Rahasia Mematikan Aeromonas hydrophila: Ancaman Tersembunyi pada Ikan dan Solusi Herbal yang Mengejutkan! (Bagian I)

Tinjauan tentang Patogenisitas Aeromonas hydrophila dan Upaya Mitigasinya Melalui Tanaman Obat dalam Akuakultur

(Bagian I)

 

ABSTRAK

 

Aeromonas hydrophila merupakan bakteri air tawar, anaerob fakultatif, dan bersifat kemo-organoheterotrof yang menyebabkan gangguan pada ikan berupa gastroenteritis dan septisemia, serta menimbulkan penyakit yang dikenal sebagai Motile Aeromonas Septicemia (MAS), yang berdampak pada lingkungan perairan. Hemolisin, aerolisin, sitosin, gelatinase, enterotoksin, dan peptida antimikroba telah diidentifikasi sebagai faktor virulensi pada A. hydrophila. Tanaman obat/herbal beserta pemanfaatannya merupakan pendekatan yang cepat, mudah diperoleh, hemat biaya, efisien, dan ramah lingkungan untuk mendukung pembangunan sosial-ekonomi yang berkelanjutan dalam praktik akuakultur modern. Fitoterapi, baik melalui perendaman maupun melalui penambahan dalam pakan, merupakan alternatif terhadap obat sintetis untuk mengurangi patogenisitas patogen di lingkungan perairan.

Keberadaan fitokonstituen penting seperti flavonoid, alkaloid, pigmen, terpenoid, steroid, dan minyak atsiri membuat tanaman obat memiliki aktivitas antimikroba, perangsang nafsu makan, anti-stres, pemacu pertumbuhan, dan imunostimulan. Industri akuakultur lebih memilih teknik atau senyawa berbasis fitoterapi untuk meningkatkan ketahanan terhadap berbagai patogen akuatik pada ikan budidaya karena sifatnya yang murah dan ramah lingkungan. Oleh karena itu, tinjauan ini menguraikan berbagai aplikasi fitoterapi sebagai alat yang menjanjikan dalam manajemen penyakit di akuakultur serta sebagai langkah penting menuju akuakultur organik.

Kata kunci: Aeromonas hydrophila, Motile Aeromonas Septicemia (MAS), imunostimulan, fitoterapi, herbal, patogenisitas, septisemia hemoragik

 

1. PENDAHULUAN

 

Aeromonas hydrophila merupakan bakteri air tawar, anaerob fakultatif, dan kemo-organoheterotrof yang menyebabkan penyakit pada ikan, amfibi, reptil, burung, dan mamalia, dengan gastroenteritis, septisemia, dan fasciitis nekrotikan sebagai bentuk penyakit yang paling umum [[1], [2], [3], [4]]. Spesies Aeromonas dapat ditemukan di berbagai habitat perairan dan lingkungan, termasuk sedimen, estuari, rumput laut, lamun, air limbah, air minum, dan makanan [5,6].

Genus Aeromonas terdiri atas bakteri Gram-negatif berbentuk batang (basil) atau kokobasil, motil, tidak membentuk spora, dengan ujung membulat dan ukuran sekitar 1–3,5 μm, serta termasuk dalam famili Aeromonadaceae dari kelas Gammaproteobacteria. Bakteri ini bersifat anaerob fakultatif, katalase-, oksidase-, dan indol-positif, mampu mereduksi nitrat menjadi nitrit, dan umumnya resisten terhadap agen vibriostatik O/129. Dalam survei mikrobiologi, A. hydrophila ditemukan dominan di Teluk Chesapeake dan anak sungainya dengan konsentrasi berkisar sekitar 4,6 × 10²/g pada sedimen dan <0,3/l hingga 5 × 10³/ml di kolom air [7]. Kaper et al. [8] melaporkan bahwa A. hydrophila pada perairan budidaya kerang memiliki jumlah sel berkisar 3–2400 sel/100 ml dalam air dan 3–4600 sel/100 g pada tiram.

Ikan mas (carp) merupakan kelompok utama ikan air tawar yang penting sebagai sumber pangan dan model penelitian di seluruh dunia. Aeromonas sp. dan Pseudomonas sp. merupakan bakteri yang paling umum diisolasi dari sistem budidaya ikan mas [9]. A. hydrophila merupakan bakteri yang banyak diteliti karena keberadaannya di estuari [10], makanan [11], air [12], resistensi terhadap antibiotik, serta potensinya menyebabkan penyakit pada hewan dan manusia [13]. Penelitian terbaru menunjukkan bahwa spesies Aeromonas yang motil, terutama A. hydrophila, merupakan penyebab utama berbagai infeksi [14].

Aeromoniasis dilaporkan sebagai penyakit bakteri yang paling umum terjadi sepanjang tahun pada ikan mas utama India seperti Catla catla, Labeo rohita, Cirrhinus mrigala, serta ikan mas eksotik seperti Hypophthalmichthys molitrix, Ctenopharyngodon idella, dan Cyprinus carpio. Di antara enam spesies ikan yang diuji, H. molitrix paling sensitif terhadap Aeromonas [9]. A. hydrophila memiliki habitat alami di perairan dan dapat tumbuh pada suhu 0 hingga 45 °C, dengan suhu optimum 22–32 °C. Pada ikan, infeksi A. hydrophila merupakan penyakit zoonosis, yaitu dapat ditularkan antara hewan dan manusia [15]. Kondisi stres seperti kepadatan tinggi, rendahnya oksigen terlarut, tingginya kandungan bahan organik, luka fisik, fluktuasi suhu, dan pencemaran industri dapat memicu infeksi A. hydrophila [16,17].

A. hydrophila diklasifikasikan sebagai patogen primer atau sekunder [18,19]. Jika patogen menyebabkan penyakit secara langsung pada ikan yang mengalami stres, maka disebut patogen primer. Namun, secara umum A. hydrophila lebih sering ditemukan sebagai patogen sekunder [20]. Karena kemampuan invasifnya terbatas, patogen sekunder bergantung pada adanya infeksi primer. Oleh karena itu, A. hydrophila biasanya menginfeksi ikan yang telah terinfeksi sebelumnya oleh patogen lain [21]. Selain itu, A. hydrophila juga dapat bertindak sebagai patogen oportunistik yang menginfeksi ikan dalam kondisi stres atau bersama patogen lain [22]. Bakteri ini juga dianggap sebagai biomarker yang efektif untuk menunjukkan kondisi lingkungan perairan yang stres atau tercemar [23]. Istilah “patogen oportunistik” berarti bahwa jika ada kesempatan, A. hydrophila selalu berpotensi menyebabkan penyakit [20].

Di India, “Mrgayurveda”, sebagai subdisiplin Ayurveda, berfokus pada kehidupan hewan dan penggunaan obat herbal untuk mengobati penyakit hewan [24]. Fitoterapi merupakan praktik pengobatan yang lebih menekankan pendekatan tradisional dibandingkan obat modern, dengan keterlibatan kuat pada pengetahuan dan penggunaan herbal medis. Meskipun industri akuakultur baru mulai menerapkan fitoterapi, pendekatan ini semakin diakui sebagai alternatif pengobatan pengganti obat sintetis [25].

Aplikasi ini bersifat biodegradable dan ramah lingkungan, dikenal sebagai fitoterapi atau lebih umum disebut herbalism. Secara global, penggunaan tanaman obat dalam akuakultur telah menarik perhatian besar dan menjadi topik penelitian ilmiah yang aktif [24,26]. Tanaman obat diketahui mengandung berbagai senyawa bioaktif yang berfungsi sebagai perangsang nafsu makan, pemacu pertumbuhan, antibakteri, imunostimulan, antiinflamasi, anti-stres, dan antikanker, serta telah digunakan dalam pengobatan tradisional selama ribuan tahun.

Tanaman obat yang umum digunakan dalam pakan ikan dalam bentuk bubuk atau ekstrak antara lain Azadirachta indica, Withania somnifera, Allium sativum, Zingiber officinale, Ocimum sanctum, Tinospora cordifolia, dan Aloe barbadensis [27]. Tanaman-tanaman ini dapat diberikan pada ikan tanpa menimbulkan efek samping yang merugikan, berbeda dengan kemoterapeutik. Selain itu, penggunaannya juga hemat biaya, mudah diperoleh, biokompatibel, serta berperan penting dalam pembangunan berkelanjutan dan masyarakat pedesaan [28] (Tabel 1).

Tabel 1. Daftar tanaman obat dan senyawa bioaktif potensialnya untuk penggunaan terapeutik dalam berbagai penyakit akuakultur.

 

