X. Efficient extraction of chitin from shrimp waste by mutagenized strain fermentation using atmospheric and room-temperature plasma. Int. J. Biol. Macromol. 2019;155:1561–1568. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2019.11.133. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

117.Taokaew S., Zhang X., Chuenkaek T., Kobayashi T. Chitin from fermentative extraction of crab shells using okara as a nutrient source and comparative analysis of structural differences from chemically extracted chitin. Biochem. Eng. J. 2020;159:107588. doi: 10.1016/j.bej.2020.107588. [DOI] [Google Scholar]

118.Liu Y., Xing R., Yang H., Liu S., Qin Y., Li K., Yu H., Li P. Chitin extraction from shrimp (Litopenaeus vannamei) shells by successive two-step fermentation with Lactobacillus rhamnoides and Bacillus amyloliquefaciens. Int. J. Biol. Macromol. 2020;148:424–433. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.01.124. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

119.Liu P., Liu S., Guo N., Mao X., Lin H., Xue C., Wei D. Cofermentation of Bacillus licheniformis and Gluconobacter oxydans for chitin extraction from shrimp waste. Biochem. Eng. J. 2014;91:10–15. doi: 10.1016/j.bej.2014.07.004. [DOI] [Google Scholar]

120.Aranday-García R., Saimoto H., Shirai K., Ifuku S. Chitin biological extraction from shrimp wastes and its fibrillation for elastic nanofiber sheets preparation. Carbohydr. Polym. 2019;213:112–120. doi: 10.1016/j.carbpol.2019.02.083. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

121.Chen Q., Xu A., Li Z., Wang J., Zhang S. Influence of anionic structure on the dissolution of chitosan in 1-butyl-3-methylimidazolium-based ionic liquids. Green Chem. 2011;13:3446–3452. doi: 10.1039/c1gc15703e. [DOI] [Google Scholar]

122.Morais E.S., Lopes A.M.D.C., Freire M.G., Freire C.S.R., Coutinho J.A.P., Silvestre A.J.D. Use of Ionic Liquids and Deep Eutectic Solvents in Polysaccharides Dissolution and Extraction Processes towards Sustainable Biomass Valorization. Molecules. 2020;25:3652. doi: 10.3390/molecules25163652. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

123.Huang W.-C., Zhao D., Guo N., Xue C., Mao X. Green and Facile Production of Chitin from Crustacean Shells Using a Natural Deep Eutectic Solvent. J. Agric. Food Chem. 2018;66:11897–11901. doi: 10.1021/acs.jafc.8b03847. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

124.Tolesa L.D., Gupta B.S., Lee M.-J. Chitin and chitosan production from shrimp shells using ammonium-based ionic liquids. Int. J. Biol. Macromol. 2019;130:818–826. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2019.03.018. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

125.Ma Q., Gao X., Bi X., Xia M., Han Q., Peng M., Tu L., Yang Y., Shen Y., Wang M. Combination of steam explosion and ionic liquid pretreatments for efficient utilization of fungal chitin from citric acid fermentation residue. Biomass Bioenergy. 2021;145:105967. doi: 10.1016/j.biombioe.2021.105967. [DOI] [Google Scholar]

126.Kadokawa J.-I. Dissolution, derivatization, and functionalization of chitin in ionic liquid. Int. J. Biol. Macromol. 2018;123:732–737. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.11.165. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

127.Feng M., He B., Chen X., Xu J., Lu X., Jia C., Sun J. Separation of chitin from shrimp shells enabled by transition metal salt aqueous solution and ionic liquid. Chin. J. Chem. Eng. 2022. In press . [DOI]

128.Berton P., Shamshina J.L., Ostadjoo S., King C.A., Rogers R.D. Enzymatic hydrolysis of ionic liquid-extracted chitin. Carbohydr. Polym. 2018;199:228–235. doi: 10.1016/j.carbpol.2018.07.014. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

129.Li Z., Liu C., Hong S., Lian H., Mei C., Lee J., Wu Q., Hubbe M.A., Li M.-C. Recent advances in extraction and processing of chitin using deep eutectic solvents. Chem. Eng. J. 2022;446:136953. doi: 10.1016/j.cej.2022.136953. [DOI] [Google Scholar]

130.Wang Y., Yang Y., Wang R., Zhu Y., Yang P., Lin Z., Wang Z., Cong W. Efficient extraction of chitin from crustacean waste via a novel ternary natural deep eutectic solvents. Carbohydr. Polym. 2022;286:119281. doi: 10.1016/j.carbpol.2022.119281. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

