Hantavirus Mengintai Diam-Diam: Ancaman Mematikan yang Harus Diwaspadai Sekarang!

RINGKASAN

Kejadian infeksi Hantavirus pada hewan dan manusia mulai meningkat akhir-akhir ini dan strain baru telah diidentifikasi. Penyakit ini cukup fatal pada manusia, karena dapat mengakibatkan gangguan fungsi pada ginjal dan paru-paru. Munculnya strain baru dari Hantavirus, tidak tersedianya perangkat diagnosis yang cepat dan akurat serta informasi yang kurang lengkap akan menghambat pengendalian penyakit tersebut, terutama di negara berkembang. Tulisan ini membahas penyakit yang disebabkan oleh Hantavirus, epidemiologi penyakit, serta pencegahan dan pengendaliannya di beberapa negara maju dan berkembang, termasuk di Indonesia.

Kata kunci: Hantavirus, zoonosis, rodensia, epidemiologi

PENDAHULUAN

Infeksi Hantavirus merupakan salah satu zoonosis yang ditularkan oleh hewan rodensia (hewan pengerat) ke manusia yang mengakibatkan gangguan bagi kesehatan masyarakat, terutama di negara berkembang. Gangguan kesehatan pada manusia dapat berupa kelainan ginjal dan paru-paru, dimulai dengan demam, bintik perdarahan pada muka, sakit kepala, kemudian hipotensi, oliguria (sedikit buang air kecil), lalu diuretik (sering buang air kecil). Angka kematian dapat mencapai 12% (Vapalahti et al. 2003; Goeijenbier et al. 2015).

Penyakit ini diketahui setelah ditemukannya kasus infeksi Hantavirus pada lebih dari 3.000 tentara Amerika di Korea pada tahun 1951-1954 dan kemudian menyebar ke Amerika, yang menyebabkan banyak kematian akibat gagal jantung (Lee et al. 1978). Sejak saat itu infeksi Hantavirus menarik perhatian dunia. Hantavirus pertama kali diisolasi pada tahun 1976, yang kemudian dapat diidentifikasi beberapa strain/galur/serotype Hantavirus lainnya. Sebanyak 22 Hantavirus bersifat patogen bagi manusia, serta terdiri dari dua tipe penyakit, yaitu tipe Hemorrhagic Fever with Renal Syndrome (HFRS) dan tipe Hantavirus Pulmonary Syndrome (HPS) (MacNeil et al. 2011; Goeijenbier et al. 2015). Tipe HFRS sering pula disebut sebagai Korean Hemorrhagic Fever (KHF), Epidemic Hemorrhagic Fever (EHF) dan Nephropathia Epidemica (NE). Tipe HPS lebih banyak menyebabkan kematian daripada tipe HFRS, karena mengakibatkan tidak berfungsinya otot miokardium dan terjadinya hypoperfusion, sehingga sering disebut sebagai Hantavirus Cardiopulmonary Syndrome (HCPS) (Plyusnina et al. 2009; MacNeil et al. 2011). Oleh sebab itu, penyakit ini menjadi sangat penting bagi kesehatan masyarakat (Willemann & Oliveira 2014). Berdasarkan penyebarannya, HPS lebih mendominasi Amerika, sedangkan HFRS lebih menyebar ke Asia dan Eropa (Vapalahti et al. 2003; Johansson et al. 2010; Olsson et al. 2010).

Rodensia merupakan hewan pengerat yang paling banyak ditemui, terutama di negara berkembang. Rodensia tikus banyak berkeliaran di sekitar rumah atau di daerah persawahan. Nurisa & Ristyanto (2005) melaporkan bahwa beberapa agen penyakit yang dapat ditularkan melalui tikus di Indonesia antara lain bakteria riketsia, virus, jamur, protozoa atau cacing. Penyakit yang sering muncul antara lain seperti leptospirosis, pes, salmonelosis, schistosomiasis, eosinophilic meningitis dan infeksi Hantavirus. Penyakit ini biasanya muncul pada saat banjir, dimana tikus keluar dari sarangnya sambil mengeluarkan urin atau feses yang mungkin mengandung agen infeksius yang kemudian dapat menginfeksi dan menyebabkan sakit pada manusia (Kosasih et al. 2011).

VIRUS DAN KARAKTER GENETIK

Infeksi Hantavirus disebabkan oleh virus Hanta genus Hantavirus, famili Bunyaviridae. Virus ini memiliki single stranded RNA, yang mempunyai tiga segmen (Nichol et al. 2005), berbentuk sferikal dengan diameter 80-120 nm dan panjang mencapai 170 nm (Vapalahti et al. 2003). Hantavirus beramplop sehingga tidak tahan terhadap pelarut lemak, seperti deterjen, perlarut organik dan hipoklorit, dapat juga diinaktifasi dengan pemanasan dan sinar ultra violet (Kraus et al. 2005).

Berdasarkan analisis filogenetik, terdapat beberapa serotipe Hantavirus yang beredar seperti Hanta yang ditemukan di China, Seoul dan Indonesia (Plyusnina et al. 2009). Hasil penelitian Plyusnina et al. (2009) menunjukkan bahwa Hantavirus strain Serang asal Indonesia yang diisolasi dari tikus Rattus berbeda dengan Hantavirus yang diisolasi dari rodensia, tikus Bandicota indica yang kekerabatannya lebih dekat dengan Hantavirus asal Thailand. Berdasarkan spesifisitas induk semang dan kriteria gejala klinis yang dibuat oleh International Committee of Taxonomy of Viruses, hingga saat ini telah diidentifikasi ada 22 spesies Hantavirus, antara lain adalah virus Hantaan, Dobrava-Belgrage, Seoul, Sin Nombre, Monongahela, New York, Black Creek, Bayou, Choclo, Andes, Bermejo, Lechiguanas, Maciel, Oran, Laguna Negra, Araraquara dan Juquitiba (Nichol et al. 2005; Jonsson et al. 2010).

Beberapa serotipe Hantavirus dapat menyebabkan kasus yang parah antara lain serotipe virus Hantaan (HTNV) dari Tiongkok, virus Thailand (THAIV), virus Seoul (SEOV) dan virus Dobrava (DOBV) dari Yugoslavia yang dapat menyebabkan kematian hingga 12% (Vapalahti et al. 2003; Goeijenbier et al. 2015). Sedangkan virus Puumala (PUUV) menyebabkan kasus ringan di Eropa, SEOV menyebabkan kasus sedang yang dapat terdeteksi di Asia, Eropa, Amerika dan Afrika (Vapalahti et al. 2003). Sementara serotipe yang berkaitan erat dengan infeksi Hantavirus tipe HPS antara lain virus Sin Nombre (SNV), virus New York (NYV), virus Monongahela (MONV), virus Bayou (BAYV) dan virus Black Creek Canal (BCCV), virus Andes (ANDV), virus Languna Negra (LNV) dan beberapa strain virus Hantavirus yang diisolasi dari Argentina dan Brazil (Padula et al. 2000). Meskipun terdapat beberapa macam strain Hantavirus yang telah dilaporkan pada rodensia, namun yang dapat menyebabkan gejala klinis pada manusia terdapat dua serotipe yaitu HTNV dan SEOV (Zhang et al. 2010).

Dalam beberapa tahun terakhir ini Hantavirus strain baru telah dilaporkan keberadaannya, seperti virus Kenkeme yang terdeteksi dari Sorex roratus di Rusia (Kang et al. 2010). Adanya temuan beberapa strain Hantavirus ini, tentunya akan menambah keragaman strain Hantavirus di dunia dan sekaligus menimbulkan pergeseran paradigma baru bahwa tidak semua strain Hanta berasal dari tikus, meskipun masih berdampak terhadap kesehatan manusia. Infeksi Hantavirus menjadi isu hangat bagi kesehatan masyarakat di dunia sehingga perlu mendapat perhatian serius agar antisipasi penyakit ini dapat dimaksimalkan.

PROSES PENULARAN

Pada kebanyakan kelompok bunyaviridae seperti Arbovirus, penularan penyakit terjadi melalui vektor serangga. Namun, pada Hantavirus cara penularan penyakit berbeda dengan Arbovirus lain, Hantavirus tidak ditularkan melalui vektor serangga melainkan melalui tikus dan rodensia lainnya. Penularan Hantavirus ke manusia dapat terjadi baik melalui kontak dengan hewan reservoir rodensia yang terinfeksi atau kontak dengan ekskresinya seperti saliva, urin atau feses. Ektoparasit seperti kutu atau caplak dapat berperan penting sebagai sumber penularan Hantavirus baik dari hewan ke hewan maupun dari hewan ke manusia (Houck et al. 2001).

Kontak dengan ekskresi rodensia dapat terjadi melalui area yang terkontaminasi atau melalui gigitan hewan reservoir yang terinfeksi. Penularan pada manusia juga dapat terjadi melalui aerosol dari debu atau benda-benda yang telah terkontaminasi oleh urin dan feses rodensia yang mengandung Hantavirus (Jonsson et al. 2010). Penularan melalui aerosol dari ekskresi rodensia ke hewan lain seperti anjing dan kucing dilaporkan oleh Dobly et al. (2012), sedangkan penularan secara vertikal melalui intra-transplasental dan air susu tidak terjadi (Botten et al. 2002). Penularan dari manusia ke manusia juga belum pernah dilaporkan. Periode viremia Hantavirus pada manusia sangat singkat sehingga sulit untuk dideteksi keberadaannya dalam darah.

HEWAN RENTAN

Hantavirus dapat menginfeksi jenis rodensia, dari subfamili Murinae, Arvicolinae dan Sigmodontinae. Hewan tertular tersebut merupakan reservoir beberapa serotipe Hantavirus seperti HNTV, DOBV, SSAAV, PUUV, SNV dan SEOV yang dapat menyebabkan kasus klinis tipe HFRS (Jonsson et al. 2010). Hantavirus telah berhasil diisolasi dari beberapa spesies tikus, seperti Hanta serotipe Serang (SERV) dari Rattus sp (Plyusnina et al. 2009), SEOV dari Rattus norvegicus yang penyebarannya ditemukan di negara lain (Plyusnina et al. 2004), Gou virus dari Tiongkok terdeteksi dari Rattus ratus dan Thai virus dari Bandicota indica (Plyusnina et al. 2009).

Telah dilaporkan bahwa Turkish microtus voles terbukti dapat mengandung antibodi terhadap salah satu serotipe Hantavirus, virus Puumala (Laakkonen et al. 2006). Apodemus agrarius dan Myodes glareolus telah terbukti sebagai reservoir Hantavirus di Eropa (Sironen et al. 2005; Zeimes et al. 2012). Beberapa spesies rodensia yang dapat bertindak sebagai reservoir bagi Hantavirus antara lain Apodemus agrarius, Apodemus flavicollis, Apodemus peninsulae, Clethrionomys glareolus, Peromyscus maniculatus, Peromyscus leucopus, Peromyscus maniculatus nubiterrae, Oryzomys palustris, Sigmodon hispidus, Calomys laucha, Oligoryzomys longicaudatus, Oligoryzomys fulvescens, Neacomys spinosus, Bolomys lasiurus, Bolomys obscurus, Oligoryzomys nigripes dan Peronzysczu maniculatus (Jonsson et al. 2010; de Oliveira et al. 2014). Lebih lanjut, di Rusia, Hantavirus Ken Keme telah berhasil dideteksi pada hati dan paruparu pada beberapa spesies Shrews (Ordo Soricomorpha, famili Soricidae), seperti Sorex daphaenodon, Sorex minutissimus, Sorex roboratus, Sorex tundrensis dan Sorex araneus (Kang et al. 2010).