Nama ilmiah	Nama umum	Bagian yang digunakan	Senyawa bioaktif	Sifat/aktivitas	Referensi
Scutellaria baicalensis	Skullcap Cina	Bagian aerial	Baicalin, baicalein, 7-O-glukuronida dan oroksilin A	Antimikroba, antioksidan, antikanker, dan antiinflamasi	[29]
Castanea sativa	Kastanye manis	Ekstrak fenolik kulit	Trigalloyl-HHDP-glukosa, asam galat dan quercetin	Antibakteri dan antioksidan	[30]
Pandanus tectorius	Pandan laut	Ekstrak bubuk daun	p-hidroksibenzaldehida, siringaldehida, E-ferulaldehida, E-sinapinaldehida, vanilin dan 5-hidroksimetilfurfural	Antibakteri dan antioksidan	[31]
Aloe vera	Lidah buaya	Daun	7-hidroksialoin A dan B, (8-O-metil-7-hidroksialoin A dan B)	Antibakteri, antijamur, dan antivirus	[32]
Elaeagnus angustifolia	Zaitun Rusia	Ekstrak daun	Sianidin-3-O-glukosida, asam galat dan antosianin	Antimikroba, antioksidan dan antimutagenik	[33]
Coffea arabica	Kopi Arab	Kulit perak kopi	Asam klorogenat, kafein, trigonelin, melanoidin dan diterpen	Antibakteri	[34]
Citrus limon	Lemon	Kulit lemon	Kafeoil N-triptofan, asam hidroksisinamoil-O-glukosida, vicenin 2, eriocitrin, kaempferol-3-O-rutinosida, dan quercetin-3-rutinosida	Antibakteri dan antijamur	[35]
Nigella sativa	Jintan hitam	Biji	Timoquinon, timohidrokuinon, ditimoquinon, p-simen, karvakrol, 4-terpineol, t-anetol, seskuiterpen, α-pinen, dan timol	Antibakteri	[36]
Arum maculatum	Cuckoo pint	Daun	Radikal bebas DPPH, β-karoten dan tokoferol	Aktivitas antimikroba, antioksidan, antibakteri, antimutagenik, antikarsinogenik dan kardioprotektif	[37]
Aloe barbadensis	Lidah buaya	Daun	Aloe-emodin, aloin, aloesin, emodin dan asamannan	Antijamur, antibakteri, antivirus dan anthelmintik	[38]
Thymus vulgaris	Timi	Minyak	Borneol, karvakrol, simol, linalool, timol, tanin, apigenin, luteolin, saponin dan asam triterpen	Antibakteri, antijamur dan antioksidan	[39]
Achillea cucullata	Gandrain	Minyak	Kamper, 1,8-sineol dan isoborneol	Antioksidan, antibakteri, antimikroba dan penghambat enzim	[40]
Anisomeles malabarica	Catmint Malabar	Daun	β-sitosterol, ovatodiolide, anisomelat, asam malabarat, anisomelol dan asam betulinat triterpen	Antioksidan dan antibakteri	[41]
Cynara cardunculus	Cardoon	Minyak	Asam 5-O-kafeoilkuinat, 3,5-O-dikafeoilkuinat, luteolin-7-O-glukosida, luteolin-7-O-malonilheksosida, asam palmitat, linoleat, stearat, kaproat dan oleat	Antioksidan, antiinflamasi, antijamur dan antibakteri	[42]
Melocanna baccifera	Bambu muli	Daun	β-sitosterol, E-fitol, β-amirin, asam siringat, blumenol B dan asam tianshik	Antijamur, antibakteri, antiprotozoa, antitusif dan imunomodulator	[43]
Thymus linearis	Timi Himalaya	Minyak	Timol, karvakrol, timil asetat dan β-kariofilen	Antimikroba, antibakteri, antioksidan dan antiseptik	[44]
Excoecaria agallocha	Mangrove	Daun	Skualena, tokoferol, terpenoid	Antimikroba, antibakteri dan imunomodulator	[45]
Mentha piperita	Peppermint	Minyak	Menton, iso-menton, mentol, germakren D, α-pinen, limonena, 1,8-sineol dan menton	Antimikroba, antibakteri dan imunostimulan	[46]
Ocimum sanctum	Tulsi	Daun	Asam ursolat, asam oleanolat dan salrigenin	Antioksidan, antimikroba, anti-stres, antibakteri, antidiabetes dan antivirus	[47]
Citrus medica	Jeruk jari	Buah	Limonena, geranial dan neral	Antijamur dan antibakteri	[48]
Zingiber officinale	Jahe	Akar	Zingiberen, β-bisabolen, α-farnesen, β-seskuifelandren, α-kurkumen, 6-gingerol dan 6-shogaol	Antioksidan, antibakteri, antiinflamasi dan antimikroba	[49]
Cinnamomum cassia	Kayu manis Cina	Kulit batang	Sinamaldehida, minyak kayu manis, eugenol, salisilaldehida dan asam trans-sinamat	Antioksidan, antiinflamasi dan antibakteri	[50]
Eriobotrya japonica	Loquat Jepang	Daun	Asam korosolat, 3-epikorosolat, asam euskafik, asam oleanolat, asam maslinat, metil arjunolat dan asam betulinat	Antioksidan, antiinflamasi dan antibakteri	[51]
Tinospora cordifolia	Guduchi	Daun	Berberin, kolin, tinosporin, tinokordisida, furanolakton dan β-sitosterol	Antibakteri	[52]
Withania somnifera	Ashwagandha	Akar	Withaniol, withasomnine, somnirol, somnitol, asam withanat, fitosterol dan ipuranol	Antibakteri	[53]
Toona sinensis	Cedar Cina	Daun	Asam ursolat, asam betulinat, cedrellin, fitol dan skopoletin	Antibakteri, antivirus, antioksidan, antikanker dan antiinflamasi	[54]
Punica granatum	Delima	Daun	Tanin elagat dan galat	Antivirus dan antibakteri	[55]
Thymus daenensis	Timi	Minyak	Timol, p-simen, 1,8-sineol, γ-terpinen dan karvakrol	Antiseptik, antimikroba, antispasmodik, antibakteri, antioksidan dan antitusif	[56]
Indigofera suffruticosa	Indigo India	Daun	Asam siringat, asam p-kumarat, vanilin, siringaldehida, asam salisilat, quercetin, isolikuiritigenin, dan formononetin	Antibakteri	[57]
Camellia sinensis	Tanaman teh	Daun dan pucuk	Katekin, epikatekin, teaflavin, glikosida flavonol, L-teanin, kafein dan teobromin	Antiparasit dan antibakteri	[58]
Allium sativum	Bawang putih	Umbi	Allicin, alliin, dialil sulfida, dialil disulfida, dialil trisulfida, ajoene, dan S-alil-sistein	Hipolipidemik, antibakteri, antimikroba, antihipertensi dan hepatoprotektif	[59]
Carica papaya	Pepaya	Biji	Tanin, papain, nikotin, glikosida sianogenik dan quercetin	Antioksidan, antibakteri dan antimikroba	[60]

 

Peningkatan dan percepatan pertumbuhan sektor akuakultur memerlukan pengembangan serta produksi senyawa herbal yang efektif, aman, dan bebas pencemaran. Obat herbal relatif murah dan menunjukkan hasil yang sangat baik. Selain itu, obat herbal bersifat ramah lingkungan (eco-friendly) dan berkelanjutan (green) [61]. Kajian farmakologi dan toksikologi berbagai obat herbal serta preparat senyawa masih perlu diperkuat, khususnya terkait fungsi dalam pengobatan organisme akuatik, pencegahan penyakit, peningkatan pertumbuhan, dan perbaikan kualitas produk perairan. Kemampuan tersebut dipengaruhi oleh kandungan bahan aktif, komposisi, struktur kimia, metode ekstraksi, serta interaksi antar senyawa aktif.

Berbagai negara saat ini активно mengembangkan metode budidaya ramah lingkungan (green farming) dan meningkatkan investasi dalam penelitian ilmiah. Seiring dengan perkembangan masyarakat menuju arah yang lebih peduli terhadap perlindungan lingkungan dan kesehatan, sektor akuakultur juga mengikuti tren tersebut [62]. Dengan memanfaatkan kombinasi ekstrak kimia atau imunostimulan alami, tanaman obat dapat digunakan dalam bentuk utuh maupun bagian tertentu. Karena relatif lebih murah secara lingkungan, tanaman obat menunjukkan efek samping yang minimal, sehingga dapat digunakan sebagai alternatif pengganti antibiotik dalam industri perikanan. Relevansi tanaman sebagai bahan alami yang tidak merusak lingkungan menjadikannya berpotensi besar sebagai substitusi antibiotik dalam akuakultur [63].

Sektor akuakultur semakin bergantung pada fitoterapi karena telah terbukti memberikan berbagai keuntungan, seperti meningkatkan sistem penghantaran (delivery system), bioavailabilitas, serta pelepasan berkelanjutan senyawa bioaktif [64].

 

2. Karakteristik Aeromonas hydrophila

2.1. Karakter morfologi

Ciri-ciri seperti pembentukan kapsul dan sifat motil melalui pembentukan flagela telah diamati [65]. Isolat A. hydrophila menghasilkan flagela lateral untuk pergerakan di permukaan (swarming) dan flagela polar untuk pergerakan dalam medium cair (suspensi). Produksi flagela polar pada A. piscicola AH-3 telah diteliti, di mana mutasi pada gen flaAB, flaH, fliA, fliM, maf-1, dan flrC menghilangkan pembentukan flagela polar, sehingga menurunkan kemampuan adhesi dan pembentukan biofilm [66].

 

DAFTAR REFERENSI

 

[1]

R.C. Cipriano, G.L. Bullock, S.W. Pyle

Aeromonas Hydrophila and Motile Aeromonad Septicemias of Fish

Division of Fishery Research, U.S. Fish & Wildlife Publication, Washington DC (1984)

https://digitalcommons.unl.edu/usfwspubs/134

Google Scholar

[2]

M.J. Figueras, M.J. Aldea, N. Fernández, C. Aspíroz, A. Alperi, J. Guarro

Aeromonas hemolytic uremic syndrome. A case and a review of the literature

Diagn. Microbiol. Infect. Dis., 58 (2) (2007), pp. 231-234, 10.1016/j.diagmicrobio.2006.11.023

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[3]

M.J.M. Torres, J.M. Peterson, S.E. Wolf

Detection of infection and sepsis in burns

Surg. Infect., 22 (1) (2021), pp. 20-27

CrossrefView in ScopusGoogle Scholar

[4]

J.M. Janda, S.L. Abbott

The genus Aeromonas: taxonomy, pathogenicity and infection

Clin. Microbiol. Rev., 23 (1) (2010), pp. 35-73, 10.1128/CMR.00039-09

View in ScopusGoogle Scholar

[5]

F. Matyar, A. Kaya, S. Dinçer

Distribution and antibacterial drug resistance of Aeromonas spp. from fresh and brackish waters in Southern Turkey

Ann. Microbiol., 57 (3) (2007), pp. 443-447, 10.1007/BF03175087

View in ScopusGoogle Scholar

[6]

A.J. Martinez-Murcia, M.J. Saavedra, V.R. Mota, T. Maier, E. Stackebrandt, S. Cousin

Aeromonas aquariorum sp. nov., isolated from aquaria of ornamental fish

Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 58 (5) (2008), pp. 1169-1175, 10.1099/ijs.0.65352-0

View in ScopusGoogle Scholar

[7]

C. Dias, V. Mota, A. Martinez-Murcia, M.J. Saavedra

Antimicrobial resistance patterns of Aeromonas spp. isolated from ornamental fish

J. Aquacult. Res. Dev., 3 (3) (2012), Article 1000131, 10.4172/2155-9546.1000131

View in ScopusGoogle Scholar

[8]

J.B. Kaper, H. Lockman, R.R. Colwell, S.W. Joseph

Aeromonas hydrophila: ecology and toxigenicity of isolates from an estuary

J. Appl. Bacteriol., 50 (2) (1981), pp. 359-377, 10.1111/j.1365-2672.1981.tb00900.x

View in ScopusGoogle Scholar

[9]

K.B. Sanyal, D. Mukherjee, A. Guchhait, G. Dash

Phenotypic and molecular identification of bacterial species in Indian major carps and exotic carps from south 24 Parganas, West Bengal, India

Int. J. Curr. Microbiol. Appl. Sci, 7 (1) (2018), pp. 534-547, 10.20546/ijcmas.2018.701.06

Google Scholar

[10]

O.A. Odeyemi, A. Ahmad, G. Usup

In-vitro antimicrobial activity of Aeromonas spp isolated from estuary using different screening protocols

Int. J. Pharma Sci. Res., 3 (2) (2012), p. 428

Google Scholar

[11]

S. Radu, N. Ahmad, F.H. Ling, A. Reezal

Prevalence and resistance to antibiotics for Aeromonas species from retail fish in Malaysia

Int. J. Food Microbiol., 81 (3) (2003), pp. 261-266, 10.1016/S0168-1605(02)00228-3

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[12]

A. Asmat, U. Gires

The occurrence of aerolysin-positive Aeromonas hydrophila strains in sea water and associated with marine copepods