131.Saravana P.S., Ho T.C., Chae S.-J., Cho Y.-J., Park J.-S., Lee H.-J., Chun B.-S. Deep eutectic solvent-based extraction and fabrication of chitin films from crustacean waste. Carbohydr. Polym. 2018;195:622–630. doi: 10.1016/j.carbpol.2018.05.018. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

132.Sharma M., Mukesh C., Mondal D., Prasad K. Dissolution of α-chitin in deep eutectic solvents. RSC Adv. 2013;3:18149–18155. doi: 10.1039/c3ra43404d. [DOI] [Google Scholar]

133.Wang J., Teng C., Yan L. Applications of deep eutectic solvents in the extraction, dissolution, and functional materials of chitin: Research progress and prospects. Green Chem. 2021;24:552–564. doi: 10.1039/D1GC04340D. [DOI] [Google Scholar]

134.Sun X., Wei Q., Yang Y., Xiao Z., Ren X. In-depth study on the extraction and mechanism of high-purity chitin based on NADESs method. J. Environ. Chem. Eng. 2021;10:106859. doi: 10.1016/j.jece.2021.106859. [DOI] [Google Scholar]

135.Suryawanshi N., Ayothiraman S., Eswari J.S. Ultrasonication mode for the expedition of extraction process of chitin from the maritime shrimp shell waste. Indian J. Biochem. Biophys. 2020;57:431–438. [Google Scholar]

136.Singh A., Benjakul S., Prodpran T. Ultrasound-Assisted Extraction of Chitosan from Squid Pen: Molecular Characterization and Fat Binding Capacity. J. Food Sci. 2019;84:224–234. doi: 10.1111/1750-3841.14439. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

137.Wardhono E.Y., Pinem M.P., Kustiningsih I., Effendy M., Clausse D., Saleh K., Guénin E. Heterogeneous deacetylation reaction of chitin under low-frequency ultrasonic irradiation. Carbohydr. Polym. 2021;267:118180. doi: 10.1016/j.carbpol.2021.118180. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

138.Sebastian J., Rouissi T., Brar S.K., Hegde K., Verma M. Microwave-assisted extraction of chitosan from Rhizopus oryzae NRRL 1526 biomass. Carbohydr. Polym. 2019;219:431–440. doi: 10.1016/j.carbpol.2019.05.047. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

139.Prajapat A.L., Gogate P.R. Depolymerization of guar gum solution using different approaches based on ultrasound and microwave irradiations. Chem. Eng. Process. Process Intensif. 2015;88:1–9. doi: 10.1016/j.cep.2014.11.018. [DOI] [Google Scholar]

140.El Knidri H., El Khalfaouy R., Laajeb A., Addaou A., Lahsini A. Eco-friendly extraction and characterization of chitin and chitosan from the shrimp shell waste via microwave irradiation. Process Saf. Environ. Prot. 2016;104:395–405. doi: 10.1016/j.psep.2016.09.020. [DOI] [Google Scholar]

141.Apriyanti D.T., Susanto H., Rokhati N. Influence of Microwave Irradiation on Extraction of Chitosan from Shrimp Shell Waste. Reaktor. 2018;18:45–50. doi: 10.14710/reaktor.18.1.45-50. [DOI] [Google Scholar]

142.EL Knidri H., Dahmani J., Addaou A., Laajeb A., Lahsini A. Rapid and efficient extraction of chitin and chitosan for scale-up production: Effect of process parameters on deacetylation degree and molecular weight. Int. J. Biol. Macromol. 2019;139:1092–1102. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2019.08.079. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

143.Hajji S., Ghorbel-Bellaaj O., Younes I., Jellouli K., Nasri M. Chitin extraction from crab shells by Bacillus bacteria. Biological activities of fermented crab supernatants. Int. J. Biol. Macromol. 2015;79:167–173. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2015.04.027. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

144.Younes I., Hajji S., Frachet V., Rinaudo M., Jellouli K., Nasri M. Chitin extraction from shrimp shell using enzymatic treatment. Antitumor, antioxidant and antimicrobial activities of chitosan. Int. J. Biol. Macromol. 2014;69:489–498. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2014.06.013. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

145.Hou F., Ma X., Fan L., Wang D., Ding T., Ye X., Liu D. Enhancement of chitin suspension hydrolysis by a combination of ultrasound and chitinase. Carbohydr. Polym. 2019;231:115669. doi: 10.1016/j.carbpol.2019.115669. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