Reservoir Hantavirus merupakan spesies spesifik, artinya masing-masing serotipe Hantavirus cenderung mempunyai satu spesies induk semang reservoir. Sebagai contoh di Tiongkok, HTNV hanya diperoleh pada rodensia spesies tikus Apodemus agrarius dan A. peninsulae yang dapat menyebabkan infeksi Hantavirus tipe HFRS yang parah. Sedangkan serotipe SEOV yang berhasil dideteksi dari tikus Rattus norvegicus, R. rattus, R. flavipectus, R. losea dan R. nitidus, menghasilkan tipe HFRS yang ringan (Zhang et al. 2010). Beberapa strain Hantavirus yang secara filogenetik sama, dapat ditemukan di beberapa spesies rodensia (Johansson et al. 2010). Selain pada rodensia, antibodi terhadap Hantavirus dapat ditemukan pada karnivora domestik seperti anjing dan kucing di Belgia (Dobly et al. 2012). Prevalensi pada kucing lebih tinggi dari pada prevalensi pada anjing. Anjing dan kucing tersebut berada di lokasi dekat hutan, sehingga kemungkinan kucing dan anjing terekspose oleh ekskresi urin atau feses rodensia disekitar hutan, mengingat Hantavirus merupakan patogen yang penularan utamanya melalui rodensia (Arai et al. 2008). 

Indonesia memiliki kekayaan fauna yang sangat bervariasi dari Sabang hingga Merauke, termasuk diantaranya spesies tikus yang dapat berperan sebagai induk semang reservoir infeksi Hantavirus. Meskipun data spesies rodensia yang membawa Hantavirus belum teridentifikasi secara menyeluruh, namun dengan perubahan iklim dan ekologi, maka tidak menutup kemungkinan penularan Hantavirus antar spesies tikus yaitu dari spesies tikus yang telah teridentifikasi ke spesies yang baru teridentifikasi yang berperan sebagai induk semang reservoir Hantavirus. Untuk itu diperlukan kerjasama penelitian lintas kementerian sehingga dapat diketahui spesies rodensia yang baru sebagai pembawa Hantavirus atau pembawa virus zoonosis lainnya. Telah dilaporkan pula Hantavirus pada kelelawar (Weiss et al. 2012). Hal ini menambah daftar penyakit zoonosis pada kelelawar.

Selain pada kelelawar, Chen et al. (2011) juga melaporkan ditemukannya antibodi terhadap Hantavirus Seoul pada orang utan Bornean yang dipelihara di Taiwan sebagai hewan piaraan (pet animal) dengan uji Enzyme Linked Immunosorbent Assay (ELISA) dan Immunofluoresence Assay (IFA). Ini merupakan laporan pertama terdeteksinya antibodi terhadap Hantavirus pada orang utan. Reservoir alami Hantavirus adalah rodensia. Hal ini mungkin dapat terjadi karena perubahan ekosistem di Kalimantan baik akibat oleh penebangan liar maupun kebakaran hutan yang marak terjadi, sehingga populasi tikus hutan berpindah ke daerah dimana populasi orang utan berada atau sebaliknya. Akibatnya kontak dengan ekskresi tikus terjadi dan orang utan dapat terinfeksi. Data ini mengindikasikan bahwa selain rodensia, hewan lainnya dapat terinfeksi. Orang utan Kalimantan termasuk dalam spesies hewan yang dilindungi. Apabila kasus ini dibiarkan maka tidak menutup kemungkinan terjadinya penyebaran infeksi Hanta ke manusia dan terjadinya penurunan populasi orang utan akibat terserang penyakit, mengingat perburuan hewan langka untuk dijadikan peliharaan banyak terjadi di Indonesia. Dengan diketahuinya spesies reservoir yang potensial untuk Hantavirus, maka akan dapat diantisipasi penyebaran Hantavirus yang lebih luas serta kejadian infeksi Hantavirus dari hewan ke manusia.

GEJALA KLINIS

Secara umum, Hantavirus menyebabkan infeksi kronis yang persisten pada rodensia, sehingga rodensia tersebut dapat menularkan penyakit ini secara terus menerus melalui sekresinya ke manusia, meskipun tanpa gejala klinis. Infeksi Hanta menyebabkan Haemorrhagic Fever and Renal Syndrome (HFRS) dan Haemorrhagic Pulmonary Syndrome (HPS) pada manusia. Meskipun demikian, patogenesisnya masih belum sepenuhnya diketahui (Easterbrook et al. 2007; MacNeil et al. 2011).

Masa inkubasi penyakit Hanta berkisar antara 2-8 minggu. Tahapan klinis tipe HFRS biasanya terjadi lima tahap yaitu fase febris, hipotensi, oliguria (sedikit buang air kecil), fase diuretik (sering buang air kecil) dan fase convalescence. Fase febris (berlangsung selama 3-6 hari) memperlihatkan gejala demam tinggi mencapai >39°C, terkadang disertai dengan bintik perdarahan pada konjungtiva dan wajah, sehingga wajah terasa panas, sakit kepala, tidak nafsu makan dan nyeri pada bola mata. Fase kedua yaitu fase hipotensi, berlangsung selama 1-2 hari, pasien mengalami hipotensi dan shock karena permeabilitas vaskuler meningkat sehingga dapat menyebabkan oedema paru dan peritonial (Jonsson et al. 2010; Goeijenbier et al. 2015). Fase oliguria, berlangsung 3-5 hari, pada fase ini, oliguria dan anuria mulai terjadi dan disertai dengan perdarahan, fase ini merupakan fase yang kritis dimana kematian paling sering terjadi. Oleh karena itu, pasien akibat infeksi Hantavirus perlu mendapat penanganan yang intensif. Apabila pasien dapat melalui fase oliguria (jarang kencing), maka proses persembuhan dapat terjadi. 

Di dua fase berikutnya proses persembuhan dimulai. Fase diuretik (sering kencing) berlangsung lebih lama, yaitu berkisar antara 1-2 minggu. Pada fase ini mulai tampak perubahan atau persembuhan, namun komplikasi pada fase ini sering terjadi seperti tensi darah menurun, kadar elektrolit tubuh tidak normal, perdarahan pada alat pencernaan dan terganggunya sistem pernafasan dan susunan syaraf. Fase convalescence berlangsung lebih lama yaitu 3-6 minggu. Pada fase ini proses penyembuhan mulai tampak dengan cepat, namun penderita mengalami kelemahan otot, menurunnya daya tahan tubuh dan stamina, disertai dengan poliuria (sering kencing). Proses penyembuhan biasanya berlangsung dua bulan (Jonsson et al. 2010; Goeijenbier et al. 2015). Pada tipe hemorhagik ini, kelainan pada paruparu jarang terjadi, kecuali yang disebabkan oleh PPUV, dimana selain dalam bentuk HFRS, juga ditemukan pneumonia (Seitsonen et al. 2006). Berdasarkan pengamatan Jonsson et al. (2010), tidak semua infeksi strain Hanta menyebabkan gejala klinis yang sama sehingga mortalitasnya akan berbeda.

Tipe HPS mempunyai masa inkubasi yang lebih pendek, yaitu berkisar antara 14-17 hari dan terbagi dalam tiga stadium, yaitu stadium febrile prodome, cardiacpulmonary dan convalescence. Stadium febrile prodome terjadi selama 3-6 hari dengan gejala myalgia (sakit kepala), malaise dan demam tanpa batuk dan pilek. Stadium ini berlanjut menjadi stadium cardiacpulmonary yang dikarakterisasi dengan pembendungan paru, sehingga batuk mulai nampak, dan sering disertai dengan gastritis. Pembendungan tersebut disebabkan karena virus tersebut biasanya menyerang endothelium microvasculair paru-paru yang menyebabkan kebocoran pada microvasculair tersebut (MacNeil et al. 2011). 

Setelah mengganggu sistem pernafasan, virus ini mulai menyerang otot jantung sehingga menyebabkan miokarditis dan sistem peredaran darah terganggu, akibatnya terjadi hipotensi atau tekanan darah mulai menurun disertai dengan takhikardia (denyut jantung cepat). Gejala tersebut menjadi karakteristik tipe HPS. Berdasarkan pemeriksan laboratorium kimia darah, terjadi thrombositopenia (penurunan kadar trombosit) dan leukositosis (peningkatan leukosit). Pada stadium lanjut, lemahnya otot jantung dapat menyebabkan kematian, sehingga pada tipe HPS, meskipun kasus klinis lebih sedikit, tetapi mortalitasnya lebih tinggi dibandingkan dengan tipe HFRS, yaitu dapat mencapai 40% (Raboni et al. 2005; MacNeil et al. 2011). Virus Sin Nombre (SNV) dan virus Andes (ANDV) teridentifikasi sebagai penyebab utama kasus Hantavirus tipe HPS di Amerika (MacNeil et al. 2011).

SITUASI INFEKSI HANTAVIRUS DI DUNIA

Infeksi Hantavirus dengan tipe gangguan ginjal /HFRS mulai dikenal pada abad ke-20 dan banyak ditemukan di dunia, seperti di Asia, Eropa dan Amerika yang merupakan negara endemis Hanta, tetapi mortalitasnya rendah (Jonsson et al. 2010; MacNeil et al. 2011). Penyebaran infeksi Hantavirus dengan gejala klinis pada manusia ini ditemukan banyak di Tiongkok dan Korea. Tiongkok merupakan negara terendemis untuk penyakit Hanta, hal ini terlihat dari laporan Zhang et al. (2004) yang menyatakan bahwa 70-90% kasus infeksi Hanta di dunia terjadi di Tiongkok, sementara urutan kedua terdapat di Korea hingga tahun 1996. Pemberian vaksinasi telah dimulai tahun 1991 di Korea, yang berdampak sangat signifikan dengan penurunan kasus yang sangat drastis di tahun 1998 (Baek et al. 2006).

Kasus juga dilaporkan di wilayah Rusia meskipun dalam jumlah yang lebih sedikit (Yashina et al. 2000). Di Jepang, wabah penyakit Hanta terjadi tahun 1960an dan tahun 1985 tidak ada lagi laporan kasus Hanta pada manusia di Jepang, meskipun secara serologis, tikus R. norvegicus mengandung antibodi terhadap Hantavirus (Lokugamage et al. 2004). Selain di Asia (Johansson et al. 2010), virus ini juga ditemukan di beberapa negara di Eropa (Mailles et al. 2005; Zeimes et al. 2012), Rusia (Klempa et al. 2008), Afrika (Klempa et al. 2012; Sumibcay et al. 2012) dan Amerika (Firth et al. 2012; de Oliveira et al. 2015).