Proceedings of the Regional Symposium on Environment and Natural Resources, 1 (2002), pp. 495-502

Malaysia

Google Scholar

[13]

N.S. Evangelista-Barreto, F.C.T.D. Carvalho, R.H.S. Vieira, C.M.F. Dos Reis, A. Macrae, D.D.P. Rodrigues

Characterization of Aeromonas species isolated from an estuarine environment

Braz. J. Microbiol., 41 (2010), pp. 452-460, 10.1590/S1517-83822010000200027

View in ScopusGoogle Scholar

[14]

M. Gracey, V. Burke, J. Robinson

Aeromonas-associated gastroenteritis

Lancet, 320 (8311) (1982), pp. 1304-1306, 10.1016/S0140-6736(82)91510-0

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[15]

H. Daskalov

The importance of Aeromonas hydrophila in food safety

Food Control, 17 (6) (2006), pp. 474-483, 10.1016/j.foodcont.2005.02.009

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[16]

J.H. Pippy, G.M. Hare

Relationship of river pollution to bacterial infection in salmon (Salmo salar) and suckers (Catostomus commersoni)

Trans. Am. Fish. Soc., 98 (4) (1969), pp. 685-690, 10.1577/1548-8659(1969)98[685:RORPTB]2.0.CO;2

View in ScopusGoogle Scholar

[17]

E.B. Shotts, J.L. Gaines, L. Martin, A.K. Prestwood

Aeromonas-induced deaths among fish and reptiles in a eutrophic inland lake

J. Am. Vet. Med. Assoc., 161 (6) (1972), pp. 603-607

CrossrefView in ScopusGoogle Scholar

[18]

R. Shome, B.R. Shome

A typical chronic form of Aeromonas hydrophila infection in Indian major carp, Catla catla, from Andaman

Curr. Sci., 76 (9) (1999), pp. 1188-1190

View in ScopusGoogle Scholar

[19]

N. Thampuran, P.K. Surendran, M.K. Mukundan, K. Gopakumar

Bacteriological studies on fish affected by epizootic ulcerative syndrome (EUS) in Kerala, India

Asian Fish Sci., 8 (2) (1995), pp. 103-111, 10.33997/j.afs.1995.8.2.001

Google Scholar

[20]

R. Harikrishnan, C. Balasundaram

Modern trends in Aeromonas hydrophila disease management with fish

Rev. Fish. Sci., 13 (4) (2005), pp. 281-320, 10.1080/10641260500320845

View in ScopusGoogle Scholar

[21]

S.F. Snieszko

The effects of environmental stress on outbreaks of infectious diseases of fishes

J. Fish. Biol., 6 (2) (1974), pp. 197-208, 10.1111/j.1095-8649.1974.tb04537.x

View in ScopusGoogle Scholar

[22]

J.M. Grizzle, Y. Kiryu

Histopathology of gill, liver, pancreas and serum enzyme levels of channel catfish infected with Aeromonas hydrophila complex

J. Aquat. Anim. Health, 5 (1) (1993), pp. 36-50, 10.1577/1548-8667(1993)005<0036:HOGLAP>2.3.CO;2

View in ScopusGoogle Scholar

[23]

K.Y. Leung, I.V. Yeap, T.J. Lam, Y.M. Sin

Serum resistance as a good indicator for virulence in Aeromonas hydrophila strains isolated from diseased fish in South‐East Asia

J. Fish. Dis., 18 (6) (1995), pp. 511-518, 10.1111/j.1365-2761.1995.tb00355.x

View in ScopusGoogle Scholar

[24]

S.B. Chakraborty, C. Hancz

Application of phytochemicals as immunostimulant, antipathogenic and antistress agents in finfish culture

Rev. Aquacult., 3 (3) (2011), pp. 103-119, 10.1111/j.1753-5131.2011.01048.x

View in ScopusGoogle Scholar

[25]

T. Citarasu

Herbal biomedicines: a new opportunity for aquaculture industry

Aquacult. Int., 18 (3) (2010), pp. 403-414, 10.1007/s10499-009-9253-7

View in ScopusGoogle Scholar

[26]

J. Galina, G. Yin, L. Ardo, Z. Jeney

The use of immunostimulating herbs in fish. An overview of research

Fish Physiol. Biochem., 35 (2009), pp. 669-676, 10.1007/s10695-009-9304-z

View in ScopusGoogle Scholar

[27]

C. Bulfon, D. Volpatti, M. Galeotti

Current research on the use of plant derived products in farmed fish

Aquacult. Res., 46 (3) (2015), pp. 513-551, 10.1111/are.12238

View in ScopusGoogle Scholar

[28]

C. Torres-León, F.R. Ramírez, J.A. Aguirre-Joya, A. Ramírez-Moreno, M.L. Chávez-González, D.R. Aguillón-Gutierrez, L. Camacho-Guerra, N. Ramírez-Guzmán, S.H. Vélez, C.N. Aguilar

Medicinal plants used by rural communities in the arid zone of Viesca and Parras Coahuila in Northeast Mexico

Saudi Pharmaceut. J., 31 (1) (2023), pp. 21-28, 10.1016/j.jsps.2022.11.003

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[29]

Y.T. Xia, E.H.C. Cheng, H.Y. Wang, L.H.L. Zhang, S.Y. Lin, T.T.X. Dong, R. Duan, Q.W. Qin, W.X. Wang, K.W.K. Tsim

The extract from aerial part of Scutellaria baicalensis regulates gut microbiota in rabbit fish: replacement of antibiotic fighting against pathogenic bacteria

Aquaculture, 565 (2023), Article 739140, 10.1016/j.aquaculture.2022.739140

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[30]

R. Imperatore, G. Orso, S. Facchiano, P. Scarano, S.H. Hoseinifar, G. Ashouri, C. Guarino, M. Paolucci

Anti-inflammatory and immunostimulant effect of different timing-related administration of dietary polyphenols on intestinal inflammation in zebrafish, Danio rerio

Aquaculture, 563 (2023), Article 738878, 10.1016/j.aquaculture.2022.738878

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[31]

C. Cheng, S.C. Park, S.S. Giri

Effect of Pandanus tectorius extract as food additive on oxidative stress, immune status, and disease resistance in Cyprinus carpio

Fish Shellfish Immunol., 120 (2022), pp. 287-294, 10.1016/j.fsi.2021.12.004

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[32]

A. Amri, Z. Bouraoui, S. Balbuena-Pecino, E. Capilla, T. Gharred, Z. Haouas, H. Guerbej, K. Hosni, I. Navarro, J. Jebali

Dietary supplementation with Aloe vera induces hepatic steatosis and oxidative stress together with a disruption of cellular signaling pathways and lipid metabolism related genes' expression in gilthead sea bream (Sparus aurata)

Aquaculture, 559 (2022), Article 738433, 10.1016/j.aquaculture.2022.738433

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[33]

S.M. Hoseini, A.T. Mirghaed, Y. Iri, S.H. Hoseinifar, H. Van Doan, M. Reverter

Effects of dietary Russian olive, Elaeagnus angustifolia, leaf extract on growth, hematological, immunological, and antioxidant parameters in common carp, Cyprinus carpio

Aquaculture, 536 (2021), Article 736461, 10.1016/j.aquaculture

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[34]

H. Van Doan, C. Lumsangkul, S.H. Hoseinifar, R. Harikrishnan, C. Balasundaram, S. Jaturasitha

Effects of coffee silverskin on growth performance, immune response, and disease resistance of Nile tilapia culture under biofloc system

Aquaculture, 543 (2021), Article 736995, 10.1016/j.aquaculture.2021.736995

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[35]

R. Harikrishnan, S. Thamizharasan, G. Devi, H. Van Doan, T.T.A. Kumar, S.H. Hoseinifar, C. Balasundaram

Dried lemon peel enriched diet improves antioxidant activity, immune response and modulates immuno-antioxidant genes in Labeo rohita against Aeromonas sorbia

Fish Shellfish Immunol., 106 (2020), pp. 675-684, 10.1016/j.fsi.2020.07.040

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[36]

M. Latif, M. Faheem, S.H. Hoseinifar, H. Van Doan

Dietary black seed effects on growth performance, proximate composition, antioxidant and histo-biochemical parameters of a culturable fish, rohu (Labeo rohita)

Animals, 11 (2020), p. 48, 10.3390/ani11010048

Google Scholar

[37]

R. Farahmandfar, R.E. Kenari, M. Asnaashari, D. Shahrampour, T. Bakhshandeh

Bioactive compounds, antioxidant and antimicrobial activities of Arum maculatum leaves extracts as affected by various solvents and extraction methods

Food Sci. Nutr., 7 (2) (2019), pp. 465-475, 10.1002/fsn3.815

View in ScopusGoogle Scholar

[38]

Z. Mehrabi, F. Firouzbakhsh, G. Rahimi-Mianji, H. Paknejad

Immunostimulatory effect of Aloe vera (Aloe barbadensis) on non-specific immune response, immune gene expression, and experimental challenge with Saprolegnia parasitica in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)

Aquaculture, 503 (2019), pp. 330-338, 10.1016/j.aquaculture.2019.01.025

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[39]

A. Gedikoğlu, M. Sökmen, A. Çivit

Evaluation of Thymus vulgaris and Thymbra spicata essential oils and plant extracts for chemical composition, antioxidant, and antimicrobial properties

Food Sci. Nutr., 7 (5) (2019), pp. 1704-1714, 10.1002/fsn3.1007

View in ScopusGoogle Scholar

[40]

N. Eruygur, U.M. Koçyiğit, P. Taslimi, M. Ataş, M. Tekin, İ. Gülçin

Screening the in vitro antioxidant, antimicrobial, anticholinesterase, antidiabetic activities of endemic Achillea cucullata (Asteraceae) ethanol extract

South Afr. J. Bot., 120 (2019), pp. 141-145, 10.1016/j.sajb.2018.04.001

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[41]

S. Krishna, S. Chandrasekaran, D. Dhanasekar, A. Perumal

GCMS analysis, antioxidant and antibacterial activities of ethanol extract of Anisomeles malabarica (L.) R.Br. ex. Sims leaves

Asian J. Pharm. Pharmacol., 5 (2019), pp. 180-187, 10.31024/ajpp.2019.5.1.26

View in ScopusGoogle Scholar

[42]

A. Scavo, C. Rial, R.M. Varela, J.M.G. Molinillo, G. Mauromicale, F.A. Macias

Influence of genotype and harvest time on the Cynara cardunculus L. sesquiterpene lactone profile

J. Agric. Food Chem., 67 (23) (2019), pp. 6487-6496, 10.1021/acs.jafc.9b02313

View in ScopusGoogle Scholar

[43]

M.I.R. Khan, R.K. Saha, H. Saha

Muli bamboo (Melocanna baccifera) leaves ethanolic extract a non-toxic phyto-prophylactic against low pH stress and saprolegniasis in Labeo rohita fingerlings