146.Achinivu E.C., Shamshina J.L., Rogers R.D. Chitin extracted from various biomass sources: It’s not the same. Fluid Phase Equilibria. 2021;552:113286. doi: 10.1016/j.fluid.2021.113286. [DOI] [Google Scholar]

147.Qin Y., Lu X., Sun N., Rogers R.D. Dissolution or extraction of crustacean shells using ionic liquids to obtain high molecular weight purified chitin and direct production of chitin films and fibers. Green Chem. 2010;12:968–971. doi: 10.1039/c003583a. [DOI] [Google Scholar]

148.Hong S., Yuan Y., Yang Q., Zhu P., Lian H. Versatile acid base sustainable solvent for fast extraction of various molecular weight chitin from lobster shell. Carbohydr. Polym. 2018;201:211–217. doi: 10.1016/j.carbpol.2018.08.059. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

149.Ortiz J.C., Ruiz A.T., Morales-Ramos J., Thomas M., Rojas M., Tomberlin J. Insects as Sustainable Food Ingredients. Insects as Sustain Food Ingredients. Elsevier; Amsterdam, The Netherlands: 2016. [Google Scholar]

150.Battampara P., Sathish T.N., Reddy R., Guna V., Nagananda G., Reddy N., Ramesha B., Maharaddi V., Rao A.P., Ravikumar H., et al. Properties of chitin and chitosan extracted from silkworm pupae and egg shells. Int. J. Biol. Macromol. 2020;161:1296–1304. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.07.161. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

151.Liu S., Sun J., Yu L., Zhang C., Bi J., Zhu F., Qu M., Jiang C., Yang Q. Extraction and Characterization of Chitin from the Beetle Holotrichia parallela Motschulsky. Molecules. 2012;17:4604–4611. doi: 10.3390/molecules17044604. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

152.Kaya M., Erdogan S., Mol A., Baran T. Comparison of chitin structures isolated from seven Orthoptera species. Int. J. Biol. Macromol. 2015;72:797–805. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2014.09.034. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

153.De Queiroz Antonino R.S.C.M., Lia Fook B.R.P., De Oliveira Lima V.A., De Farias Rached R.Í., Lima E.P.N., Da Silva Lima R.J., Peniche Covas C.A., Lia Fook M.V. Preparation and Characterization of Chitosan Obtained from Shells of Shrimp (Litopenaeus vannamei Boone) Mar. Drugs. 2017;15:141. doi: 10.3390/md15050141. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

154.Pakizeh M., Moradi A., Ghassemi T. Chemical extraction and modification of chitin and chitosan from shrimp shells. Eur. Polym. J. 2021;159:110709. doi: 10.1016/j.eurpolymj.2021.110709. [DOI] [Google Scholar]

155.Batista I., Roberts G.A.F. A novel, facile technique for deacetylating chitin. Die Makromol. Chemie. 1990;191:429–434. doi: 10.1002/macp.1990.021910217. [DOI] [Google Scholar]

156.Liu Y., Liu Z., Pan W., Wu Q. Absorption behaviors and structure changes of chitin in alkali solution. Carbohydr. Polym. 2008;72:235–239. doi: 10.1016/j.carbpol.2007.08.004. [DOI] [Google Scholar]

157.Jung J., Zhao Y. Alkali- or acid-induced changes in structure, moisture absorption ability and deacetylating reaction of β-chitin extracted from jumbo squid (Dosidicus gigas) pens. Food Chem. 2014;152:355–362. doi: 10.1016/j.foodchem.2013.11.165. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

158.Tan T.S., Chin H.Y., Tsai M.-L., Liu C.-L. Structural alterations, pore generation, and deacetylation of α- and β-chitin submitted to steam explosion. Carbohydr. Polym. 2015;122:321–328. doi: 10.1016/j.carbpol.2015.01.016. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

159.Younes I., Ghorbel-Bellaaj O., Nasri R., Chaabouni M., Rinaudo M., Nasri M. Chitin and chitosan preparation from shrimp shells using optimized enzymatic deproteinization. Process Biochem. 2012;47:2032–2039. doi: 10.1016/j.procbio.2012.07.017. [DOI] [Google Scholar]

160.Suresh P.V., Sakhare P.Z., Sachindra N.M., Halami P.M. Extracellular chitin deacetylase production in solid state fermentation by native soil isolates of Penicillium monoverticillium and Fusarium oxysporum. J. Food Sci. Technol. 2012;51:1594–1599. doi: 10.1007/s13197-012-0676-1. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

161.Zhao Y., Park R.-D., Muzzarelli R. Chitin Deacetylases: Properties and Applications. Mar. Drugs. 2010;8:24–46. doi: 10.3390/md8010024. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