Kasus infeksi Hantavirus telah dilaporkan pada manusia di beberapa negara Asia, antara lain Tiongkok, Hongkong, Taiwan, Korea, Federasi Rusia, Jepang (sebelum tahun 1985), India, Malaysia, Singapura, Thailand dan Sri Langka (Zhang et al. 2010; Hooper et al. 2013). Sedangkan secara serologis, antibodi juga ditemukan di Israel, Kuwait, Laos, Filipina dan Vietnam. Di Kamboja pernah dilaporkan antibodi Hantavirus pada rodensia hingga 8%, tetapi tidak ditemukan kasusnya pada manusia (Reynes et al. 2003). Pada manusia, kasus klinis Hanta lebih banyak ditemukan di negara berkembang, terutama di daerah dengan kondisi sanitasi dan perumahan yang buruk, kebersihan lingkungan yang tidak memadai dimana banyaknya populasi tikus disekitar rumah (Zhang et al. 2010). 

Sebaliknya kasus klinis pada rodensia tidak ditemukan meskipun antibodi dan Hantavirus dapat dideteksi pada rodensia. Selain di Asia, kasus klinis dan terdeteksinya antibodi terhadap Hantavirus pada manusia juga ditemukan di beberapa negara di Eropa (Olsson et al. 2010; Oncul et al. 2011). Selain antibodi terhadap Hantavirus, kasus yang didominasi oleh virus Puumala pada manusia dan hewan juga dilaporkan di Eropa, virus ini menyebabkan Nephropathia Epidemica (NE) dan hemorrhagic fever disertai renal syndrome (Dobly et al. 2012; Zeimes et al. 2012). Selain virus Puumalla, Dobrava dan Saaremaa merupakan strain virus yang sering ditemukan di Eropa (Zeimes et al. 2012). Pertanyaan yang muncul adalah apakah strain Dobrava dan Saaremaa viruses ini telah berada pada tubuh rodensia pada akhir-akhir ini atau memang telah berada ratusan tahun sebelumnya. Strain Hantavirus baru telah ditemukan dan diidentifikasi sebagai virus KenKeme di Eurasia dan Amerika Utara yang berasal dari Sorex roboratus (Kang et al. 2010).

SITUASI HANTAVIRUS DI INDONESIA

Keberadaan Hantavirus di Indonesia, baik pada hewan maupun manusia belum banyak diketahui, meskipun sudah ada laporan kasus Hanta pada manusia. Beberapa publikasi menyatakan adanya infeksi Hantavirus dan virus Seoul pada manusia di Indonesia (Ibrahim et al. 1996; Plyusnina et al. 2004; Suharti et al. 2009; Wibowo 2010). Kasus infeksi Hanta pada manusia sering dikacaukan atau bersamaan dengan infeksi virus Dengue, terutama pasien pada awalnya diduga terinfeksi oleh virus Dengue (Groen et al. 2002; Praseno & Nirwati 2008; Suharti et al. 2009). Pada rodensia, keberadaan antibodi terhadap Hantavirus asal Korea, telah dilaporkan pada tikus di beberapa wilayah Indonesia (Ibrahim et al. 1996; Plyusnina et al. 2009; Wibowo 2010).

Lebih lanjut, Hantavirus baru (Novel Hantavirus) juga berhasil dideteksi dari tikus rumah (Rattus tanezumi) yang berasal dari Kota Serang, Provinsi Banten, sehingga virus ini dinamakan Hanta strain Serang (SERV) (Plyusnina et al. 2009). Hasil penelitiannya secara molekuler menunjukkan bahwa virus tersebut berbeda dengan virus Hanta lainnya, tetapi masih serumpun, sehingga diberikan nama Serang virus. Wibowo (2010) melaporkan bahwa prevalensi reaktor pada rodensia di beberapa kota pelabuhan di Indonesia bervariasi mulai dari 7,9- 40,3%. Pada rodensia, prevalensi reaktor hanya ditemukan pada spesies rodensia tertentu saja. Sedangkan prevalensi antibodi terhadap Hantavirus pada manusia antara 1,1-28,9%, terkecuali yang ditemukan di Maumere mencapai 28,9%. 

Adapun spesies Hantavirus yang ditemukan saat ini adalah virus Hantaan, Seoul dan Puumala. Penelitian yang dilakukan oleh Ibrahim et al. (2013) menunjukkan bahwa tikus yang ditangkap di daerah Kepulauan Seribu menunjukkan hasil positif dengan uji IFA dan juga positif dengan uji Polymerase Chained Reaction (PCR). Hasil sekuen genom menunjukkan bahwa virus tersebut termasuk virus Seoul, namun tidak dilaporkan adanya antibodi pada manusia. Ibrahim et al. (2013) juga melaporkan terdapat peningkatan prevalensi reaktor Hantavirus pada tikus Rattus norvegicus dan R. tanezumi di daerah Kepulauan Seribu pada tahun 2009 (33,9%) jika dibandingkan dengan prevalensi pada tahun 2005 (15,9%). Selanjutnya, jenis rodensia yang dideteksi mengandung antibodi terhadap Hantavirus adalah R. ratus, R. norwegicus, R. exulans, R. tanezumi, M. musculus, B. indica dan S. murinus (Plyusnina et al. 2009; Wibowo 2010; Ibrahim et al. 2013).

Berhubung Hantavirus penularannya melalui ekskresi rodensia atau tikus yang berkeliaran dan banyak ditemui di lingkungan sekitar pemukiman manusia, hutan dan persawahan, maka perilaku dan jenis pekerjaan atau kegiatan manusia berpengaruh terhadap tingkat kejadian infeksi Hantavirus misalnya pekerja di hutan yang tidak menggunakan sepatu dan masker, orang yang tidur di rerumputan, orang yang tinggal di pemukiman yang rawan banjir, para pembajak sawah atau para petani yang sehari-harinya bekerja di sawah tanpa menggunakan pelindung. Hal ini didukung oleh penelitian Oldal et al. (2014b) yang menemukan antibodi terhadap virus Dobrava-Belgrade (DOBV) dan Puumala (PUUV) pada pekerja hutan di Hongaria. Dari informasi tersebut di atas dapat diasumsikan bahwa infeksi Hantavirus akan terus meningkat sejalan dengan perubahan pola hidup manusia tak terkecuali kondisi serupa juga dapat terjadi di Indonesia.

PENGARUH PERUBAHAN IKLIM

Iklim dan cuaca ikut berperan terhadap terjadinya suatu penyakit terutama penyakit-penyakit yang penularannya oleh vektor atau reservoir, seperti diulas oleh Bahri & Syafriati (2011) dan Sendow (2013). Perubahan iklim akan berdampak pada populasi nyamuk sebagai vektor Arbovirus yang dapat menimbulkan wabah penyakit baik emerging maupun re-emerging disease. Oleh karena itu, perubahan iklim atau lingkungan yang kondusif untuk pertumbuhan populasi vektor atau reservoir, baik yang disebabkan oleh alam maupun buatan manusia, diduga mempunyai dampak terhadap kesehatan manusia dan hewan, baik secara langsung maupun tidak langsung (Mills et al. 2010; Sendow 2013). Perubahan iklim memiliki hubungan terhadap ekosistem yang berdampak pada populasi induk semang, reservoir atau vektor. Hal yang sama tampak pada kasus Nipah di Malaysia, dimana induk semang reservoir Nipah yaitu kalong pemakan buah dapat bermigrasi ke daerah dimana persediaan makanan terpenuhi (Chua et al. 2000).

Kejadian wabah Hantavirus di beberapa negara, biasanya berhubungan dengan populasi rodensia yang meningkat secara drastis. Hal ini dapat disebabkan oleh beberapa faktor seperti perubahan fungsi hutan menjadi tempat pemukiman yang menyebabkan perubahan ekologi lingkungan. Selain itu, kondisi perumahan dan sanitasi yang buruk, kebakaran hutan atau terganggunya fungsi hutan sebagai sumber makanan bagi rodensia, menyebabkan rodensia bermigrasi ke tempat sumber makanan banyak ditemukan (Bahri & Syafriati 2011; Sendow 2013).

Prevalensi infeksi Hantavirus tergantung pada ketersediaan lahan sebagai tempat rodensia, induk semang (rodensia) dan Hantavirus itu sendiri. Perubahan salah satu komponen tersebut dapat mengakibatkan penurunan atau peningkatan infeksi di daerah tersebut. Sebagai contoh, perubahan iklim dan lingkungan yang disebabkan oleh penggundulan hutan, beralihnya fungsi hutan, atau perubahan tata kota, dapat menyebabkan penurunan keanekaragaman spesies rodensia yang ada di daerah tersebut dan terjadinya perpindahan spesies rodensia ke daerah baru (Koch et al. 2007; Willemann & Oliveira 2014). Kondisi tersebut dapat mengakibatkan interaksi rodensia dalam satu spesies akan meningkat, sehingga penularan antar rodensia dapat menginfeksi ke manusia juga meningkat. Makin banyak populasi vektor atau reservoir maka semakin tinggi peluang terjadinya infeksi pada manusia. Hal ini dapat menyebabkan infeksi campuran strain Hantavirus dalam satu spesies (Mills 2006; Mills et al. 2010).

DIAGNOSIS PENYAKIT

Infeksi Hantavirus berdampak sangat signifikan bagi kesehatan masyarakat, sehingga perlu mendapat perhatian serius. Diagnosis yang tepat dan akurat sangat diperlukan untuk menangani kasus tersebut. Hantavirus jika ditinjau dari aspek keselamatan hayati (biosafety), termasuk dalam kategori kelompok risiko 4, yaitu virus ini dapat menyebabkan sakit pada hewan dan manusia dengan akibat yang fatal, serta dapat menyebar pada komunitasnya dengan cepat dan belum ada cara pencegahan yang efektif (Fleming 2006). Menurut Childs et al. (1993) penanganan virus ini dalam skala laboratorium harus dilakukan di laboratorium dengan fasilitas biosafety level 4 (BSL4). Meskipun demikian, pengerjaan Hantavirus di laboratorium dapat pula dilakukan di biosafety level 3 (BSL3) dengan menggunakan tata laksana seperti pada BSL4. Hal ini tergantung dari hasil analisis risiko yang dilakukan terhadap pekerjaan dan penanganan yang akan dilakukan di laboratorium (Paragas & Endy 2006).

Diagnosis penyakit Hanta pada manusia ditentukan berdasarkan gejala klinis, epidemiologi penyakit dan dari hasil pemeriksaan laboratorium. Sebagian besar infeksi Hantavirus menghasilkan gejala subklinis atau gejala atipikal, sehingga diagnosis berdasarkan gejala klinis sulit diketahui dengan pasti, tergantung dari strain virus Hanta yang menginfeksi. Demikian pula tingkat keparahan yang ditimbulkan (Goeijenbier et al. 2015).