Fish Shellfish Immunol., 74 (2018), pp. 609-619, 10.1016/j.fsi.2017.11.047

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[44]

M. Shirazi

In vivo biological investigation of methanolic extract of Thymus linearis whole plant

Am. J. Ethnomed., 5 (1–2) (2018), pp. 1-5, 10.21767/2348-9502.10002

View in ScopusGoogle Scholar

[45]

A.A. Laith, A.G. Mazlan, A.W. Effendy, M.A. Ambak, W.W.I. Nurhafizah, A.S. Alia, A. Jabar, M. Najiah

Effect of Excoecaria agallocha on non-specific immune responses and disease resistance of Oreochromis niloticus against Streptococcus agalactiae

Res. Vet. Sci., 112 (2017), pp. 192-200, 10.1016/j.rvsc.2017.04.020

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[46]

M. Adel, A.A. Amiri, J. Zorriehzahra, A. Nematolahi, M.Á. Esteban

Effects of dietary peppermint (Mentha piperita) on growth performance, chemical body composition and hematological and immune parameters of fry Caspian white fish (Rutilus frisiikutum)

Fish Shellfish Immunol., 45 (2) (2015), pp. 841-847, 10.1016/j.fsi.2015.06.010

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[47]

R. Das, R.P. Raman, H. Saha, R. Singh

Effect of Ocimum sanctum Linn. (Tulsi) extract on the immunity and survival of Labeo rohita (Hamilton) infected with Aeromonas hydrophila

Aquacult. Res., 46 (5) (2015), pp. 1111-1121, 10.1111/are.12264

View in ScopusGoogle Scholar

[48]

Y. Hu, J. Ji, F. Ling, Y. Chen, L. Lu, Q. Zhang, G. Wang

Screening medicinal plants for use against Dactylogyrus intermedius (Monogenea) infection in goldfish

J. Aquat. Anim. Health, 26 (3) (2014), pp. 127-136, 10.1080/08997659.2014.902872

View in ScopusGoogle Scholar

[49]

M.E. Hassanin, Y. Hakim, M.E. Badawi

Dietary effect of ginger (Zingiber officinale Roscoe) on growth performance, immune response of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) and disease resistance against Aeromonas hydrophila

Abbassa. Int. J. Aqua, 7 (2014), pp. 35-52

Google Scholar

[50]

J. Ji, C. Lu, Y. Kang, G.X. Wang, P. Chen

Screening of 42 medicinal plants for in vivo anthelmintic activity against Dactylogyrus intermedius (Monogenea) in goldfish (Carassius auratus)

Parasitol. Res., 111 (2012), pp. 97-104, 10.1007/s00436-011-2805-6

View in ScopusGoogle Scholar

[51]

Y.K. Kim, J. Yeo, B. Kim, M. Ha, V.N. Kim

Short structured RNAs with low GC content are selectively lost during extraction from a small number of cells

Mol. Cell, 46 (6) (2012), pp. 893-895, 10.1016/j.molcel.2012.05.036

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[52]

C.P. Alexander, C.J.W. Kirubakaran, R.D. Michael

Water soluble fraction of Tinospora cordifolia leaves enhanced the non-specific immune mechanisms and disease resistance in Oreochromis mossambicus

Fish Shellfish Immunol., 29 (5) (2010), pp. 765-772, 10.1016/j.fsi.2010.07.003

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[53]

A. Sharma, A.D. Deo, S.T. Riteshkumar, T.I. Chanu, A. Das

Effect of Withania somnifera (L. Dunal) root as a feed additive on immunological parameters and disease resistance to Aeromonas hydrophila in Labeo rohita (Hamilton) fingerlings

Fish Shellfish Immunol., 29 (3) (2010), pp. 508-512, 10.1016/j.fsi.2010.05.005

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[54]

C.C. Wu, C.H. Liu, Y.P. Chang, S.L. Hsieh

Effects of hot-water extract of Toona sinensis on immune response and resistance to Aeromonas hydrophila in Oreochromis mossambicus

Fish Shellfish Immunol., 29 (2) (2010), pp. 258-263, 10.1016/j.fsi.2010.04.021

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[55]

R. Harikrishnan, J. Heo, C. Balasundaram, M.C. Kim, J.S. Kim, Y.J. Han, M.S. Heo

Effect of Punica granatum solvent extracts on immune system and disease resistance in Paralichthys olivaceus against lymphocystis disease virus (LDV)

Fish Shellfish Immunol., 29 (4) (2010), pp. 668-673, 10.1016/j.fsi.2010.07.006

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[56]

A.G. Pirbalouti, M. Taheri, M. Raisee, H.R. Bahrami, R. Abdizadeh

In vitro antifungal activity of plant extracts on Saprolegnia parasitica from cutaneous lesions of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) eggs

J. Food Agric. Environ., 7 (2009), pp. 94-96

View in ScopusGoogle Scholar

[57]

S.P. Leite, J.R.C. Vieira, P.L. de Medeiros, R.M.P. Leite, V.L. de Menezes Lima, H.S. Xavier, E. de Oliveira Lima

Antimicrobial activity of Indigofera suffruticosa

Evid. Based Complementary Altern. Med., 3 (2) (2006), pp. 261-265, 10.1093/ecam/nel010

View in ScopusGoogle Scholar

[58]

K. Suzuki, N. Misaka, D.K. Sakai

Efficacy of green tea extract on removal of the ectoparasitic flagellate Ichthyobodo necator from chum salmon, Oncorhynchus keta, and masu salmon

O. masou. Aquaculture, 259 (1–4) (2006), pp. 17-27, 10.1016/j.aquaculture.2006.05.004

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[59]

S. Sahu, B.K. Das, B.K. Mishra, J. Pradhan, N. Sarangi

Effect of Allium sativum on the immunity and survival of Labeo rohita infected with Aeromonas hydrophila

J. Appl. Ichthyol., 23 (1) (2007), pp. 80-86, 10.1111/j.1439-0426.2006.00785.x

View in ScopusGoogle Scholar

[60]

A.P. Ekanem, A. Obiekezie, W. Kloas, K. Knopf

Effects of crude extracts of Mucuna pruriens (Fabaceae) and Carica papaya (Caricaceae) against the protozoan fish parasite Ichthyophthirius multifiliis

Parasitol. Res., 92 (2004), pp. 361-366, 10.1007/s00436-003-1038-8

View in ScopusGoogle Scholar

[61]

G. Rashidian, C. Lazado, H.H. Mahboub, R. Mohammadi-Aloucheh, M. Prokić, H.S. Nada, C. Faggio

Chemically and green synthesized ZnO nanoparticles alter key immunological molecules in common carp (Cyprinus carpio) skin mucus

Int. J. Mol. Sci., 22 (6) (2021), p. 3270, 10.3390/ijms22063270

View in ScopusGoogle Scholar

[62]

G. Chaolan, L. Linlin, C. Ke

Application of Chinese herbal medicine additives in aquaculture

International Conference on Economic Management and Social Science, Atlantis Press, EMSS (2014), pp. 180-183, 10.2991/emss-14.2014.40

Google Scholar

[63]

N. Van Hai

The use of medicinal plants as immunostimulants in aquaculture: a review

Aquaculture, 446 (2015), pp. 88-96, 10.1016/j.aquaculture.2015.03.014

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[64]

J. Jeyavani, A. Sibiya, J. Sivakamavalli, M. Divya, E. Preetham, B. Vaseeharan, C. Faggio

Phytotherapy and combined nanoformulations as a promising disease management in aquaculture: a review

Aquacult. Int., 30 (2) (2022), pp. 1071-1086, 10.1007/s10499-022-00848-013

View in ScopusGoogle Scholar

[65]

S.K. Samal, B.K. Das, B. Pal

Isolation, biochemical characterization, antibiotic susceptibility study of Aeromonas hydrophila isolated from freshwater fish

Int. J. Curr. Microbiol. Appl. Sci, 3 (12) (2014), pp. 259-267

Google Scholar

[66]

R. Canals, M. Altarriba, S. Vilches, G. Horsburgh, J.G. Shaw, J.M. Tomás, S. Merino

Analysis of the lateral flagellar gene system of Aeromonas hydrophila AH-3

J. Bacteriol., 188 (3) (2006), pp. 852-862, 10.1128/JB.188.3.852-862.2006

View in ScopusGoogle Scholar

[67]

C.R. Peabody, Y.J. Chung, M.R. Yen, D. Vidal-Ingigliardi, A.P. Pugsley, M.H. Saier Jr.

Type II protein secretion and its relationship to bacterial type IV pili and archaeal flagella

Microbiology, 149 (11) (2003), pp. 3051-3072, 10.1099/mic.0.26364-0

View in ScopusGoogle Scholar

[68]

K.M. Fulton, E. Mendoza-Barbera, S.M. Twine, J.M. Tomás, S. Merino

Polar glycosylated and lateral non-glycosylated flagella from Aeromonas hydrophila strain AH-1 (serotype O11)

Int. J. Mol. Sci., 16 (12) (2015), pp. 28255-28269, 10.3390/ijms161226097

View in ScopusGoogle Scholar

[69]

C. Richard, G. Giammanco, M. Popoff

Vibrio parahaemolyticus. Isolement et diagnostic bactériologique

Ann. Biol. Clin., 32 (1) (1974), pp. 33-40

View in ScopusGoogle Scholar

[70]

R.H. Schubert

Infrasubspecific taxonomy of Aeromonas hydrophila (Chester 1901) Stanier 1943

Zentralbl. Bakteriol. Orig. B., 211 (3) (1969), pp. 406-409

View in ScopusGoogle Scholar

[71]

M. Popoff, M. Veron

A taxonomic study of the Aeromonas hydrophila-Aeromonas punctata group

Microbiology, 94 (1) (1976), pp. 11-22, 10.1099/00221287-94-1-11

View in ScopusGoogle Scholar

[72]

K. Mostafa, M.T. Islam, M.A. Sabur, M.M. Rashid

Experimental pathogenesis of Aeromonas hydrophila bacteria in shing Heteropneustes fossilis (Bloch)

Bangladesh J. Fish. Res., 12 (1) (2008), pp. 27-33

Google Scholar

[73]

J.A. Plumb

Immunization of warm water fish against five important pathogens

Symposium on Fish Vaccination, OlE, Paris (1984), p. 222

https://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=XE8534635

Google Scholar

[74]

M.A. Sabur

Studies on the Ecology of the Pathogenic Bacteria Aeromonas Hydrophila in Indigenous and Exotic Carps under Polyculture Condition

Department of Aquaculture, Bangladesh Agricultural University, Bangladesh (2006)

Google Scholar

[75]

B.R. Davis, W.H. Ewing

Lipolytic, pectolytic, and alginolytic activities of Enterobacteriaceae

J. Bacteriol., 88 (1) (1964), pp. 16-19, 10.1128/jb.88.1.16-19.1964

View in ScopusGoogle Scholar

 

Selain memiliki satu jenis flagelin lateral, A. piscicola AH-3 juga memiliki flagela polar dan lateral yang terglikosilasi. Sebaliknya, A. hydrophila AH-1 memiliki dua jenis flagelin lateral tetapi hanya satu flagela polar yang terglikosilasi [67]. Pada A. piscicola AH-3, mutasi pada gen biosintesis asam pseudaminat (pseB dan pseI) menghambat pembentukan flagelin polar dan lateral, sedangkan pada A. hydrophila AH-1 hanya memengaruhi pembentukan flagela polar. Dengan demikian, pada mutan A. hydrophila AH-1 yang tidak mengalami glikosilasi, produksi flagela lateral tetap tidak terpengaruh [68].