162.Schmitz C., Auza L.G., Koberidze D., Rasche S., Fischer R., Bortesi L. Conversion of Chitin to Defined Chitosan Oligomers: Current Status and Future Prospects. Mar. Drugs. 2019;17:452. doi: 10.3390/md17080452. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

163.Hembach L., Cord-Landwehr S., Moerschbacher B.M. Enzymatic production of all fourteen partially acetylated chitosan tetramers using different chitin deacetylases acting in forward or reverse mode. Sci. Rep. 2017;7:17692. doi: 10.1038/s41598-017-17950-6. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

164.Hamer S.N., Cord-Landwehr S., Biarnés X., Planas A., Waegeman H., Moerschbacher B., Kolkenbrock S. Enzymatic production of defined chitosan oligomers with a specific pattern of acetylation using a combination of chitin oligosaccharide deacetylases. Sci. Rep. 2015;5:srep08716. doi: 10.1038/srep08716. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

165.Wu Y., Lin Q.L., Chen Z.X., Wu W., Xiao H.X. Preparation of chitosan oligomers COS and their effect on the retrogradation of intermediate amylose rice starch. J. Food Sci. Technol. 2011;49:695–703. doi: 10.1007/s13197-010-0210-2. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

166.Daraghmeh N., Chowdhry B.Z., Leharne S.A., Al Omari M.M.H., Badwan A.A. Co-Processed Chitin-Mannitol as a New Excipient for Oro-Dispersible Tablets. Mar. Drugs. 2015;13:1739–1764. doi: 10.3390/md13041739. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

167.Pillai C.K.S., Paul W., Sharma C.P. Chitin and chitosan polymers: Chemistry, solubility and fiber formation. Prog. Polym. Sci. 2009;34:641–678. doi: 10.1016/j.progpolymsci.2009.04.001. [DOI] [Google Scholar]

168.Moran H.B.T., Turley J.L., Andersson M., Lavelle E.C. Immunomodulatory properties of chitosan polymers. Biomaterials. 2018;184:1–9. doi: 10.1016/j.biomaterials.2018.08.054. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

169.Haske-Cornelius O., Bischof S., Beer B., Bartolome M.J., Olakanmi E.O., Mokoba M., Guebitz G., Nyanhongo G. Enzymatic synthesis of highly flexible lignin cross-linked succinyl-chitosan hydrogels reinforced with reed cellulose fibres. Eur. Polym. J. 2019;120:109201. doi: 10.1016/j.eurpolymj.2019.08.028. [DOI] [Google Scholar]

170.Dongre R.S. Chitin-Chitosan—Myriad Functionalities in Science and Technology. InTechOpen; London, UK: 2018. Introductory Chapter: Multitask Portfolio of Chitin/Chitosan: Biomatrix to Quantum Dot. [DOI] [Google Scholar]

171.Wang C., Chang T., Dong S., Zhang D., Ma C., Chen S., Li H. Biopolymer films based on chitosan/potato protein/linseed oil/ZnO NPs to maintain the storage quality of raw meat. Food Chem. 2020;332:127375. doi: 10.1016/j.foodchem.2020.127375. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

172.Grobler S., Perchyonok V. Cytotoxicity of low, medium and high molecular weight chitosan’s on balb/c 3t3 mouse fibroblast cells at a 75–85% de-acetylation degree. Mater. Sci. Eng. Adv. Res. 2018;2:27–30. doi: 10.24218/msear.2018.26. [DOI] [Google Scholar]

173.Tan G., Kaya M., Tevlek A., Sargin I., Baran T. Antitumor activity of chitosan from mayfly with comparison to commercially available low, medium and high molecular weight chitosans. In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 2018;54:366–374. doi: 10.1007/s11626-018-0244-8. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

174.Sivashankari P., Prabaharan M. Chitosan Based Biomaterials Volume 1. Elsevier; Amsterdam, The Netherlands: 2017. Deacetylation modification techniques of chitin and chitosan; pp. 117–133. [DOI] [Google Scholar]

175.Ahmadi F., Oveisi Z., Samani S.M., Amoozgar Z. Chitosan based hydrogels: Characteristics and pharmaceutical applications. Res. Pharm. Sci. 2015;10:1–16. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

176.Hamdi M., Nasri R., Ben Amor I., Li S., Gargouri J., Nasri M. Structural features, anti-coagulant and anti-adhesive potentials of blue crab (Portunus segnis) chitosan derivatives: Study of the effects of acetylation degree and molecular weight. Int. J. Biol. Macromol. 2020;160:593–601. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.05.246. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