Pemeriksaan laboratorium mencakup pemeriksaan hematologi, serologi dan virologi. Pemeriksaan hematologi sering dilakukan sebagai rujukan untuk menentukan adanya infeksi virus meskipun tidak spesifik ke arah Hantavirus. Seperti dikemukakan pada penelitian Suwandono et al. (2011) bahwa trombositopenia dan leukopenia merupakan parameter akurat untuk diagnosis infeksi Dengue sesudah demam hari ketiga. Kemungkinan parameter ini dapat pula dijadikan patokan bagi infeksi virus lainnya. Selain lebih mudah pelaksanaannya, kedua hasil ini dapat diperoleh dari pengujian di semua laboratorium standar, rumah sakit bahkan beberapa puskesmas besar melakukan kedua uji tersebut dengan biaya yang jauh lebih murah dibandingkan dengan uji deteksi antibodi atau virologi lainnya. Konfirmasi serotipe virus yang menginfeksi dapat dilakukan dengan uji virologik seperti PCR yang dilanjutkan dengan analisis sekuen genom (Kramski et al. 2007).

Pemeriksaan serologi dapat dilakukan dengan uji IFA dan plaque reduction, hemaglutinasi inhibisi dan uji ELISA dan Westernblotting (Kramski et al. 2007; Kucinskaite-Kodze et al. 2011; Oldal et al. 2014a). Uji ELISA banyak diaplikasikan di rumah sakit untuk mendeteksi IgM atau IgG pada pasien. Sedangkan uji virologi pada umumnya mencakup isolasi virus dan deteksi antigen virus. Sampel yang dapat digunakan adalah darah dan urin serta organ paru (untuk hewan). Uji deteksi virus dapat dilakukan dengan uji PCR (Machado et al. 2009; Oldal et al. 2014a), real time PCR dan imunohistokimia (Kucinskaite-Kodze et al. 2011; Németh et al. 2011). Konfirmasi strain atau serotipe Hantavirus dapat dilakukan dengan analisis sekuen (Sironen et al. 2005; Kramski et al. 2007; Klempa et al. 2012). Untuk isolasi, Hantavirus dapat ditumbuhkan pada biakan jaringan Mongolian Gerbil kidney cell, Gold hamster kidney cell (Dong et al. 2005) dan menghasilkan cytopathic effect (CPE) (Vapalahti et al. 2003). Pada hewan coba, Hantavirus dapat tumbuh pada bayi tikus (Dong et al. 2005).

DIAGNOSIS BANDING

Gejala klinis infeksi Hanta jenis hemorhagis sering dikelirukan dengan infeksi penyakit lain seperti leptospirosis, ricketsiosis, Murine Thypus, Dengue dan Hemmorhagic Fever lainnya, plaque, sepsis dan pneumonia, karena gejala klinis yang dihasilkan hampir sama (Goeijenbier et al. 2015). Untuk itu pemeriksaan penunjang diperlukan untuk konfirmasi infeksi Hanta.

PENGENDALIAN PENYAKIT

Pada manusia, kasus klinis Hanta lebih banyak ditemukan di daerah dengan kondisi lingkungan dan perumahan yang buruk, serta banyaknya populasi tikus di sekitar rumah. Oleh karena itu, perbaikan sistem perumahan dan sanitasi lingkungan mutlak diperlukan untuk pencegahan penyakit ini.

Childs et al. (1993) merekomendasikan cara untuk mengurangi kontak dengan rodensia diantaranya dengan memasang kawat kasa agar tikus tidak masuk ke rumah, memasang perangkap tikus, tidak menyediakan makanan bagi tikus terutama di tempat sampah tanpa tutup. Di daerah endemis Hanta, sosialisasi mengenai penyakit Hanta sebaiknya sering dilakukan, termasuk program bagaimana cara menekan populasi tikus, melakukan surveilans dan program vaksinasi pada manusia. Cara penanganan dan pencegahan infeksi Hantavirus yang komprehensif, peningkatan kesadaran mayarakat akan bahaya penyakit ini seperti halnya yang telah dilakukan di Tiongkok (Zhang et al. 2010).

Vaksinasi dinilai masih efektif untuk pencegahan infeksi Hantavirus, sehingga akhir-akhir ini telah dikembangkan vaksin multi valent rekombinan yang terdiri dari beberapa strain/serotipe Hantavirus yang dapat mencegah infeksi Hantavirus (Hooper et al. 2013). Vaksin Hanta yang berasal dari jaringan ginjal garbil dan hamster telah banyak diproduksi. Di Tiongkok dan Korea, pemberian vaksinasi Hantavirus dapat menurunkan kasus infeksi pada manusia secara drastis (Dong et al. 2005; Zhang et al. 2010).

DAMPAK DAN ANTISIPASI INFEKSI HANTA

Meskipun keberadaan penyakit Hanta telah dilaporkan di Indonesia baik pada rodensia maupun pada manusia, namun tampaknya pemerintah belum menanggapi secara serius jika dibandingkan dengan perhatian terhadap penyakit zoonosis lainnya seperti Avian Influenza, Rabies dan Antraks. Indonesia mempunyai banyak spesies hewan liar yang bermukim di hutan, baik rodensia maupun kelelawar. Hantavirus mempunyai induk semang reservoir pada beberapa spesies tikus dan kelelawar. Timbulnya penyakit baru (emerging disease) maupun yang akan muncul kembali (re-emerging disease) dari beberapa penyakit zoonosis tidak dapat diabaikan bila pemerintah tidak melakukan antisipasi secara menyeluruh dengan melibatkan peran serta kementerian terkait.

Salah satu bukti pemerintah belum menaruh perhatian penuh terhadap infeksi Hanta adalah hingga saat ini hanya sedikit laporan klinis dan serologis yang cenderung menyebabkan kejadian luar biasa pada manusia. Selanjutnya, data mengenai spesies hewan liar yang ada di Indonesia masih terbatas, sehingga identifikasi reservoir Hanta juga belum banyak dilaporkan. Untuk itu, penelitian lebih lanjut dan menyeluruh perlu dilakukan untuk mengidentifikasi spesies rodensia dan kelelalwar yang bertindak sebagai reservoir untuk penyakit zoonosis.

IMPLIKASI KEBIJAKAN

Peran Komisi Nasional Zoonosis (Komnas Zoonosis) seperti pada PP Nomor 30/11 tentang Pengendalian Zoonosis telah disebutkan bahwa ancaman zoonosis di Indonesia dan dunia cenderung meningkat. Salah satu zoonosis dalam hal ini penyakit yang disebabkan Hantavirus sudah terdeteksi pada tikus sebagai vektor dari virus ini. Dengan demikian, meskipun data terbatas, maka sudah saatnya dilakukan langkah antisipasi mencegah menyebarnya Hantavirus di Indonesia. Langkah-langkah komprehensif dan terpadu dari pemerintah pusat sampai daerah, peran lembaga riset, universitas serta peran organasasi profesi seperti IDI dan PDHI sudah saatnya digerakkan. Sesuai yang diamanatkan oleh PP Nomor 30/11, Komnas Zoonosis harus mengambil peran dalam sistem komando pengendalian nasional yang terintegrasi dalam rangka mengantisipasi dan menanggulangi situasi kedaruratan jika terjadi wabah zoonosis termasuk Hantavirus.

Peran lembaga riset seperti Badan Penelitian dan Pengembangan Pertanian yang mempunyai UPT Balai Besar Penelitian Veteriner yang merupakan laboratorium rujukan penyakit hewan nasional berperan aktif dalam melakukan riset terkait vektor dan reservoir Hantavirus. Dukungan SDM, fasilitas, dana, serta kerjasama lintas kementerian akan memperlancar kegiatan riset serta output data yang dibutuhkan untuk pengendalian zoonosis di Indonesia. 

KESIMPULAN

Infeksi Hantavirus pada manusia dapat bersifat fatal, mengakibatkan kesakitan dan bahkan kematian. Hantavirus telah tersebar di banyak negara, termasuk di Indonesia. Perubahan iklim akan mempengaruhi penyebaran dan dinamika kejadian penyakit termasuk infeksi Hantavirus yang ditularkan oleh rodensia. Dengan demikian, faktor lingkungan akan menjadi penyebab utama penyebaran penyakit Hantavirus baik antar rodensia maupun dari rodensia ke manusia. Membasmi rodensia melalui perbaikan lingkungan sekitar perumahan penduduk menjadi faktor penting dalam pengendalian infeksi Hantavirus pada manusia. Dengan ditemukannya antibodi terhadap Hantavirus pada rodensia, kelelawar dan orang utan Kalimantan, meskipun datanya masih terbatas, tetapi perlu diantisipasi penyebaran infeksi Hantavirus antar hewan liar tersebut, disamping untuk menjaga kelangsungan populasi hewan liar juga mencegah penyebaran penyakitnya ke manusia di sekitarnya.

Kesiapan perangkat diagnosis menjadi kunci utama dalam pendeteksian penyakit disamping tindakan preventif menggunakan vaksin pada daerah dengan kasus tinggi. Kejadian infeksi Hantavirus di Indonesia belum banyak diketahui. Oleh karena itu, penelitian tentang Hantavirus dan aspek kesehatan masyarakat perlu dilakukan untuk mendapatkan informasi situasi penyakit yang lengkap. Diperlukan informasi sebaran penyakit dan hewan reaktornya, terutama di daerah padat populasi dengan lingkungan yang memungkinkan reaktor penyakit berkeliaran dan sejauh mana dampak penyakit bagi kesehatan masyarakat. Hal ini akan menjadi dasar dalam menetapkan program antisipatif untuk pencegahan dan pengendalian penyakit secara efektif dan efisien. Untuk jangka pendek, sosialisasi penyakit perlu dilakukan kepada masyarakat dan petugas kesehatan di tingkat kecamatan/puskesmas, sehingga masyarakat memahami dan dapat melakukan pencegahan penyakit di lingkungan setempat/keluarga dan puskesmas dapat memberikan pertolongan awal pada kejadian infeksi Hantavirus.

DAFTAR PUSTAKA

Arai S, Ohdachi SD, Asakawa M, Kang HJ, Mocz G, Arikawa J, Okabe N, Yanagihara R. 2008. Molecular phylogeny of a newfound Hantavirus in the Japanese shrew mole (Urotrichus talpoides). Proc Natl Acad Sci. 105:16296-16301.

Baek LJ, Kariwa H, Lokugamage K, Yoshimatsu K, Arikawa J, Takashima I, Kang J Il, Moon SS, Chung SY, Kim EJ, et al. 2006. Soochong virus: An antigenically and genetically distinct Hantavirus isolated from Apodemus peninsulae in Korea. J Med Virol. 78:290- 297.

Bahri S, Syafriati T. 2011. Mewaspadai munculnya beberapa penyakit hewan menular strategis di Indonesia terkait dengan pemanasan global dan perubahan iklim. Wartazoa. 21:25-39. Botten J, Mirowsky K, Ye C, Gottlieb K, Saavedra M, Ponce L, Hjelle B. 2002.