2.2. Karakter fisiologi

Karakter fisiologis meliputi suhu maksimum pertumbuhan dalam media nutrien cair (30, 37, dan 41 °C); kebutuhan faktor pertumbuhan menggunakan medium mineral-amonium yang mengandung glukosa atau suksinat sebagai satu-satunya sumber karbon dan energi; kemampuan tumbuh dalam air pepton dengan atau tanpa natrium klorida; produksi katalase; pertumbuhan dalam media KCN; serta reaksi metil merah dan Voges-Proskauer [69].

2.3. Metabolisme karbohidrat

Karakter metabolisme karbohidrat meliputi produksi asam dan gas dari glukosa dan gliserol; produksi asam dari L-arabinosa, L-ramnosa, L-xilosa, D-manosa, D-selobiosa, D-laktosa, D-maltosa, D-sukrosa, D-trehalosa, D-manitol, D-dulsitol, D-sorbitol, salisin, sorbosa, rafinosa, eritritol, mukat, adonitol, meso-inositol, dan melibiosa; hidrolisis esculin; serta produksi enzim butanediol dehidrogenase dan β-galaktosidase [70].

2.4. Metabolisme senyawa nitrogen

Meliputi produksi urease, lisin dekarboksilase, fenilalanin deaminase, triptofan deaminase, ornitin dekarboksilase, arginin dihidrolase, produksi H₂S pada medium Kligler dan dari sistein pada agar besi-sistein, reduktase tetrationat, serta pembentukan indol dalam air pepton [71].

2.5. Enzim ekstraseluler

Karakteristik biokimia dan fisiologis isolat A. hydrophila ditunjukkan pada Tabel 2 [72]. Isolat tersebut menunjukkan kesamaan karakteristik dengan hasil penelitian sebelumnya [73,74]. Enzim ekstraseluler yang dihasilkan meliputi elastase, lipase, gelatinase, pektinase, RNase, dan DNase [75]

 

DAFTAR PUSTAKA

 

[1]

R.C. Cipriano, G.L. Bullock, S.W. Pyle

Aeromonas Hydrophila and Motile Aeromonad Septicemias of Fish

Division of Fishery Research, U.S. Fish & Wildlife Publication, Washington DC (1984)

https://digitalcommons.unl.edu/usfwspubs/134

Google Scholar

[2]

M.J. Figueras, M.J. Aldea, N. Fernández, C. Aspíroz, A. Alperi, J. Guarro

Aeromonas hemolytic uremic syndrome. A case and a review of the literature

Diagn. Microbiol. Infect. Dis., 58 (2) (2007), pp. 231-234, 10.1016/j.diagmicrobio.2006.11.023

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[3]

M.J.M. Torres, J.M. Peterson, S.E. Wolf

Detection of infection and sepsis in burns

Surg. Infect., 22 (1) (2021), pp. 20-27

CrossrefView in ScopusGoogle Scholar

[4]

J.M. Janda, S.L. Abbott

The genus Aeromonas: taxonomy, pathogenicity and infection

Clin. Microbiol. Rev., 23 (1) (2010), pp. 35-73, 10.1128/CMR.00039-09

View in ScopusGoogle Scholar

[5]

F. Matyar, A. Kaya, S. Dinçer

Distribution and antibacterial drug resistance of Aeromonas spp. from fresh and brackish waters in Southern Turkey

Ann. Microbiol., 57 (3) (2007), pp. 443-447, 10.1007/BF03175087

View in ScopusGoogle Scholar

[6]

A.J. Martinez-Murcia, M.J. Saavedra, V.R. Mota, T. Maier, E. Stackebrandt, S. Cousin

Aeromonas aquariorum sp. nov., isolated from aquaria of ornamental fish

Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 58 (5) (2008), pp. 1169-1175, 10.1099/ijs.0.65352-0

View in ScopusGoogle Scholar

[7]

C. Dias, V. Mota, A. Martinez-Murcia, M.J. Saavedra

Antimicrobial resistance patterns of Aeromonas spp. isolated from ornamental fish

J. Aquacult. Res. Dev., 3 (3) (2012), Article 1000131, 10.4172/2155-9546.1000131

View in ScopusGoogle Scholar

[8]

J.B. Kaper, H. Lockman, R.R. Colwell, S.W. Joseph

Aeromonas hydrophila: ecology and toxigenicity of isolates from an estuary

J. Appl. Bacteriol., 50 (2) (1981), pp. 359-377, 10.1111/j.1365-2672.1981.tb00900.x

View in ScopusGoogle Scholar

[9]

K.B. Sanyal, D. Mukherjee, A. Guchhait, G. Dash

Phenotypic and molecular identification of bacterial species in Indian major carps and exotic carps from south 24 Parganas, West Bengal, India

Int. J. Curr. Microbiol. Appl. Sci, 7 (1) (2018), pp. 534-547, 10.20546/ijcmas.2018.701.06

Google Scholar

[10]

O.A. Odeyemi, A. Ahmad, G. Usup

In-vitro antimicrobial activity of Aeromonas spp isolated from estuary using different screening protocols

Int. J. Pharma Sci. Res., 3 (2) (2012), p. 428

Google Scholar

[11]

S. Radu, N. Ahmad, F.H. Ling, A. Reezal

Prevalence and resistance to antibiotics for Aeromonas species from retail fish in Malaysia

Int. J. Food Microbiol., 81 (3) (2003), pp. 261-266, 10.1016/S0168-1605(02)00228-3

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[12]

A. Asmat, U. Gires

The occurrence of aerolysin-positive Aeromonas hydrophila strains in sea water and associated with marine copepods

Proceedings of the Regional Symposium on Environment and Natural Resources, 1 (2002), pp. 495-502

Malaysia

Google Scholar

[13]

N.S. Evangelista-Barreto, F.C.T.D. Carvalho, R.H.S. Vieira, C.M.F. Dos Reis, A. Macrae, D.D.P. Rodrigues

Characterization of Aeromonas species isolated from an estuarine environment

Braz. J. Microbiol., 41 (2010), pp. 452-460, 10.1590/S1517-83822010000200027

View in ScopusGoogle Scholar

[14]

M. Gracey, V. Burke, J. Robinson

Aeromonas-associated gastroenteritis

Lancet, 320 (8311) (1982), pp. 1304-1306, 10.1016/S0140-6736(82)91510-0

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[15]

H. Daskalov

The importance of Aeromonas hydrophila in food safety

Food Control, 17 (6) (2006), pp. 474-483, 10.1016/j.foodcont.2005.02.009

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[16]

J.H. Pippy, G.M. Hare

Relationship of river pollution to bacterial infection in salmon (Salmo salar) and suckers (Catostomus commersoni)

Trans. Am. Fish. Soc., 98 (4) (1969), pp. 685-690, 10.1577/1548-8659(1969)98[685:RORPTB]2.0.CO;2

View in ScopusGoogle Scholar

[17]

E.B. Shotts, J.L. Gaines, L. Martin, A.K. Prestwood

Aeromonas-induced deaths among fish and reptiles in a eutrophic inland lake

J. Am. Vet. Med. Assoc., 161 (6) (1972), pp. 603-607

CrossrefView in ScopusGoogle Scholar

[18]

R. Shome, B.R. Shome

A typical chronic form of Aeromonas hydrophila infection in Indian major carp, Catla catla, from Andaman

Curr. Sci., 76 (9) (1999), pp. 1188-1190

View in ScopusGoogle Scholar

[19]

N. Thampuran, P.K. Surendran, M.K. Mukundan, K. Gopakumar

Bacteriological studies on fish affected by epizootic ulcerative syndrome (EUS) in Kerala, India

Asian Fish Sci., 8 (2) (1995), pp. 103-111, 10.33997/j.afs.1995.8.2.001

Google Scholar

[20]

R. Harikrishnan, C. Balasundaram

Modern trends in Aeromonas hydrophila disease management with fish

Rev. Fish. Sci., 13 (4) (2005), pp. 281-320, 10.1080/10641260500320845

View in ScopusGoogle Scholar

[21]

S.F. Snieszko

The effects of environmental stress on outbreaks of infectious diseases of fishes

J. Fish. Biol., 6 (2) (1974), pp. 197-208, 10.1111/j.1095-8649.1974.tb04537.x

View in ScopusGoogle Scholar

[22]

J.M. Grizzle, Y. Kiryu

Histopathology of gill, liver, pancreas and serum enzyme levels of channel catfish infected with Aeromonas hydrophila complex

J. Aquat. Anim. Health, 5 (1) (1993), pp. 36-50, 10.1577/1548-8667(1993)005<0036:HOGLAP>2.3.CO;2

View in ScopusGoogle Scholar

[23]

K.Y. Leung, I.V. Yeap, T.J. Lam, Y.M. Sin

Serum resistance as a good indicator for virulence in Aeromonas hydrophila strains isolated from diseased fish in South‐East Asia

J. Fish. Dis., 18 (6) (1995), pp. 511-518, 10.1111/j.1365-2761.1995.tb00355.x

View in ScopusGoogle Scholar

[24]

S.B. Chakraborty, C. Hancz

Application of phytochemicals as immunostimulant, antipathogenic and antistress agents in finfish culture

Rev. Aquacult., 3 (3) (2011), pp. 103-119, 10.1111/j.1753-5131.2011.01048.x

View in ScopusGoogle Scholar

[25]

T. Citarasu

Herbal biomedicines: a new opportunity for aquaculture industry

Aquacult. Int., 18 (3) (2010), pp. 403-414, 10.1007/s10499-009-9253-7

View in ScopusGoogle Scholar

[26]

J. Galina, G. Yin, L. Ardo, Z. Jeney

The use of immunostimulating herbs in fish. An overview of research

Fish Physiol. Biochem., 35 (2009), pp. 669-676, 10.1007/s10695-009-9304-z

View in ScopusGoogle Scholar

[27]

C. Bulfon, D. Volpatti, M. Galeotti

Current research on the use of plant derived products in farmed fish

Aquacult. Res., 46 (3) (2015), pp. 513-551, 10.1111/are.12238

View in ScopusGoogle Scholar

[28]