177.Sukul M., Sahariah P., Lauzon H.L., Borges J., Másson M., Mano J.F., Haugen H.J., Reseland J.E. In vitro biological response of human osteoblasts in 3D chitosan sponges with controlled degree of deacetylation and molecular weight. Carbohydr. Polym. 2020;254:117434. doi: 10.1016/j.carbpol.2020.117434. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

178.Ivanova D.G., Yaneva Z.L. Antioxidant Properties and Redox-Modulating Activity of Chitosan and Its Derivatives: Biomaterials with Application in Cancer Therapy. Biores. Open Access. 2020;9:64–72. doi: 10.1089/biores.2019.0028. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

179.Hosseinnejad M., Jafari S.M. Evaluation of different factors affecting antimicrobial properties of chitosan. Int. J. Biol. Macromol. 2016;85:467–475. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2016.01.022. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

180.Meng X., Yang L., Kennedy J.F., Tian S. Effects of chitosan and oligochitosan on growth of two fungal pathogens and physiological properties in pear fruit. Carbohydr. Polym. 2010;81:70–75. doi: 10.1016/j.carbpol.2010.01.057. [DOI] [Google Scholar]

181.Wu S. Preparation of water soluble chitosan by hydrolysis with commercial α-amylase containing chitosanase activity. Food Chem. 2011;128:769–772. doi: 10.1016/j.foodchem.2011.03.111. [DOI] [Google Scholar]

182.Matica M.A., Aachmann F.L., Tøndervik A., Sletta H., Ostafe V. Chitosan as a Wound Dressing Starting Material: Antimicrobial Properties and Mode of Action. Int. J. Mol. Sci. 2019;20:5889. doi: 10.3390/ijms20235889. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

183.Bumgardner J., Murali V., Su H., Jenkins O., Velasquez-Pulgarin D., Jennings J., Sivashanmugam A., Jayakumar R. Chitosan Based Biomaterials Volume 1. Elsevier; Amsterdam, The Netherlands: 2017. Characterization of chitosan matters; pp. 81–114. [DOI] [Google Scholar]

184.Kara A., Stevens R. Characterisation of biscuit fired bone china body microstructure. Part I: XRD and SEM of crystalline phases. J. Eur. Ceram. Soc. 2002;22:731–736. doi: 10.1016/S0955-2219(01)00371-5. [DOI] [Google Scholar]

185.Pavinatto A., Pavinatto F.J., Delezuk J.A.D.M., Nobre T.M., Souza A.L., Campana-Filho S.P., Oliveira O.N. Low molecular-weight chitosans are stronger biomembrane model perturbants. Colloids Surf. B Biointerfaces. 2013;104:48–53. doi: 10.1016/j.colsurfb.2012.11.047. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

186.Liang T.-W., Huang C.-T., Dzung N.A., Wang S.-L. Squid Pen Chitin Chitooligomers as Food Colorants Absorbers. Mar. Drugs. 2015;13:681–696. doi: 10.3390/md13010681. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

187.Vázquez J.A., Rodríguez-Amado I., Montemayor M.I., Fraguas J., González M.D.P., Murado M.A. Chondroitin Sulfate, Hyaluronic Acid and Chitin/Chitosan Production Using Marine Waste Sources: Characteristics, Applications and Eco-Friendly Processes: A Review. Mar. Drugs. 2013;11:747–774. doi: 10.3390/md11030747. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

188.Barbosa A.I., Coutinho A.J., Costa Lima S.A., Reis S. Marine Polysaccharides in Pharmaceutical Applications: Fucoidan and Chitosan as Key Players in the Drug Delivery Match Field. Mar. Drugs. 2019;17:654. doi: 10.3390/md17120654. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

189.Huang L., Bi S., Pang J., Sun M., Feng C., Chen X. Preparation and characterization of chitosan from crab shell (Portunus trituberculatus) by NaOH/urea solution freeze-thaw pretreatment procedure. Int. J. Biol. Macromol. 2019;147:931–936. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2019.10.059. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

190.Wan J., Jiang F., Xu Q., Chen D., Yu B., Huang Z., Mao X., Yu J., He J. New insights into the role of chitosan oligosaccharide in enhancing growth performance, antioxidant capacity, immunity and intestinal development of weaned pigs. RSC Adv. 2017;7:9669–9679. doi: 10.1039/C7RA00142H. [DOI] [Google Scholar]