Shedding and intracage transmission of Sin Nombre Hantavirus in the deer mouse (Peromyscus maniculatus) model. J Virol. 76:7587-7594.

Chen CC, Pei KJC, Yang CM, Kuo MD, Wong ST, Kuo SC, Lin FG. 2011. A possible case of Hantavirus infection in a Borneo orangutan and its conservation implication. J Med Primatol. 40:1-4.

Childs JE, Kaufmann AF, Peters CJ, Ehrenberg RL. 1993. Hantavirus infection-Southwestern United States: Interim recommendations for risk reduction. MMWR Recomm Rep. 42:1-13.

Chua KB, Bellini WJ, Rota PA, Harcourt BH, Tamin A, Lam SK, Ksiazek TG, Rollin PE, Zaki SR, Shieh W, et al. 2000. Nipah virus: A recently emergent deadly paramyxovirus. Science. 288:1432-1435.

de Oliveira RC, Guterres A, Fernandes J, D’Andrea PS, Bonvicino CR, de Lemos ERS. 2014. Hantavirus reservoirs: Current status with an emphasis on data from Brazil. Viruses. 6:1929-1973.

de Oliveira SV, Fonseca LX, de Araújo Vilges KM, Maniglia FVP, Pereira SVC, de Caldas EP, Tauil PL, GurgelGonçalves R. 2015. Vulnerability of Brazilian municipalities to hantavirus infections based on multi-criteria decision analysis. Emerg Themes Epidemiol. 12:15-22.

Dobly A, Cochez C, Goossens E, De Bosschere H, Hansen P, Roels S, Heyman P. 2012. Sero-epidemiological study of the presence of hantaviruses in domestic dogs and cats from Belgium. Res Vet Sci. 92:221-224.

Dong GM, Han L, An Q, Liu WX, Kong Y, Yang LH. 2005. Immunization effect of purified bivalent vaccine to haemorrhagic fever with renal syndrome manufactured from primary cultured hamster kidney cells. Chin Med J. 118:766-768.

Easterbrook JD, Zink MC, Klein SL. 2007. Regulatory T cells enhance persistence of the zoonotic pathogen Seoul virus in its reservoir host. Proc Natl Acad Sci. 104:15502-15507.

Firth C, Tokarz R, Simith DB, Nunes MRT, Bhat M, Rosa EST, Medeiros DBA., Palacios G, Vasconcelos PFC, Lipkin WI. 2012. Diversity and distribution of Hantaviruses in South America. J Virol. 86:13756- 13766.

Fleming DO. 2006. Risk assesment of biological hazards. In: Flemming DO, Hunt DL, eds. Biological safety; Principles and Practices. 4 th Ed. Washington DC (US): AMS Press. p. 81-92.

Goeijenbier M, Verner-Carlsson J, van Gorp ECM, Rockx B, Koopmans MPG, Lundkvist, van der Giessen JWB, Reusken CBEM. 2015. Seoul Hantavirus in brown rats in the Netherlands: Implications for physicians epidemiology, clinical aspects, treatment and diagnostics. Neth J Med. 73:155-160.

Groen J, Suharti C, Koraka P, van Gorp EC, Sutaryo J, Lundkvist A, Osterhaus AD. 2002. Serological evidence of human Hantavirus infections in Indonesia. Infection. 30:326-327.

Hooper JW, Josleyn M, Ballantyne J, Brocato R. 2013. A novel Sin Nombre virus DNA vaccine and its inclusion in a candidate pan-Hantavirus vaccine against hantavirus pulmonary syndrome (HPS) and hemorrhagic fever with renal syndrome (HFRS). Vaccine. 31:4314-4321.

Houck M a, Qin H, Roberts HR. 2001. Hantavirus transmission: potential role of ectoparasites. Vector Borne Zoonotic Dis. 1:75-79. 

Ibrahim IN, Shimizu K, Yoshimatsu K, Yunianto A, Salwati E, Yasuda SP, Koma T, Endo R, Arikawa J. 2013. Epidemiology of Hantavirus infection in Thousand Islands Regency of Jakarta, Indonesia. J Vet Med Sci. 75:1003-1008.

Ibrahim IN, Sudomo M, Morita C, Uemura S, Muramatsu Y, Ueno H, Kitamura T. 1996. Seroepidemiological survey of wild rats for Seoul virus in Indonesia. Jpn J Med Sci Biol. 49:69-74.

Johansson P, Yap G, Low H-T, Siew C-C, Kek R, Ng L-C, Bucht G. 2010. Molecular characterization of two hantavirus strains from different rattus species in Singapore. Virol J. 7:15–23.

Jonsson CB, Figueiredo LTM, Vapalahti O. 2010. A global perspective on hantavirus ecology, epidemiology, and disease. Clin Microbiol Rev. 23:412-441.

Kang HJ, Arai S, Hope AG, Cook JA, Yanagihara R. 2010. Novel Hantavirus in the flat-skulled shrew (Sorex roboratus). Vector Borne Zoonotic Dis. 10:593-597. 

Klempa B, Tkachenko EA, Dzagurova TK, Yunicheva Y V., Morozov VG, Okulova NM, Slyusareva GP, Smirnov A, Kruger DH. 2008. Hemorrhagic fever with renal syndrome caused by 2 lineages of Dobrava hantavirus, Russia. Emerg Infect Dis. 14:617-625.

Klempa B, Witkowski PT, Popugaeva E, Auste B, Koivogui L, Fichet-Calvet E, Strecker T, ter Meulen J, Kruger DH. 2012. Sangassou virus, the first Hantavirus Isolate from Africa, displays genetic and functional properties distinct from those of other murinaeAssociated Hantaviruses. J Virol. 86:3819-3827.

Koch DE, Mohler RL, Goodin DG. 2007. Stratifying land use/land cover for spatial analysis of disease ecology and risk: An example using object-based classification techniques. Geospat Heal. 2:15-28.

Kosasih H, Ibrahim IN, Wicaksana R, Alisjahbana B, Hoo Y, Yo IH, Antonjaya U, Widjaja S, Winoto I, Williams M, Blair PJ. 2011.

Evidence of human Hantavirus infection and zoonotic investigation of Hantavirus prevalence in rodents in Western Java, Indonesia. Vector-Borne Zoonotic Dis. 11:709-713.

Kramski M, Meisel H, Klempa B, Krüger DH, Pauli G, Nitsche A. 2007. Detection and typing of human pathogenic Hantaviruses by real-time reverse transcription-PCR and pyrosequencing. Clin Chem. 53:1899-1905.

Kraus AA, Priemer C, Heider H, Krüger DH, Ulrich R. 2005. Inactivation of Hantaan virus-containing samples for subsequent investigations outside biosafety level 3 facilities. Intervirology. 48:255-261.

Kucinskaite-Kodze I, Petraityte-Burneikiene R, Zvirbliene A, Hjelle B, Rafael A, Medina RA, Gedvilaite A, Razanskiene A, Schmidt-Chanasit J, Mertens M, et al. 2011. Characterization of monoclonal antibodies against Hantavirus nucleocapsid protein and their use for immunohistochemistry on rodent and human samples. Arch Virol. 156:443-456.

Laakkonen J, Kallio-Kokko H, Oktem MA, Blasdell K, Plyusnina A, Niemimaa J, Karataş A, Plyusnin A, Vaheri A, Henttonen H. 2006. Serological survey for viral pathogens in Turkish rodents. J Wildl Dis. 42:672-676.

Lee HW, Lee PW, Johnson KM. 1978. Isolation of the etiologic agent of Korean hemorrhagic fever. J Infect Dis. 137:298-308.

Lokugamage N, Kariwa H, Lokugamage K, Iwasa MA, Hagiya T, Yoshii K, Tachi A, Ando S, Fukushima H, Tsuchiya K, et al. 2004. Epizootiological and epidemiological study of Hantavirus infection in Japan. Microbiol Immunol. 48:843-851.

Machado AM, de Figueiredo GG, Sabino dos Santos Jr G, Figueiredo LTM. 2009. Laboratory diagnosis of human Hantavirus infection: Novel insights and future potential. Future Virol. 4:383-389. 

MacNeil A, Nichol ST, Spiropoulou CF. 2011. Hantavirus pulmonary syndrome. Virus Res. 162:138-147.

Mailles A, Sin MA, Ducoffre G, Heyman P, Koch J, Zeller H. 2005. Larger than usual increase in cases of Hantavirus infections in Belgium, France and Germany, June 2005. Euro Surveill. 10:E050721.4. 

Mills JN, Gage KL, Khan AS. 2010. Potential influence of climate change on vector-borne and zoonotic diseases: A review and proposed research plan. Environ Health Perspect. 118:1507-1514.

Mills JN. 2006. Biodiversity loss and emerging infectious disease: An example from the rodent-borne hemorrhagic fevers. Biodiversity. 7:9-17. 

Németh V, Madai M, Maràczi A, Bérczi B, Horvàth G, Oldal M, Kisfali P, Bànyai K, Jakab F. 2011. Detection of Dobrava-Belgrade Hantavirus using recombinantnucleocapsid-based enzyme-linked immunosorbent assay and SYBR green-based real-time reverse transcriptase-polymerase chain reaction. Arch Virol. 156:1655-1660.

Nichol ST, Beaty BJ, Elliott RM, Goldbach R, Plyusnin A, Schmaljohn CS, Tesh RB. 2005. Bunyaviridae. In: Fauquet CM, Mayo MA, Maniloff J, Desselberger U, Ball LA, editors. Virus taxonomy: Eighth report of the International Committee on Taxonomy of Viruses. Amsterdam (Netherlands): Elsevier Academic Press. p. 695-716.

Nurisa I, Ristyanto. 2005. Penyakit bersumber rodensia (tikus dan mencit) di Indonesia. J Ekol Kesehat. 4:308-319.

Oldal M, Németh V, Madai M, Kemenesi G, Dallos B, Péterfi Z, Sebo k J, Wittmann I, Bànyai K, Jakab F. 2014a. Identification of hantavirus infection by Western blot assay and TaqMan PCR in patients hospitalized with acute kidney injury. Diagn Microbiol Infect Dis. 79:166-170.

Oldal M, Németh V, Madai M, Pinter R, Kemenesi G, Dallos B, Kutas A, Sebok J, Horvàth G, Bànyai K, Jakab F. 2014b. Serosurvey of pathogenic Hantaviruses among forestry workers in Hungary. Int J Occup Med Environ Health. 27:766-773.

Olsson GE, Leirs H, Henttonen H. 2010. Hantaviruses and their hosts in Europe: Reservoirs here and there, but not everywhere? Vector Borne Zoonotic Dis. 10:549- 561.

Oncul O, Atalay Y, Onem Y, Turhan V, Acar A, Uyar Y, Caglayik DY, Ozkan S, Gorenek L. 2011. Hantavirus infection in Istanbul, Turkey. Emerg Infect Dis. 17:303-304.