C. Torres-León, F.R. Ramírez, J.A. Aguirre-Joya, A. Ramírez-Moreno, M.L. Chávez-González, D.R. Aguillón-Gutierrez, L. Camacho-Guerra, N. Ramírez-Guzmán, S.H. Vélez, C.N. Aguilar

Medicinal plants used by rural communities in the arid zone of Viesca and Parras Coahuila in Northeast Mexico

Saudi Pharmaceut. J., 31 (1) (2023), pp. 21-28, 10.1016/j.jsps.2022.11.003

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[29]

Y.T. Xia, E.H.C. Cheng, H.Y. Wang, L.H.L. Zhang, S.Y. Lin, T.T.X. Dong, R. Duan, Q.W. Qin, W.X. Wang, K.W.K. Tsim

The extract from aerial part of Scutellaria baicalensis regulates gut microbiota in rabbit fish: replacement of antibiotic fighting against pathogenic bacteria

Aquaculture, 565 (2023), Article 739140, 10.1016/j.aquaculture.2022.739140

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[30]

R. Imperatore, G. Orso, S. Facchiano, P. Scarano, S.H. Hoseinifar, G. Ashouri, C. Guarino, M. Paolucci

Anti-inflammatory and immunostimulant effect of different timing-related administration of dietary polyphenols on intestinal inflammation in zebrafish, Danio rerio

Aquaculture, 563 (2023), Article 738878, 10.1016/j.aquaculture.2022.738878

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[31]

C. Cheng, S.C. Park, S.S. Giri

Effect of Pandanus tectorius extract as food additive on oxidative stress, immune status, and disease resistance in Cyprinus carpio

Fish Shellfish Immunol., 120 (2022), pp. 287-294, 10.1016/j.fsi.2021.12.004

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[32]

A. Amri, Z. Bouraoui, S. Balbuena-Pecino, E. Capilla, T. Gharred, Z. Haouas, H. Guerbej, K. Hosni, I. Navarro, J. Jebali

Dietary supplementation with Aloe vera induces hepatic steatosis and oxidative stress together with a disruption of cellular signaling pathways and lipid metabolism related genes' expression in gilthead sea bream (Sparus aurata)

Aquaculture, 559 (2022), Article 738433, 10.1016/j.aquaculture.2022.738433

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[33]

S.M. Hoseini, A.T. Mirghaed, Y. Iri, S.H. Hoseinifar, H. Van Doan, M. Reverter

Effects of dietary Russian olive, Elaeagnus angustifolia, leaf extract on growth, hematological, immunological, and antioxidant parameters in common carp, Cyprinus carpio

Aquaculture, 536 (2021), Article 736461, 10.1016/j.aquaculture

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[34]

H. Van Doan, C. Lumsangkul, S.H. Hoseinifar, R. Harikrishnan, C. Balasundaram, S. Jaturasitha

Effects of coffee silverskin on growth performance, immune response, and disease resistance of Nile tilapia culture under biofloc system

Aquaculture, 543 (2021), Article 736995, 10.1016/j.aquaculture.2021.736995

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[35]

R. Harikrishnan, S. Thamizharasan, G. Devi, H. Van Doan, T.T.A. Kumar, S.H. Hoseinifar, C. Balasundaram

Dried lemon peel enriched diet improves antioxidant activity, immune response and modulates immuno-antioxidant genes in Labeo rohita against Aeromonas sorbia

Fish Shellfish Immunol., 106 (2020), pp. 675-684, 10.1016/j.fsi.2020.07.040

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[36]

M. Latif, M. Faheem, S.H. Hoseinifar, H. Van Doan

Dietary black seed effects on growth performance, proximate composition, antioxidant and histo-biochemical parameters of a culturable fish, rohu (Labeo rohita)

Animals, 11 (2020), p. 48, 10.3390/ani11010048

Google Scholar

[37]

R. Farahmandfar, R.E. Kenari, M. Asnaashari, D. Shahrampour, T. Bakhshandeh

Bioactive compounds, antioxidant and antimicrobial activities of Arum maculatum leaves extracts as affected by various solvents and extraction methods

Food Sci. Nutr., 7 (2) (2019), pp. 465-475, 10.1002/fsn3.815

View in ScopusGoogle Scholar

[38]

Z. Mehrabi, F. Firouzbakhsh, G. Rahimi-Mianji, H. Paknejad

Immunostimulatory effect of Aloe vera (Aloe barbadensis) on non-specific immune response, immune gene expression, and experimental challenge with Saprolegnia parasitica in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)

Aquaculture, 503 (2019), pp. 330-338, 10.1016/j.aquaculture.2019.01.025

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[39]

A. Gedikoğlu, M. Sökmen, A. Çivit

Evaluation of Thymus vulgaris and Thymbra spicata essential oils and plant extracts for chemical composition, antioxidant, and antimicrobial properties

Food Sci. Nutr., 7 (5) (2019), pp. 1704-1714, 10.1002/fsn3.1007

View in ScopusGoogle Scholar

[40]

N. Eruygur, U.M. Koçyiğit, P. Taslimi, M. Ataş, M. Tekin, İ. Gülçin

Screening the in vitro antioxidant, antimicrobial, anticholinesterase, antidiabetic activities of endemic Achillea cucullata (Asteraceae) ethanol extract

South Afr. J. Bot., 120 (2019), pp. 141-145, 10.1016/j.sajb.2018.04.001

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[41]

S. Krishna, S. Chandrasekaran, D. Dhanasekar, A. Perumal

GCMS analysis, antioxidant and antibacterial activities of ethanol extract of Anisomeles malabarica (L.) R.Br. ex. Sims leaves

Asian J. Pharm. Pharmacol., 5 (2019), pp. 180-187, 10.31024/ajpp.2019.5.1.26

View in ScopusGoogle Scholar

[42]

A. Scavo, C. Rial, R.M. Varela, J.M.G. Molinillo, G. Mauromicale, F.A. Macias

Influence of genotype and harvest time on the Cynara cardunculus L. sesquiterpene lactone profile

J. Agric. Food Chem., 67 (23) (2019), pp. 6487-6496, 10.1021/acs.jafc.9b02313

View in ScopusGoogle Scholar

[43]

M.I.R. Khan, R.K. Saha, H. Saha

Muli bamboo (Melocanna baccifera) leaves ethanolic extract a non-toxic phyto-prophylactic against low pH stress and saprolegniasis in Labeo rohita fingerlings

Fish Shellfish Immunol., 74 (2018), pp. 609-619, 10.1016/j.fsi.2017.11.047

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[44]

M. Shirazi

In vivo biological investigation of methanolic extract of Thymus linearis whole plant

Am. J. Ethnomed., 5 (1–2) (2018), pp. 1-5, 10.21767/2348-9502.10002

View in ScopusGoogle Scholar

[45]

A.A. Laith, A.G. Mazlan, A.W. Effendy, M.A. Ambak, W.W.I. Nurhafizah, A.S. Alia, A. Jabar, M. Najiah

Effect of Excoecaria agallocha on non-specific immune responses and disease resistance of Oreochromis niloticus against Streptococcus agalactiae

Res. Vet. Sci., 112 (2017), pp. 192-200, 10.1016/j.rvsc.2017.04.020

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[46]

M. Adel, A.A. Amiri, J. Zorriehzahra, A. Nematolahi, M.Á. Esteban

Effects of dietary peppermint (Mentha piperita) on growth performance, chemical body composition and hematological and immune parameters of fry Caspian white fish (Rutilus frisiikutum)

Fish Shellfish Immunol., 45 (2) (2015), pp. 841-847, 10.1016/j.fsi.2015.06.010

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[47]

R. Das, R.P. Raman, H. Saha, R. Singh

Effect of Ocimum sanctum Linn. (Tulsi) extract on the immunity and survival of Labeo rohita (Hamilton) infected with Aeromonas hydrophila

Aquacult. Res., 46 (5) (2015), pp. 1111-1121, 10.1111/are.12264

View in ScopusGoogle Scholar

[48]

Y. Hu, J. Ji, F. Ling, Y. Chen, L. Lu, Q. Zhang, G. Wang

Screening medicinal plants for use against Dactylogyrus intermedius (Monogenea) infection in goldfish

J. Aquat. Anim. Health, 26 (3) (2014), pp. 127-136, 10.1080/08997659.2014.902872

View in ScopusGoogle Scholar

[49]

M.E. Hassanin, Y. Hakim, M.E. Badawi

Dietary effect of ginger (Zingiber officinale Roscoe) on growth performance, immune response of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) and disease resistance against Aeromonas hydrophila

Abbassa. Int. J. Aqua, 7 (2014), pp. 35-52

Google Scholar

[50]

J. Ji, C. Lu, Y. Kang, G.X. Wang, P. Chen

Screening of 42 medicinal plants for in vivo anthelmintic activity against Dactylogyrus intermedius (Monogenea) in goldfish (Carassius auratus)

Parasitol. Res., 111 (2012), pp. 97-104, 10.1007/s00436-011-2805-6

View in ScopusGoogle Scholar

[51]

Y.K. Kim, J. Yeo, B. Kim, M. Ha, V.N. Kim

Short structured RNAs with low GC content are selectively lost during extraction from a small number of cells

Mol. Cell, 46 (6) (2012), pp. 893-895, 10.1016/j.molcel.2012.05.036

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[52]

C.P. Alexander, C.J.W. Kirubakaran, R.D. Michael

Water soluble fraction of Tinospora cordifolia leaves enhanced the non-specific immune mechanisms and disease resistance in Oreochromis mossambicus

Fish Shellfish Immunol., 29 (5) (2010), pp. 765-772, 10.1016/j.fsi.2010.07.003

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[53]

A. Sharma, A.D. Deo, S.T. Riteshkumar, T.I. Chanu, A. Das

Effect of Withania somnifera (L. Dunal) root as a feed additive on immunological parameters and disease resistance to Aeromonas hydrophila in Labeo rohita (Hamilton) fingerlings

Fish Shellfish Immunol., 29 (3) (2010), pp. 508-512, 10.1016/j.fsi.2010.05.005

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[54]

C.C. Wu, C.H. Liu, Y.P. Chang, S.L. Hsieh

Effects of hot-water extract of Toona sinensis on immune response and resistance to Aeromonas hydrophila in Oreochromis mossambicus

Fish Shellfish Immunol., 29 (2) (2010), pp. 258-263, 10.1016/j.fsi.2010.04.021

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[55]

R. Harikrishnan, J. Heo, C. Balasundaram, M.C. Kim, J.S. Kim, Y.J. Han, M.S. Heo

Effect of Punica granatum solvent extracts on immune system and disease resistance in Paralichthys olivaceus against lymphocystis disease virus (LDV)

Fish Shellfish Immunol., 29 (4) (2010), pp. 668-673, 10.1016/j.fsi.2010.07.006

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[56]

A.G. Pirbalouti, M. Taheri, M. Raisee, H.R. Bahrami, R. Abdizadeh

In vitro antifungal activity of plant extracts on Saprolegnia parasitica from cutaneous lesions of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) eggs