191.Ngo D.-H., Kim S.-K. Chapter Two–Antioxidant Effects of Chitin, Chitosan, and Their Derivatives. Adv. Food Nutr. Res. 2014;73:15–31. doi: 10.1016/B978-0-12-800268-1.00002-0. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

192.Yen M.-T., Yang J.-H., Mau J.-L. Antioxidant properties of chitosan from crab shells. Carbohydr. Polym. 2008;74:840–844. doi: 10.1016/j.carbpol.2008.05.003. [DOI] [Google Scholar]

193.Varun T.K., Senani S., Jayapal N., Chikkerur J., Roy S., Tekulapally V.B., Gautam M., Kumar N. Extraction of chitosan and its oligomers from shrimp shell waste, their characterization and antimicrobial effect. Veter. World. 2017;10:170–175. doi: 10.14202/vetworld.2017.170-175. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

194.Song C., Yu H., Zhang M., Yang Y., Zhang G. Physicochemical properties and antioxidant activity of chitosan from the blowfly Chrysomya megacephala larvae. Int. J. Biol. Macromol. 2013;60:347–354. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2013.05.039. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

195.Shin C.-S., Kim D.-Y., Shin W.-S. Characterization of chitosan extracted from Mealworm Beetle (Tenebrio molitor, Zophobas morio) and Rhinoceros Beetle (Allomyrina dichotoma) and their antibacterial activities. Int. J. Biol. Macromol. 2018;125:72–77. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.11.242. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

196.Kaya M., Baran T., Erdoğan S., Menteş A., Özüsağlam M.A., Çakmak Y.S. Physicochemical comparison of chitin and chitosan obtained from larvae and adult Colorado potato beetle (Leptinotarsa decemlineata) Mater. Sci. Eng. C. 2014;45:72–81. doi: 10.1016/j.msec.2014.09.004. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

197.Ibitoye B.E., Lokman I.H., Hezmee M.N.M., Goh Y.M., Zuki A.B.Z., Jimoh A.A. Extraction and physicochemical characterization of chitin and chitosan isolated from house cricket. Biomed. Mater. 2017;13:025009. doi: 10.1088/1748-605X/aa9dde. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

198.Karimi K., Zamani A. Mucor indicus: Biology and industrial application perspectives: A review. Biotechnol. Adv. 2013;31:466–481. doi: 10.1016/j.biotechadv.2013.01.009. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

199.Ghormade V., Pathan E.K., Deshpande M.V. Can fungi compete with marine sources for chitosan production? Int. J. Biol. Macromol. 2017;104:1415–1421. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2017.01.112. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

200.Watts P., Smith A., Hinchcliffe M. Mucosal Delivery of Biopharmaceuticals. Springer; Boston, MA, USA: 2014. ChiSys® as a Chitosan-Based Delivery Platform for Nasal Vaccination; pp. 499–516. [DOI] [Google Scholar]

201.Ghidelli C., Pérez-Gago M.B. Recent advances in modified atmosphere packaging and edible coatings to maintain quality of fresh-cut fruits and vegetables. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2017;58:662–679. doi: 10.1080/10408398.2016.1211087. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

202.Varelas V., Tataridis P., Liouni M., Nerantzis E.T. Valorization of Winery Spent Yeast Waste Biomass as a New Source for the Production of β-Glucan. Waste Biomass Valorization. 2016;7:807–817. doi: 10.1007/s12649-016-9530-4. [DOI] [Google Scholar]

203.Satari B., Karimi K., Taherzadeh M.J., Zamani A. Co-Production of Fungal Biomass Derived Constituents and Ethanol from Citrus Wastes Free Sugars without Auxiliary Nutrients in Airlift Bioreactor. Int. J. Mol. Sci. 2016;17:302. doi: 10.3390/ijms17030302. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

204.Brasselet C., Pierre G., Dubessay P., Dols-Lafargue M., Coulon J., Maupeu J., Vallet-Courbin A., de Baynast H., Doco T., Michaud P., et al. Modification of Chitosan for the Generation of Functional Derivatives. Appl. Sci. 2019;9:1321. doi: 10.3390/app9071321. [DOI] [Google Scholar]

205.Rahman M.A., Halfar J. First evidence of chitin in calcified coralline algae: New insights into the calcification process of Clathromorphum compactum. Sci. Rep. 2014;4:6162. doi: 10.1038/srep06162. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

206.Saito T., Kuramae R., Wohlert J., Berglund L.A., Isogai A. An Ultrastrong Nanofibrillar Biomaterial: The Strength of Single Cellulose Nanofibrils Revealed via Sonication-Induced Fragmentation. Biomacromolecules. 2012;14:248–253. doi: 10.1021/bm301674e. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