Padula PJ, Colavecchia SB, Martinez VP, Gonzalez Della Valle MO, Edelstein A, Miguel SDL, Russi J, Morea Riquelme J, Colucci N, Almiron M, Rabinovich RD. 2000. Genetic diversity, distribution, and serological features of Hantavirus infection in five countries in South America. J Clin Microbiol. 38:3029-3035.

Paragas J, Endy TP. 2006. Viral agents of human disease: biosafety concerns. In: Flemming DO, Hunt DL, eds. Biological safety; Principles and Practices. 4 th Ed. Washington DC (US): AMS Press. p. 179-207. 

Plyusnina A, Ibrahim IN, Plyusnin A. 2009. A newly recognized hantavirus in the Asian house rat (Rattus tanezumi) in Indonesia. J Gen Virol. 90:205-209.

Plyusnina A, Ibrahim IN, Winoto I, Porter KR, Gotama IBI, Lundkvist A, Vaheri A, Plyusnin A. 2004. Identification of Seoul Hantavirus in Rattus norvegicus in Indonesia. Scand J Infect Dis. 36:356- 359. 

Praseno, Nirwati H. 2008. Hantavirus infection in clinically suspected dengue fever patients. Berkala Ilmu Kedokteran. 40:132-135.

Raboni SM, Rubio G, Borba LDE, Zeferino A, Skraba I, Goldenberg S, Dos Santos CN. 2005. Clinical survey of Hantavirus in southern Brazil and the development of specific molecular diagnosis tools. Am J Trop Med Hyg. 72:800-804.

Reynes JM, Soares JL, Hüe T, Bouloy M, Sun S, Kruy SL, Marie FFS, Zeller H. 2003. Evidence of the presence of Seoul virus in Cambodia. Microbes Infect. 5:769- 773.

Seitsonen E, Hynninen M, Kolho E, Kallio-Kokko H, Pettilä V. 2006. Corticosteroids combined with continuous veno-venous hemodiafiltration for treatment of Hantavirus pulmonary syndrome caused by Puumala virus infection. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 25:261-266. 

Sendow I. 2013. Bovine epheremal fever, penyakit hewan manular yang terkait dengan perubahan lingkungan. Wartazoa. 23:76-83.

Sironen T, Vaheri A, Plyusnin A. 2005. Phylogenetic evidence for the distinction of Saaremaa and Dobrava Hantaviruses. Virol J. 2:90-95.

Suharti C, van Gorp EC, Dolmans WM, Groen J, Hadisaputro S, Djokomoeljanto RJ, D M E OA, van der Meer JW. 2009. Hantavirus infection during dengue virus infection outbreak in Indonesia. Acta Med Indones. 41:75-80.

Sumibcay L, Kadjo B, Gu SH, Kang HJ, Lim BK, Cook JA, Song JW, Yanagihara R. 2012. Divergent lineage of a novel Hantavirus in the banana pipistrelle (Neoromicia nanus) in Côte d’Ivoire. Virol J. 9:34.

Suwandono A, Nurhayati I, Parwati PIF, Rudiman, Wisaksana R, Kosasih H, Alisjahbana B. 2011. Perbandingan Nilai diagnostik trombosit, leukosit, antigen NS1 dan antibodi IgM antidengue. J Indonesia Med Assoc. 61:362-332.

Vapalahti O, Mustonen J, Lundkvist Å, Henttonen H, Plyusnin A, Vaheri A. 2003. Hantavirus infections in Europe. Lancet Infect Dis. 3:653-661.

Weiss S, Witkowski PT, Auste B, Nowa K, Weber N, Fah J, Mombouli JV, Wolfe ND, Drexler JF, Drosten C, et al. 2012. Hantavirus in bat, Sierra Leone. Emerg Infect Dis. 18:159-161.

Wibowo. 2010. Epidemiologi Hantavirus di Indonesia. Bul Penelitian Kesehatan. Supl:44-49. Willemann MCA, Oliveira S V. 2014. Risk factors associated with Hantavirosis fatality: A regional analysis from a case-control study in Brazil. Rev Soc Bras Med Trop. 47:47-51.

Yashina LN, Patrushev NA, Ivanov LI, Slonova RA, Mishin VP, Kompanez GG, Zdanovskaya NI, Kuzina II, Safronov PF, Chizhikov VE, et al. 2000. Genetic diversity of Hantaviruses associated with hemorrhagic fever with renal syndrome in the far east of Russia. Virus Res. 70:31-44.

Zeimes CB, Olsson GE, Ahlm C, Vanwambeke SO. 2012. Modelling zoonotic diseases in humans: Comparison of methods for Hantavirus in Sweden. Int J Health Geogr. 11:39.

Zhang YZ, Xiao DL, Wang Y, Wang HX, Sun L, Tao XX, Qu YG. 2004. The epidemic characteristics and preventive measures of hemorrhagic fever with syndromes in China. Zhonghua Liu Xing Bing Xue Za Zhi. 25:466-469.

Zhang YZ, Zou Y, Fu ZF, Plyusnin A. 2010. Hantavirus infections in humans and animals, China. Emerg Infect Dis. 16:1195-1203.

SUMBER:                      

Indrawati Sendow, NLPI Dharmayanti, M Saepullah dan RMA Adjid.  2020. Infeksi Hantavirus: Penyakit Zoonosis yang Perlu Diantisipasi Keberadaannya di Indonesia .  WARTAZOA Vol. 26 No. 1 Th. 2016 Hlm. 017-026 DOI: http://dx.doi.org/ .  10.14334/wartazoa.v26i1.1270 17

#Hantavirus 

#Zoonosis 

#Rodensia 

#KesehatanPublik 

#PenyakitMenular

Kasus COVID-19 Pertama Finlandia: Bukti Mengejutkan dari Tes Serologis & Molekuler Awal Pandemi!

Pada 31 Desember 2019, satu klaster etiologi kasus pneumonia yang tidak diketahui dilaporkan di Wuhan, Provinsi Hubei, Tiongkok ^[1].  Virus Severe Acute Respiratory Syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) diisolasi oleh para ilmuwan Tiongkok pada 7 Januari 2020. Hingga saat ini, virus SARS-CoV-2 yang menimbulkan pandemi penyakit COVID-19 menyebar ke seluruh dunia.

Anu Haveri et al. menggambarkan urutan waktu kejadian di sekitar kasus COVID-19 pertama yang diimpor ke Finlandia, dan merangkum data klinis, molekuler dan serologis. Isolasi virus SARS-CoV-2/Finland/1/2020 yang telah berhasil dengan baik memungkinkan mereka untuk menggunakan uji mikronetralisasi atau microneutralisation (MN) Assay berdasarkan timbulnya cytopathic effect (CPE) untuk mendeteksi level antibodi yang menetralkan secara spesifik virus SARS-CoV-2. Sampel serum diagnostik kasus dan tiga kontak dekat dianalisis dan dibandingkan dengan sampel serum dari populasi orang Finlandia yang dikumpulkan pada tahun 2019.

Presentasi klinis dan konfirmasi laboratorium dari kasus ini

Kasus COVID-19 pertama di Finlandia adalah seorang turis Tiongkok berusia 30-an, yang telah meninggalkan Wuhan pada 22 Januari 2020 dan tiba di Finlandia pada 23 Januari 2020. Gejala pertamanya adalah pilek pada 26 Januari 2020 dan mual pada 27 Januari 2020. Karena demam tinggi (39°C), kelemahan dan batuk lalu ia mencari perawatan medis pada 28 Januari 2020. Kecurigaan COVID-19 sehingga dia dibawa langsung ke Rumah Sakit Pusat Lapland di Rovaniemi, di mana ia diisolasi dan diambil sampelnya pada tanggal 28 dan 29 Januari 2020 untuk dikonfirmasi adanya infeksi SARS-CoV-2 dengan uji laboratorium (Gambar 1). Infeksi SARS-CoV-2 dikonfirmasi dari sampel nasofaring pada tanggal 29 Januari 2020 oleh Laboratorium Rumah Sakit Universitas Helsinki atau Helsinki University Hospital Laboratory (HUSLAB), dan selanjutnya dikonfirmasi di Institut Kesehatan dan Kesejahteraan Finlandia atau Finnish Institute for Health and Welfare (THL) (Tabel). Kedua laboratorium melakukan pengujian RT-PCR untuk tiga target: amplop (E). RNA-dependent RNA polymerase (RdRp) dan nucleocapsid (N). Primer dan probe didasarkan pada Corman et al. metode^[2]. Nilai ambang siklus atau Cycle threshold (Ct) values di atas 37 dianggap negatif.

Gambar 1.

Tabel 1.

Pasien kasus ini memiliki gejala ringan selama periode isolasi. Dia diuji PCR-negatif dalam sampel tanggal 3 dan 4 Februari 2020 dan, karena dianggap asimptomatik, dikeluarkan dari rumah sakit pada 5 Februari 2020. Satu sampel tambahan untuk serologi dan PCR diambil masing-masing pada tanggal 14 dan 17 Februari 2020.  Secara keseluruhan terdapat 21 kontak dekat dapat diidentifikasi dan bisa diperoleh 17. Empat belas masih di Finlandia dan ditempatkan di karantina selama 14 hari. Informasi tentang tiga kontak dekat yang telah meninggalkan negara itu dikomunikasikan kepada pihak yang berwenang di negara masing-masing. Untuk empat kontak dekat yang tersisa, tidak bisa diketahui secara rinci.  Dua dari 21 kontak dekat terpapar erat dan oleh karena itu sampel pada hari 4, 10, 12 dan 14 setelah gejala pertama dari kasus indeks (index case). Tindak lanjut dari semua kontak berakhir pada 11 Februari 2020 tanpa peristiwa transmisi sekunder.

Isolasi virus SARS-CoV-2/Finlandia/1/2020

Virus SARS-CoV-2 SARS-CoV-2/Finland/1/2020 diisolasi di laboratorium tingkat keamanan 3 atau biosafety level 3 (BSL-3) dalam sel Vero E6 dari Hari ke 4 swab nasofaring atau nasopharyngeal (NPS) swab dan nasofaring aspirat atau nasopharyngeal aspirate (NPA) spesimen (Tabel). Sampel diinokulasi ke dalam sel selama 1 jam dalam inkubator 5% CO2 pada suhu 37°C dan media kultur baru (Eagle's minimum essential medium (EMEM) ditambah dengan 2% serum janin sapi (FBS), 0,6 ug / mL penicillin, 60 ug / mL streptomisin, 2 mM L-glutamin, 20 mM HEPES) ditambahkan untuk inkubasi. Pada Hari ke 4 inkubasi, setengah dari kultur dipasase sesara blind-passage ke sel Vero E6 segar dan sisanya dari bagian asli diinkubasi lebih lanjut. Setelah 4 hari inkubasi, CPE yang jelas terdeteksi dalam kultur yang berasal dari NPA.  Perkembangbiakan virus stok dilakukan dengan cara pasase menggunakan dosis virus yang rendah sekali lagi dalam sel Vero E6, dan kultur virus dipanen pada Hari ke-3. Konsentrasi virus mengikuti uji RT-PCR.  Nilai Ct untuk pasase virus pertama pada hari ke 6 inkubasi adalah 17,65 dan untuk pasase virus ke 2 pada hari ke-2, sebelum timbul CPE adalah 20,63, sedangkan spesimen NPS tetap pada nilai Ct antara 35 dan 36.