J. Food Agric. Environ., 7 (2009), pp. 94-96

View in ScopusGoogle Scholar

[57]

S.P. Leite, J.R.C. Vieira, P.L. de Medeiros, R.M.P. Leite, V.L. de Menezes Lima, H.S. Xavier, E. de Oliveira Lima

Antimicrobial activity of Indigofera suffruticosa

Evid. Based Complementary Altern. Med., 3 (2) (2006), pp. 261-265, 10.1093/ecam/nel010

View in ScopusGoogle Scholar

[58]

K. Suzuki, N. Misaka, D.K. Sakai

Efficacy of green tea extract on removal of the ectoparasitic flagellate Ichthyobodo necator from chum salmon, Oncorhynchus keta, and masu salmon

O. masou. Aquaculture, 259 (1–4) (2006), pp. 17-27, 10.1016/j.aquaculture.2006.05.004

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[59]

S. Sahu, B.K. Das, B.K. Mishra, J. Pradhan, N. Sarangi

Effect of Allium sativum on the immunity and survival of Labeo rohita infected with Aeromonas hydrophila

J. Appl. Ichthyol., 23 (1) (2007), pp. 80-86, 10.1111/j.1439-0426.2006.00785.x

View in ScopusGoogle Scholar

[60]

A.P. Ekanem, A. Obiekezie, W. Kloas, K. Knopf

Effects of crude extracts of Mucuna pruriens (Fabaceae) and Carica papaya (Caricaceae) against the protozoan fish parasite Ichthyophthirius multifiliis

Parasitol. Res., 92 (2004), pp. 361-366, 10.1007/s00436-003-1038-8

View in ScopusGoogle Scholar

[61]

G. Rashidian, C. Lazado, H.H. Mahboub, R. Mohammadi-Aloucheh, M. Prokić, H.S. Nada, C. Faggio

Chemically and green synthesized ZnO nanoparticles alter key immunological molecules in common carp (Cyprinus carpio) skin mucus

Int. J. Mol. Sci., 22 (6) (2021), p. 3270, 10.3390/ijms22063270

View in ScopusGoogle Scholar

[62]

G. Chaolan, L. Linlin, C. Ke

Application of Chinese herbal medicine additives in aquaculture

International Conference on Economic Management and Social Science, Atlantis Press, EMSS (2014), pp. 180-183, 10.2991/emss-14.2014.40

Google Scholar

[63]

N. Van Hai

The use of medicinal plants as immunostimulants in aquaculture: a review

Aquaculture, 446 (2015), pp. 88-96, 10.1016/j.aquaculture.2015.03.014

View PDFView articleView in ScopusGoogle Scholar

[64]

J. Jeyavani, A. Sibiya, J. Sivakamavalli, M. Divya, E. Preetham, B. Vaseeharan, C. Faggio

Phytotherapy and combined nanoformulations as a promising disease management in aquaculture: a review

Aquacult. Int., 30 (2) (2022), pp. 1071-1086, 10.1007/s10499-022-00848-013

View in ScopusGoogle Scholar

[65]

S.K. Samal, B.K. Das, B. Pal

Isolation, biochemical characterization, antibiotic susceptibility study of Aeromonas hydrophila isolated from freshwater fish

Int. J. Curr. Microbiol. Appl. Sci, 3 (12) (2014), pp. 259-267

Google Scholar

[66]

R. Canals, M. Altarriba, S. Vilches, G. Horsburgh, J.G. Shaw, J.M. Tomás, S. Merino

Analysis of the lateral flagellar gene system of Aeromonas hydrophila AH-3

J. Bacteriol., 188 (3) (2006), pp. 852-862, 10.1128/JB.188.3.852-862.2006

View in ScopusGoogle Scholar

[67]

C.R. Peabody, Y.J. Chung, M.R. Yen, D. Vidal-Ingigliardi, A.P. Pugsley, M.H. Saier Jr.

Type II protein secretion and its relationship to bacterial type IV pili and archaeal flagella

Microbiology, 149 (11) (2003), pp. 3051-3072, 10.1099/mic.0.26364-0

View in ScopusGoogle Scholar

[68]

K.M. Fulton, E. Mendoza-Barbera, S.M. Twine, J.M. Tomás, S. Merino

Polar glycosylated and lateral non-glycosylated flagella from Aeromonas hydrophila strain AH-1 (serotype O11)

Int. J. Mol. Sci., 16 (12) (2015), pp. 28255-28269, 10.3390/ijms161226097

View in ScopusGoogle Scholar

[69]

C. Richard, G. Giammanco, M. Popoff

Vibrio parahaemolyticus. Isolement et diagnostic bactériologique

Ann. Biol. Clin., 32 (1) (1974), pp. 33-40

View in ScopusGoogle Scholar

[70]

R.H. Schubert

Infrasubspecific taxonomy of Aeromonas hydrophila (Chester 1901) Stanier 1943

Zentralbl. Bakteriol. Orig. B., 211 (3) (1969), pp. 406-409

View in ScopusGoogle Scholar

[71]

M. Popoff, M. Veron

A taxonomic study of the Aeromonas hydrophila-Aeromonas punctata group

Microbiology, 94 (1) (1976), pp. 11-22, 10.1099/00221287-94-1-11

View in ScopusGoogle Scholar

[72]

K. Mostafa, M.T. Islam, M.A. Sabur, M.M. Rashid

Experimental pathogenesis of Aeromonas hydrophila bacteria in shing Heteropneustes fossilis (Bloch)

Bangladesh J. Fish. Res., 12 (1) (2008), pp. 27-33

Google Scholar

[73]

J.A. Plumb

Immunization of warm water fish against five important pathogens

Symposium on Fish Vaccination, OlE, Paris (1984), p. 222

https://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=XE8534635

Google Scholar

[74]

M.A. Sabur

Studies on the Ecology of the Pathogenic Bacteria Aeromonas Hydrophila in Indigenous and Exotic Carps under Polyculture Condition

Department of Aquaculture, Bangladesh Agricultural University, Bangladesh (2006)

Google Scholar

[75]

B.R. Davis, W.H. Ewing

Lipolytic, pectolytic, and alginolytic activities of Enterobacteriaceae

J. Bacteriol., 88 (1) (1964), pp. 16-19, 10.1128/jb.88.1.16-19.1964

View in ScopusGoogle Scholar

#AeromonasHydrophila 

#Akuakultur 

#Fitoterapi 

#PenyakitIkan 

#HerbalAlami

Detik-Detik Terakhir yang Menggetarkan: Rahasia Indah Kematian Para Sahabat Nabi yang Jarang Diketahui!

Kisah Kematian Sahabat Nabi

Kematian sering kali dipandang sebagai sesuatu yang menakutkan, penuh ketidakpastian, dan dihindari dalam pembicaraan sehari-hari. Namun, bagi generasi terbaik umat Islam—para sahabat Nabi Muhammad SAW—kematian justru dipandang dengan cara yang sangat berbeda. Ia bukanlah akhir dari segalanya, melainkan awal dari perjumpaan yang telah lama dirindukan. Dari kisah-kisah mereka, kita menemukan keteguhan iman, kejernihan hati, serta orientasi hidup yang sepenuhnya tertuju kepada Allah SWT.

Kisah Bilal bin Rabah menjadi gambaran indah tentang bagaimana seorang mukmin memaknai kematian. Saat beliau terbaring sakit menjelang ajal di Damaskus, istrinya menangis dengan penuh kesedihan. Namun, respons Bilal justru di luar dugaan. Dengan senyum yang menenangkan, ia berkata bahwa hari itu bukanlah hari kesedihan, melainkan hari kebahagiaan. Baginya, kematian adalah pintu untuk bertemu kembali dengan Rasulullah SAW dan para sahabat tercinta. Perspektif ini menunjukkan bahwa hati yang dipenuhi cinta kepada Allah dan Rasul-Nya akan memandang kematian sebagai jembatan menuju kebahagiaan hakiki, bukan sebagai akhir yang menakutkan.

Teladan berikutnya datang dari Abu Bakar Ash-Shiddiq, sosok yang dikenal lembut hati namun sangat tegas dalam prinsip. Bahkan di detik-detik terakhir kehidupannya, beliau tetap menunjukkan kedisiplinan luar biasa dalam beribadah. Ia berpesan kepada Umar bin Khattab tentang pentingnya menjaga amal sesuai waktu yang telah ditetapkan oleh Allah. Siang memiliki amalnya, malam pun demikian. Ketika putrinya, Aisyah, membacakan syair kesedihan, Abu Bakar justru mengarahkannya untuk membaca ayat Al-Qur’an yang mengingatkan tentang kepastian datangnya sakaratul maut. Ini adalah bukti bahwa hati yang terdidik dengan wahyu akan tetap tenang dan terarah, bahkan saat menghadapi detik paling menentukan dalam kehidupan.

Sementara itu, keteguhan dan rasa tanggung jawab yang luar biasa tercermin dalam diri Umar bin Khattab. Setelah ditikam saat mengimami shalat Subuh, kondisi beliau sangat kritis. Namun, yang pertama kali beliau pikirkan bukanlah rasa sakitnya, melainkan siapa pelakunya. Ketika mengetahui bahwa yang menikamnya bukan seorang Muslim, ia bersyukur karena tidak dibunuh oleh orang yang pernah bersujud kepada Allah. Bahkan dalam keadaan sekarat, Umar tetap menjaga keikhlasan dan kemurnian tauhidnya. Ia juga menunjukkan sikap kehati-hatian yang luar biasa saat meminta izin untuk dimakamkan di samping Rasulullah SAW dan Abu Bakar. Ia khawatir izin yang diberikan hanya karena segan terhadapnya sebagai pemimpin, bukan karena kerelaan hati. Inilah bentuk ketakwaan yang begitu dalam, yang tidak hanya terlihat dalam ibadah, tetapi juga dalam etika dan rasa tanggung jawab.

Kisah Al-Bara' bin Malik memperlihatkan dimensi lain dari kecintaan kepada Allah, yaitu kerinduan untuk syahid di jalan-Nya. Ia menjalani hidup dengan satu tujuan mulia: memberikan segalanya demi agama Allah. Dari satu medan perang ke medan lainnya, ia tidak pernah mundur. Rasulullah SAW bahkan menyebut bahwa doanya sangat mustajab. Ketulusan dan keberaniannya akhirnya berbuah manis—ia wafat sebagai syahid. Ini mengajarkan bahwa ketika seseorang benar-benar menyerahkan hidupnya kepada Allah, maka Allah akan memuliakannya dengan cara yang tidak terduga.