207.Alves N., Mano J. Chitosan derivatives obtained by chemical modifications for biomedical and environmental applications. Int. J. Biol. Macromol. 2008;43:401–414. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2008.09.007. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

208.Wang J., Zhuang S. Chitosan-based materials: Preparation, modification and application. J. Clean. Prod. 2022;355:131825. doi: 10.1016/j.jclepro.2022.131825. [DOI] [Google Scholar]

209.Nunes Y.L., de Menezes F.L., de Sousa I.G., Cavalcante A.L.G., Cavalcante F.T.T., Moreira K.d.S., de Oliveira A.L.B., Mota G.F., Souza J.E.D.S., Falcão I.R.D.A., et al. Chemical and physical Chitosan modification for designing enzymatic industrial biocatalysts: How to choose the best strategy? Int. J. Biol. Macromol. 2021;181:1124–1170. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2021.04.004. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

210.Li X., Wang Y., Feng C., Chen H., Gao Y. Chemical Modification of Chitosan for Developing Cancer Nanotheranostics. Biomacromolecules. 2022;23:2197–2218. doi: 10.1021/acs.biomac.2c00184. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

211.Madera-Santana T.J., Herrera-Méndez C.H., Rodríguez-Núñez J.R. An overview of the chemical modifications of chitosan and their advantages. Green Mater. 2018;6:131–142. doi: 10.1680/jgrma.18.00053. [DOI] [Google Scholar]

212.Illy N., Benyahya S., Durand N., Auvergne R., Caillol S., David G., Boutevin B. The influence of formulation and processing parameters on the thermal properties of a chitosan-epoxy prepolymer system. Polym. Int. 2013;63:420–426. doi: 10.1002/pi.4516. [DOI] [Google Scholar]

213.Chen Y., Li J., Li Q., Shen Y., Ge Z., Zhang W., Chen S. Enhanced water-solubility, antibacterial activity and biocompatibility upon introducing sulfobetaine and quaternary ammonium to chitosan. Carbohydr. Polym. 2016;143:246–253. doi: 10.1016/j.carbpol.2016.01.073. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

214.Pardeshi C.V., Belgamwar V.S. Controlled synthesis of N,N,N-trimethyl chitosan for modulated bioadhesion and nasal membrane permeability. Int. J. Biol. Macromol. 2016;82:933–944. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2015.11.012. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

215.Singh G., Nayal A., Malhotra S., Koul V. Dual functionalized chitosan based composite hydrogel for haemostatic efficacy and adhesive property. Carbohydr. Polym. 2020;247:116757. doi: 10.1016/j.carbpol.2020.116757. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

216.Sahariah P., Másson M. Efficient synthesis of chitosan derivatives as clickable tools. Eur. Polym. J. 2022;166:111039. doi: 10.1016/j.eurpolymj.2022.111039. [DOI] [Google Scholar]

217.Chen C., Tao S., Qiu X., Ren X., Hu S. Long-alkane-chain modified N-phthaloyl chitosan membranes with controlled permeability. Carbohydr. Polym. 2013;91:269–276. doi: 10.1016/j.carbpol.2012.08.042. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

218.Hamed I., Özogul F., Regenstein J.M. Industrial applications of crustacean by-products (chitin, chitosan, and chitooligosaccharides): A review. Trends Food Sci. Technol. 2016;48:40–50. doi: 10.1016/j.tifs.2015.11.007. [DOI] [Google Scholar]

219.Muthumeenal A., Neelakandan S., Kanagaraj P., Nagendran A. Synthesis and properties of novel proton exchange membranes based on sulfonated polyethersulfone and N-phthaloyl chitosan blends for DMFC applications. Renew. Energy. 2016;86:922–929. doi: 10.1016/j.renene.2015.09.018. [DOI] [Google Scholar]

220.Alkabli J. Progress in preparation of thiolated, crosslinked, and imino-chitosan derivatives targeting specific applications. Eur. Polym. J. 2022;165:110998. doi: 10.1016/j.eurpolymj.2022.110998. [DOI] [Google Scholar]

221.Seedevi P., Moovendhan M., Vairamani S., Shanmugam A. Evaluation of antioxidant activities and chemical analysis of sulfated chitosan from Sepia prashadi. Int. J. Biol. Macromol. 2017;99:519–529. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2017.03.012. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

222.Negm N.A., Hefni H., Abd-Elaal A.A., Badr E.A., Kana M.T.A. Advancement on modification of chitosan biopolymer and its potential applications. Int. J. Biol. Macromol. 2020;152:681–702. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.02.196. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