Sequencing seluruh genom SARS-CoV-2 / Finlandia / 1/2020

Hampir lengkap coding region daripada SARS-CoV-2 (nomor akses GenBank: MT020781) diurutkan dari NPS yang dikumpulkan pada Hari 4 (Tabel) dan wilayah pengkodean lengkap diurutkan dari isolat virus yang diperoleh setelah tiga bagian dalam sel Vero E6. Virus ini memiliki substitusi pertama C21707T dibandingkan dengan strain referensi Wuhan-Hu-1 yang dikumpulkan di Wuhan Tiongkok, Desember 2019 (NC_045512)^[3] yang menyebabkan substitusi histidin menjadi tirosin (H49Y) dalam domain N-terminal dari domain Spike glikoprotein.

Respons antibodi selama infeksi SARS-CoV-2

Sampel serum dikumpulkan dari kasus indeks pada Hari ke 4, 9, 10 dan 20 dari timbulnya gejala pertama (Gambar 1). Adanya antibodi IgM dan IgG terhadap SARS-CoV-2 dianalisis dengan uji imunofluoresensi (IFA) menggunakan sel Vero E6 yang diinokulasi dengan virus pasase ke 4 dari isolat virus pasien SARS-CoV-2/Finland/1/2020 dan ditransfer ke slide mikroskop dan difiksasi dengan aseton (Gambar 2). Sampel serum dari kasus indeks diencerkan secara seri dan diinkubasi selama 2 jam untuk IgM dan selama 30 menit untuk IgG. Antibodi divisualisasikan dengan fluorescein isothiocyanate (FITC)-conjugated anti-human IgM atau IgG antibodies. Sementara antibodi tidak terdeteksi pada Hari ke 4 setelah timbulnya gejala, titer IgG naik menjadi 80 dan 1.280 dan titer IgM menjadi 80 dan 320 masing-masing pada Hari ke 9 dan 20 (Tabel). Sampel serum acak dari anggota staf Universitas Helsinki (n = 19) tidak menunjukkan reaksi-ikatan spesifik pada pengenceran lebih besar dari 20 (Gambar 2).

Gambar 2.

Antibodi IgM dan IgG Anti-SARS-CoV-2 dapat dideteksi dengan uji imunofluoresensi dalam sampel dari Hari ke 9, 10 dan 20 setelah timbulnya penyakit. Baik IgM dan IgG ditemukan pada titer 80 pada Hari ke 9, titer pada Hari ke 20 adalah 320 dan 1.280. Sebagai contoh, pengenceran 1:20 dan 1:160 dari sampel Hari ke 20 ditunjukkan untuk masing-masing IgM dan IgG dari kasus indeks. Pengenceran 1:20 ditunjukkan untuk serum kontrol.

Sel Vero E6 yang terinfeksi Mock dan SARS-CoV2 yang dikumpulkan pada Hari ke 6 pasca infeksi dilisiskan dalam buffer sampel Laemmli, dan Western blotting (WB) dari lisat dilakukan seperti yang dijelaskan sebelumnya^[4]. Pada pengenceran 1:200, serum pemulihan pada Hari ke 20 mengidentifikasi band protein SARS-CoV2 N, S dan E (Gambar 3). Pada paparan yang lebih tinggi, semua band dapat dideteksi bahkan pada pengenceran serum 1: 1.600 (Gambar 3).

Gambar 3.

Panel kiri atas: pewarnaan protein total (Ponceau S) dari membran nitroselulosa sebelum diperiksa. Panel kanan atas: strip diperiksa dengan pengenceran berbeda dari serum pasien pada paparan rendah. Panel bawah: membran yang sama dikontraskan secara individual untuk intensitas pita yang lebih tinggi. Tanda panah menunjukkan protein SARS-CoV-2, pelabelan mengasumsikan bahwa migrasi protein SARS-CoV-2 mirip dengan protein SARS-CoV yang diekspresikan Vero E6. ^[23]  Band yang berada pada ca 110 dan 90 kDa mungkin masing-masing mewakili S1 dan S2. Marker M: Precision Plus Dual Color Standards (Bio-Rad). Deteksi dilakukan menggunakan Odyssey Infrared Imaging System (LI-COR) menggunakan goat anti-human IR800 conjugate pada pengenceran 1: 10.000.

Tingkat netralisasi antibodi spesifik SARS-CoV-2 diukur dalam rangkap dua dengan uji MN di laboratorium BSL-3.  Sampel serum diinaktivasi dengan panas pada 56°C selama 30 menit dan 2 kali lipat diencerkan secara serial mulai dari 1: 4 dalam EMEM ditambah dengan 2% FBS dan antibiotik yang dilemahkan oleh panas. Lima puluh unit pembentuk plak (PFU) dari galur SARS-CoV-2/Finland/1/2020 ditambahkan ke pengenceran serum dan diinkubasi selama 1 jam pada suhu 37°C. Sel-sel Vero E6 (5 × 104 / well) ditambahkan ke campuran virus-serum, dan kemudian campuran ini diinkubasi pada 96-well plate selama 4 hari dalam incubator 5% CO2 pada suhu 37°C. Netralisasi dinilai dengan timbulnya CPE pada kulture. Titik akhir atau endpoint netralisasi ditentukan sebagai titik akhir 50% dari serum yang menghambat infeksi SARS-CoV-2 dengan pengamatan adanya CPE dari sel yang diinokulasi.

Sampel serum diagnostik dari kasus indeks (index case) dan tiga kontak dekat asimptomatiknya dipelajari dengan uji MN.  Selama fase akut infeksi, tidak terdeteksi adanya netralisasi antibodi.  Pasien serokonversi untuk menetralkan antibodi antara Hari ke 4 dan 9, dengan titer meningkat menjadi 160 pada Hari 20 (Tabel). Spesimen serum dipastikan tidak toksik atau infektif pada sel.

Sampel serum yang diambil dari tiga kontak dekat hasilnya negatif dalam uji MN. Anu Haveri et al. juga menguji sampel serum yang dikumpulkan pada 2019 dari 83 penduduk Finlandia yang berusia 4 hingga 89 tahun dan semuanya dinyatakan negatif.  Sera diketahui positif untuk IgG terhadap human coronavirus OC43 dan 229E ^[5] dan antibodi kelinci atau marmot terhadap protein SARS-CoV N ^[6] tidak dapat menetralkan virus.

Pada fase awal wabah COVID-19, kasus yang dikonfirmasi di luar China sebagian besar diimpor di antara para pelancong dari Wuhan. ^[7]  Kasus pertama di Finlandia terdeteksi pada 29 Januari 2020 di antara kasus impor pertama di Eropa.  Kasus ini menunjukkan gejala ringan tanpa pneumonia: pilek, mual, demam tinggi, batuk, kelemahan otot dan kelelahan. Tidak ada peristiwa transmisi sekunder yang terdeteksi meskipun tindak lanjut aktif oleh Rumah Sakit distrik Lapland dan THL.

Pada 17 Maret 2020, 358 kasus COVID-19 tambahan yang dikonfirmasi di laboratorium telah terdeteksi di Finlandia.  Banyak dari mereka yang terkait dengan perjalanan (kebanyakan dari Italia utara dan Austria) tetapi ada juga transmisi lokal dari kasus terkait perjalanan. Risiko penularan infeksi COVID-19 komunitas nasional yang luas di Uni Eropa, Wilayah Ekonomi Eropa atau EU dan Inggris dalam beberapa minggu mendatang dianggap tinggi oleh Pusat Pencegahan dan Pengendalian Penyakit  atau European Centre for Disease Prevention and Control. ^[8]

Urutan genom virus pasien hampir identik dengan jenis referensi dari Wuhan, mencerminkan impor awal dari Tiongkok.  Kemudian informasi urutan genom di Finlandia (hingga 2 Maret) menunjukkan pengelompokan dengan strain yang beredar di Italia (lihat nextstrain.org/ncov).^[9]

Pedoman saat ini dari Organisasi Kesehatan Dunia (WHO) untuk pengujian COVID-19 merekomendasikan pengumpulan sampel serum akut dan pemulihan dari pasien untuk pengujian serologis, yang dapat mendukung identifikasi respon imun terhadap patogen virus tertentu.^[10]  Asam nukleat SARS-CoV-2 telah ditemukan juga dalam cairan anal dan darah, ^[11] namun dalam penelitian ini tidak mendeteksinya dalam sampel serum dalam kasus ini. Sampai saat ini, hanya data terbatas yang tersedia pada respon antibodi selama infeksi SARS-CoV-2. ^[11,12]  Penelitian lebih lanjut diperlukan untuk lebih memahami seroprevalensi antibodi terhadap berbagai coronavirus dalam populasi dan peran antibodi ini dalam risiko penyakit.

Sesuai dengan temuan sebelumnya ^[11], kami menemukan bahwa titer IgM dan IgG rendah atau tidak terdeteksi pada Hari ke 4 (hari kedua setelah masuk ke rumah sakit) namun meningkat pada Hari ke 9-10, yaitu 5-6 hari setelah pengambilan sampel pertama. Menggunakan metode deteksi lain di luar IFA serta antigen rekombinan dan menganalisis sampel dari sejumlah besar pasien akan menjelaskan lebih lanjut tentang hal ini. Waktu kemunculan pertama antibodi anti-SARS-CoV berkisar dari Hari ke 3 hingga 42 dan Hari ke 5 hingga 47 masing-masing untuk antibodi IgM dan IgG. ^[13]

Western Blotting (WB) dari sampel serum yang dikumpulkan pada masa pemulihan menunjukkan respons yang menonjol terhadap protein N dan S, menegaskan peran protein tersebut sebagai target diagnostik kandidat utama untuk tes antibodi.  Namun, serum pasien tampaknya mengenali juga protein E dan protein S1 dan S2 yang diproses. Meskipun WB mendeteksi epitop linier utama, respon antibodi yang kuat terhadap protein S berkorelasi baik dengan hasil uji MN.

Pemantauan rekasi-ikatan antibodi disarankan menjadi metode yang lebih sensitif daripada mengukur fungsi antibodi netralisasi untuk deteksi serologis infeksi human coronavirus (hCoV).^[14]  Namun, sampel hCoV OC43 dan 229E juga dapat bereaksi silang dengan pengujian ELISA SARS-CoV ^[15]. Tes MN berbasis SARS-CoV-2 CPE menggunakan virus hidup tampaknya sangat spesifik, sementara sulit untuk melakukan karena membutuhkan laboratorium BSL-3.  Peningkatan setidaknya 4 kali lipat dalam netralisasi antibodi yang menunjukkan respons positif terdeteksi pada Hari ke 9-10 setelah gejala pertama dan pada Hari ke 20, tingkat antibodi masih meningkat. Temuan kami menunjukkan bahwa uji MN spesifik untuk antibodi fungsional SARS-CoV-2 dan dapat diterapkan dalam pengawasan kekebalan populasi untuk virus ini. Uji ini dapat digunakan sebagai alat konfirmasi untuk spesifisitas SARS-CoV-2 dalam pengembangan alat diagnostik yang lebih mudah diakses seperti tes berdasarkan deteksi binding antibodies. Studi sebelumnya pada pasien dengan infeksi SARS-CoV menunjukkan bahwa waktu rata-rata untuk serokonversi adalah 20 hari, saat itu 60-75% pasien memiliki IgG terhadap virus. ^[13,16] Antibodi IgM dan IgG hadir dalam waktu 2 minggu sejak timbulnya gejala dalam penelitian ini menunjukkan bahwa pasien yang baru sembuh mungkin merupakan sumber antibodi terapeutik yang sesuai. ^[17]  Sesuai dengan temuan ini, laporan pracetak baru-baru ini pada pasien yang dirawat di rumah sakit dengan infeksi SARS-CoV-2 yang dikonfirmasi di Tiongkok menunjukkan bahwa waktu rata-rata untuk serokonversi adalah 11-14 hari, tergantung pada uji imunologis yang digunakan.^[18]

Tidak terdapat netralisasi antibodi SARS-CoV-2 yang terdeteksi pada sampel yang kontak dekat maupun sampel populasi kontrol yang dikumpulkan selama 2019 di Finlandia. Prevalensi rendah (0,21%) antibodi terhadap koronavirus Middle East Respiratory Syndrome dilaporkan pada populasi umum Qatar.^[19]  Sebuah meta-analisis seroprevalensi untuk SARS-CoV di antara populasi manusia yang berbeda menghasilkan seroprevalensi rendah secara keseluruhan (0,10%), meskipun sedikit lebih tinggi (0,23%) di antara petugas kesehatan dan orang lain yang memiliki kontak dekat dengan pasien SARS. ^[20]  Ikatan dan netralisasi antibodi HCoV ditemukan lebih tinggi pada orang dewasa yang lebih tua.^[14]  Total 97% dan 99% sampel serum dari orang dewasa yang sehat masing-masing memiliki antibodi terhadap HCoV-229E dan HCoV-OC43,^[21]  dan 75% dan 65% dari anak-anak dalam kelompok usia 2,5-3,5 tahun ditemukan menjadi seropositif masing-masing terhadap HCoV-NL63 dan HCoV-229E ^[22].

Sementara telah disarankan bahwa keterlambatan serokonversi pada kebanyakan pasien SARS mengurangi nilai uji serologis selama inkubasi dan fase awal SARS,^[13] pengujian serologis disarankan untuk konfirmasi infeksi SARS-CoV-2. ^[11]  Setelah memahami dengan baik kinetika, spesifisitas, dan sensitivitas uji dalam pengembangan uji serologis dapat membantu pelacakan kontak dalam suatu kluster dan bisa berperan dalam mendiagnosis infeksi SARS-CoV-2 akut dan yang sudah berlalu.

Daftar Pustaka

1.   World Health Organization (WHO). Novel Coronavirus (2019-nCoV) Situation report - 1. Geneva: WHO, 21 Jan 2020. Available from: https://www.who.int/docs/default-source/coronaviruse/situation-reports/20200121-sitrep-1-2019-ncov.pdf

2.  Corman VM, Landt O, Kaiser M, Molenkamp R, Meijer A, Chu DKW, et al. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by real-time RT-PCR. Euro Surveill. 2020;25(3).  https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.3.2000045  PMID: 31992387 

3.   Wu F, Zhao S, Yu B, Chen YM, Wang W, Song ZG, et al. A new coronavirus associated with human respiratory disease in China. Nature. 2020;579(7798):265-9.  https://doi.org/10.1038/s41586-020-2008-3  PMID: 32015508 

4.   Korzyukov Y, Hetzel U, Kipar A, Vapalahti O, Hepojoki J. Generation of anti-boa immunoglobulin antibodies for serodiagnostic applications, and their use to detect anti-reptarenavirus antibodies in boa constrictor. PLoS One. 2016;11(6):e0158417.  https://doi.org/10.1371/journal.pone.0158417  PMID: 27355360 

5.     Mäkelä MJ, Puhakka T, Ruuskanen O, Leinonen M, Saikku P, Kimpimäki M, et al. Viruses and bacteria in the etiology of the common cold. J Clin Microbiol. 1998;36(2):539-42.  https://doi.org/10.1128/JCM.36.2.539-542.1998  PMID: 9466772 

6. Ziegler T, Matikainen S, Rönkkö E, Osterlund P, Sillanpää M, Sirén J, et al. Severe acute respiratory syndrome coronavirus fails to activate cytokine-mediated innate immune responses in cultured human monocyte-derived dendritic cells. J Virol. 2005;79(21):13800-5.  https://doi.org/10.1128/JVI.79.21.13800-13805.2005  PMID: 16227300 

7. Backer JA, Klinkenberg D, Wallinga J. Incubation period of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) infections among travellers from Wuhan, China, 20-28 January 2020. Euro Surveill. 2020;25(5).  https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.5.2000062  PMID: 32046819 

8.   European Centre for Disease Prevention and Control (ECDC). Novel coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic: increased transmission in the EU/EEA and the UK – sixth update. Stockholm: ECDC, 12 Mar 2020. Available from: https://www.ecdc.europa.eu/en/publications-data/rapid-risk-assessment-novel-coronavirus-disease-2019-covid-19-pandemic-increased

9. Hadfield J, Megill C, Bell SM, Huddleston J, Potter B, Callender C, et al. Nextstrain: real-time tracking of pathogen evolution. Bioinformatics. 2018;34(23):4121-3.  https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bty407  PMID: 29790939 

10.World Health Organization (WHO). Laboratory testing for 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) in suspected human cases. ISBN 978-92-4-000097-1. Geneva: WHO; 17 Jan 2020. Available from: https://www.google.com/url?sa=t&rct=j&q=&esrc=s&source=web&cd=1&ved=2ahUKEwiOw-i44ZLoAhWWFcAKHZmJCIoQFjAAegQIBBAB&url=https%3A%2F%2Fapps.who.int%2Firis%2Frest%2Fbitstreams%2F1266309%2Fretrieve&usg=AOvVaw1YNVgNwua9Dpj5c-PSD5c8

11.Zhang W, Du RH, Li B, Zheng XS, Yang XL, Hu B, et al. Molecular and serological investigation of 2019-nCoV infected patients: implication of multiple shedding routes. Emerg Microbes Infect. 2020;9(1):386-9.  https://doi.org/10.1080/22221751.2020.1729071  PMID: 32065057 

12.  Bai SL, Wang JY, Zhou YQ, Yu DS, Gao XM, Li LL, et al. [Analysis of the first cluster of cases in a family of novel coronavirus pneumonia in Gansu Province]. Zhonghua Yu Fang Yi Xue Za Zhi. 2020;54(0):E005. Chinese. PMID: 32064855 

13. Chen X, Zhou B, Li M, Liang X, Wang H, Yang G, et al. Serology of severe acute respiratory syndrome: implications for surveillance and outcome. J Infect Dis. 2004;189(7):1158-63.  https://doi.org/10.1086/380397  PMID: 15031782 

14. Gorse GJ, Donovan MM, Patel GB. Antibodies to coronaviruses are higher in older compared with younger adults and binding antibodies are more sensitive than neutralizing antibodies in identifying coronavirus-associated illnesses. J Med Virol. 2020;92(5):512-7.  https://doi.org/10.1002/jmv.25715  PMID: 32073157 

15.  Woo PC, Lau SK, Wong BH, Chan KH, Hui WT, Kwan GS, et al. False-positive results in a recombinant severe acute respiratory syndrome-associated coronavirus (SARS-CoV) nucleocapsid enzyme-linked immunosorbent assay due to HCoV-OC43 and HCoV-229E rectified by Western blotting with recombinant SARS-CoV spike polypeptide. J Clin Microbiol. 2004;42(12):5885-8.  https://doi.org/10.1128/JCM.42.12.5885-5888.2004  PMID: 15583332 

16.Peiris JSM, Chu CM, Cheng VCC, Chan KS, Hung IFN, Poon LLM, et al. Clinical progression and viral load in a community outbreak of coronavirus-associated SARS pneumonia: a prospective study. Lancet. 2003;361(9371):1767-72.  https://doi.org/10.1016/S0140-6736(03)13412-5  PMID: 12781535 

17. Chen L, Xiong J, Bao L, Yuan S. Convalescent plasma as a potential therapy for COVID-19. The Lancet Infectious Diseases. Available online 27 February 2020.Forthcoming.  https://doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30141-9 

18.Zhao J, Yuan Q, Wang H, Liu W, Liao X, Su Y et al. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients of novel coronavirus disease. Pre-print. 2019medRxiv 2020.03.02.20030189.

19. Al Kahlout RA, Nasrallah GK, Farag EA, Wang L, Lattwein E, Müller  MA, et al. Comparative serological study for the prevalence of anti-MERS coronavirus antibodies in high- and low-risk groups in Qatar. J Immunol Res. 2019;2019:1386740.  https://doi.org/10.1155/2019/1386740  PMID: 30906787 

20.Leung GM, Lim WW, Ho LM, Lam TH, Ghani AC, Donnelly CA, et al. Seroprevalence of IgG antibodies to SARS-coronavirus in asymptomatic or subclinical population groups. Epidemiol Infect. 2006;134(2):211-21.  https://doi.org/10.1017/S0950268805004826  PMID: 16490123 

21. Che XY, Qiu LW, Liao ZY, Wang YD, Wen K, Pan YX, et al. Antigenic cross-reactivity between severe acute respiratory syndrome-associated coronavirus and human coronaviruses 229E and OC43. J Infect Dis. 2005;191(12):2033-7.  https://doi.org/10.1086/430355  PMID: 15897988 

22. Dijkman R, Jebbink MF, El Idrissi NB, Pyrc K, Müller MA, Kuijpers TW, et al. Human coronavirus NL63 and 229E seroconversion in children. J Clin Microbiol. 2008;46(7):2368-73.  https://doi.org/10.1128/JCM.00533-08  PMID: 18495857 

23. Wu XD, Shang B, Yang RF, Yu H, Ma ZH, Shen X, et al. The spike protein of severe acute respiratory syndrome (SARS) is cleaved in virus infected Vero-E6 cells. Cell Res. 2004;14(5):400-6.  https://doi.org/10.1038/sj.cr.7290240  PMID: 15450134

Sumber:

Serological and molecular findings during SARS-CoV-2 infection: the first case study in Finland, January to February 2020.  Eurosurveillance. European Journal on Infectious Disease Surveilance, Epidemiology, Prenvention and Control.  https://www.eurosurveillance.org/content/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.11.2000266.  Diunduh tanggal 26 Maret 2020 jam 09:30.

#covid19 

#diagnostikvirus 

#serologi 

#molekuler 

#kasuspertama