223.Bahramzadeh E., Yilmaz E., Adali T. Chitosan-graft-poly(N-hydroxy ethyl acrylamide) copolymers: Synthesis, characterization and preliminary blood compatibility in vitro. Int. J. Biol. Macromol. 2018;123:1257–1266. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.12.023. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

224.Dena-Aguilar J., Jaureguirincon J., Bonilla-Petriciolet A., Romero J. Synthesis and characterization of aminated copolymers of polyacrylonitrile-graft-chitosan and their application for the removal of heavy metals from aqueous solution. J. Chil. Chem. Soc. 2015;60:2876–2880. doi: 10.4067/s0717-97072015000200003. [DOI] [Google Scholar]

225.Wang J.-P., Chen Y.-Z., Wang Y., Yuan S.-J., Sheng G.-P., Yu H.-Q. A novel efficient cationic flocculant prepared through grafting two monomers onto chitosan induced by Gamma radiation. RSC Adv. 2011;2:494–500. doi: 10.1039/C1RA00473E. [DOI] [Google Scholar]

226.Hassan M.M. Enhanced antimicrobial activity and reduced water absorption of chitosan films graft copolymerized with poly(acryloyloxy)ethyltrimethylammonium chloride. Int. J. Biol. Macromol. 2018;118:1685–1695. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.07.013. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

227.Khairkar S.R., Raut A.R. Synthesis of chitosan-graft-polyaniline-based composites. Am. J. Mater. Sci. Eng. 2014;2:62–67. doi: 10.12691/ajmse-2-4-3. [DOI] [Google Scholar]

228.Beer B., Bartolome M.J., Berndorfer L., Bochmann G., Guebitz G.M., Nyanhongo G.S. Controlled enzymatic hydrolysis and synthesis of lignin cross-linked chitosan functional hydrogels. Int. J. Biol. Macromol. 2020;161:1440–1446. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2020.08.030. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

229.Liu Q., Ji N., Xiong L., Sun Q. Rapid gelling, self-healing, and fluorescence-responsive chitosan hydrogels formed by dynamic covalent crosslinking. Carbohydr. Polym. 2020;246:116586. doi: 10.1016/j.carbpol.2020.116586. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

230.Huber D., Tegl G., Baumann M., Sommer E., Gorji E.G., Borth N., Schleining G., Nyanhongo G.S., Guebitz G.M. Chitosan hydrogel formation using laccase activated phenolics as cross-linkers. Carbohydr. Polym. 2017;157:814–822. doi: 10.1016/j.carbpol.2016.10.012. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

231.Zhuang S., Yin Y., Wang J. Removal of cobalt ions from aqueous solution using chitosan grafted with maleic acid by gamma radiation. Nucl. Eng. Technol. 2018;50:211–215. doi: 10.1016/j.net.2017.11.007. [DOI] [Google Scholar]

232.Kumar D., Kumar P., Pandey J. Binary grafted chitosan film: Synthesis, characterization, antibacterial activity and prospects for food packaging. Int. J. Biol. Macromol. 2018;115:341–348. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.04.084. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

233.da Silva S.B., Krolicka M., van den Broek L.A.M., Frissen A.E., Boeriu C.G. Water-soluble chitosan derivatives and pH-responsive hydrogels by selective C-6 oxidation mediated by TEMPO-laccase redox system. Carbohydr. Polym. 2018;186:299–309. doi: 10.1016/j.carbpol.2018.01.050. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

234.Huber D., Ortner A., Daxbacher A., Nyanhongo G.S., Bauer W., Guebitz G.M. Influence of Oxygen and Mediators on Laccase-Catalyzed Polymerization of Lignosulfonate. ACS Sustain. Chem. Eng. 2016;4:5303–5310. doi: 10.1021/acssuschemeng.6b00692. [DOI] [Google Scholar]

235.Kaneko Y., Matsuda S.-I., Kadokawa J.-I. Chemoenzymatic Syntheses of Amylose-Grafted Chitin and Chitosan. Biomacromolecules. 2007;8:3959–3964. doi: 10.1021/bm701000t. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

 

SUMBER:

Alessandro Pellis, Georg M Guebitz, Gibson Stephen Nyanhongo. 2022. Chitosan: Sources, Processing and Modification Techniques. Gels. 2022 Jun 21;8(7):393. doi: 10.3390/gels8070393. PMCID: PMC9322947 PMID: 35877478

 

#Kitosan
#Kitin
#Biopolimer
#Bioteknologi
#TeknologiEkstraksi