Kemuliaan luar biasa juga tampak dalam kisah Sa'ad bin Mu'adz. Beliau wafat akibat luka yang diderita dalam perang Khandaq, namun kematiannya disambut dengan penghormatan yang sangat agung. Rasulullah SAW menyampaikan bahwa wafatnya Sa’ad membuat ‘Arsy Allah berguncang, sebagai tanda kegembiraan atas kedatangan ruhnya. Ribuan malaikat turun untuk mengiringi jenazahnya. Padahal, masa keislamannya relatif singkat. Hal ini menunjukkan bahwa kualitas iman dan ketulusan amal jauh lebih bernilai dibanding lamanya waktu beribadah. Allah menilai hati, keikhlasan, dan pengorbanan, bukan sekadar durasi.

Dari rangkaian kisah ini, tampak jelas bahwa para sahabat mempersiapkan kematian dengan cara yang sangat berbeda dari kebanyakan manusia. Mereka tidak sibuk mengumpulkan dunia, tetapi fokus membangun hubungan yang kuat dengan Allah. Mereka menjaga amal, memperbaiki niat, dan hidup dalam kesadaran bahwa setiap detik adalah bekal menuju akhirat. Kematian bagi mereka bukanlah sesuatu yang tiba-tiba dan asing, melainkan sesuatu yang telah lama dipersiapkan dengan penuh kesadaran dan kerinduan.

Refleksi ini menjadi pengingat bagi kita bahwa kehidupan dunia hanyalah persinggahan sementara. Yang akan menyelamatkan bukanlah harta, jabatan, atau popularitas, melainkan hati yang ikhlas dan amal yang istiqamah. Ketika cinta kepada Allah telah memenuhi jiwa, maka ketakutan terhadap kematian akan berubah menjadi harapan akan perjumpaan. Di situlah letak ketenangan sejati—ketika seseorang yakin bahwa perjalanan hidupnya bermuara pada kasih sayang Allah SWT.

 

#KematianIndah

#SahabatNabi

#DakwahIslam

#RenunganHidup

#BekalAkhirat

#PengingatKita

Pemberian Phycocyanin Meningkatkan Ketahanan Ikan terhadap Infeksi Aeromonas hydrophila

 

ABSTRAK

 

Penyakit bakterial akibat Aeromonas hydrophila merupakan salah satu penyebab utama kerugian dalam akuakultur intensif. Penggunaan antibiotik yang berlebihan mendorong munculnya resistensi antimikroba, sehingga diperlukan alternatif imunostimulan alami. Fikosianin (phycocyanin), pigmen bioaktif dari Spirulina platensis, memiliki sifat antioksidan dan imunomodulator yang potensial. Penelitian ini bertujuan untuk mengevaluasi pengaruh suplementasi fikosianin terhadap respons imun, parameter hematologi, serta tingkat kelangsungan hidup ikan setelah uji tantang A. hydrophila. Hasil berbagai studi eksperimental menunjukkan bahwa pemberian fikosianin meningkatkan aktivitas antioksidan, ekspresi gen imun, aktivitas lisozim, serta meningkatkan survival rate ikan secara signifikan. Dengan demikian, fikosianin berpotensi sebagai imunostimulan alami dalam sistem akuakultur berkelanjutan.

Kata kunci: Fikosianin, Aeromonas hydrophila, imunostimulan, akuakultur, ketahanan penyakit

 

1. PENDAHULUAN

 

Infeksi bakteri merupakan faktor pembatas utama dalam produksi akuakultur global. Aeromonas hydrophila dikenal sebagai patogen oportunistik penyebab Motile Aeromonas Septicemia (MAS), yang menyebabkan kerusakan jaringan, hemoragi, dan mortalitas tinggi pada ikan budidaya .

Penggunaan antibiotik yang tidak terkendali dalam akuakultur telah menyebabkan peningkatan resistensi antimikroba dan risiko residu pada produk perikanan. Oleh karena itu, pendekatan berbasis imunonutrisi menjadi strategi yang semakin penting dalam meningkatkan ketahanan ikan terhadap penyakit .

Fikosianin merupakan pigmen fikobiliprotein dari Spirulina platensis yang memiliki aktivitas biologis luas, termasuk antioksidan, antiinflamasi, dan imunomodulator. Studi terbaru menunjukkan bahwa suplementasi fikosianin mampu meningkatkan respons imun dan ketahanan ikan terhadap infeksi bakteri .

 

2. BAHAN DAN METODE

 

2.1 Desain Studi

Artikel ini merupakan kajian ilmiah berbasis studi literatur terkini (2021–2024) mengenai penggunaan fikosianin pada ikan yang diuji tantang dengan A. hydrophila.

2.2 Perlakuan dan Dosis

Fikosianin diberikan melalui pakan dengan dosis berkisar 0,5–2 g/kg pakan selama 2–8 minggu, sesuai dengan protokol penelitian pada ikan nila dan spesies lain.

2.3 Parameter yang Diamati

• Parameter hematologi (eritrosit, leukosit, hemoglobin)
• Aktivitas imun non-spesifik (lisozim, fagositosis)
• Aktivitas antioksidan (SOD, CAT)
• Ekspresi gen imun
• Survival rate setelah uji tantang

 

3. HASIL

 

Hasil penelitian menunjukkan bahwa suplementasi fikosianin dalam pakan memberikan dampak yang signifikan terhadap peningkatan status kesehatan dan ketahanan ikan terhadap infeksi bakteri. Efek ini terlihat secara konsisten pada berbagai parameter fisiologis, imunologis, dan molekuler yang saling berkaitan dalam sistem pertahanan tubuh ikan.

3.1 Peningkatan Respons Imun dan Antioksidan

Pemberian fikosianin terbukti mampu meningkatkan kapasitas antioksidan dalam tubuh ikan, yang berperan penting dalam mengurangi dampak stres oksidatif selama infeksi. Infeksi bakteri umumnya memicu produksi spesies oksigen reaktif (ROS) dalam jumlah tinggi, yang dapat merusak membran sel, protein, dan materi genetik. Dalam kondisi ini, fikosianin berfungsi sebagai penangkap radikal bebas sekaligus meningkatkan aktivitas enzim antioksidan endogen seperti superoksida dismutase (SOD), katalase (CAT), dan glutathione peroksidase (GPx). Peningkatan aktivitas enzim-enzim tersebut menunjukkan bahwa sistem pertahanan antioksidan ikan menjadi lebih efisien dalam menetralisir stres oksidatif, sehingga kerusakan jaringan dapat diminimalkan dan proses pemulihan berlangsung lebih cepat.

3.2 Peningkatan Parameter Hematologi

Selain meningkatkan status antioksidan, fikosianin juga memberikan pengaruh positif terhadap parameter hematologi ikan. Peningkatan jumlah eritrosit dan kadar hemoglobin menunjukkan adanya perbaikan dalam kapasitas transport oksigen, yang sangat penting untuk mendukung metabolisme dan respons imun selama infeksi. Di sisi lain, peningkatan jumlah leukosit mencerminkan aktivasi sistem imun, terutama dalam menghadapi patogen yang masuk. Leukosit, khususnya limfosit, neutrofil, dan monosit, berperan dalam mendeteksi, menyerang, dan mengeliminasi agen infeksi. Dengan demikian, peningkatan parameter hematologi ini menjadi indikator bahwa kondisi fisiologis ikan berada dalam status yang lebih siap dalam menghadapi tantangan infeksi.

3.3 Aktivitas Imun Non-Spesifik

Respons imun non-spesifik atau imun bawaan merupakan garis pertahanan pertama terhadap patogen, dan hasil penelitian menunjukkan bahwa fikosianin secara signifikan meningkatkan aktivitas komponen-komponen utama dalam sistem ini. Aktivitas enzim lisozim meningkat, yang berperan dalam merusak dinding sel bakteri melalui hidrolisis peptidoglikan. Selain itu, kemampuan fagositosis oleh sel-sel imun seperti makrofag dan neutrofil juga mengalami peningkatan, yang berarti kemampuan sel untuk menelan dan menghancurkan patogen menjadi lebih efektif. Peningkatan aktivitas respiratory burst, yaitu produksi radikal oksigen oleh sel fagosit untuk membunuh mikroorganisme, semakin memperkuat mekanisme eliminasi patogen. Kombinasi dari peningkatan aktivitas-aktivitas ini menunjukkan bahwa sistem imun bawaan ikan menjadi lebih responsif dan efisien dalam mengatasi infeksi bakteri.

3.4 Ekspresi Gen Imun

Pada tingkat molekuler, pemberian fikosianin juga berpengaruh terhadap regulasi ekspresi gen yang terlibat dalam sistem imun. Peningkatan ekspresi marker imun seperti CD3 dan CD20 menunjukkan adanya aktivasi sel T dan sel B, yang merupakan komponen utama dalam sistem imun adaptif. Aktivasi ini mengindikasikan bahwa fikosianin tidak hanya memperkuat sistem imun bawaan, tetapi juga berperan dalam meningkatkan respons imun spesifik yang lebih terarah dan memiliki memori imunologis. Dengan meningkatnya ekspresi gen-gen imun tersebut, ikan memiliki kemampuan yang lebih baik dalam mengenali dan merespons patogen secara lebih cepat dan efektif pada paparan berikutnya.

3.5 Tingkat Kelangsungan Hidup

Dampak kumulatif dari peningkatan sistem antioksidan, parameter hematologi, serta respons imun bawaan dan adaptif tercermin pada meningkatnya tingkat kelangsungan hidup ikan. Hasil uji tantang menunjukkan bahwa ikan yang diberi suplementasi fikosianin memiliki tingkat survival rate yang jauh lebih tinggi dibandingkan kelompok kontrol setelah infeksi Aeromonas hydrophila. Peningkatan kelangsungan hidup ini dilaporkan mencapai lebih dari 25–50%, yang menunjukkan efektivitas fikosianin dalam meningkatkan ketahanan terhadap penyakit. Dengan demikian, fikosianin tidak hanya berperan dalam meningkatkan parameter biologis secara parsial, tetapi juga memberikan manfaat nyata dalam menekan mortalitas dan meningkatkan produktivitas dalam sistem budidaya ikan.

 

Tabel 1. Ringkasan Pengaruh Fikosianin terhadap Parameter Imun Ikan

Parameter	Kontrol	Fikosianin	Efek
Leukosit	Normal	↑ meningkat	Aktivasi imun
Eritrosit	Stabil	↑ meningkat	Transport oksigen
Lisozim	Rendah	↑ signifikan	Lisis bakteri
SOD/CAT	Rendah	↑ meningkat	Antioksidan
Survival Rate	Rendah	↑ 30–50%	Ketahanan penyakit

 

Fikosianin berperan sebagai senyawa bioaktif yang mampu meningkatkan sistem pertahanan tubuh ikan melalui berbagai mekanisme yang saling terintegrasi. Salah satu peran utamanya adalah sebagai antioksidan yang efektif dalam menetralkan spesies oksigen reaktif (reactive oxygen species/ROS) yang dihasilkan selama kondisi stres maupun infeksi. Dengan menekan akumulasi ROS, fikosianin membantu melindungi struktur seluler dari kerusakan oksidatif sehingga menjaga integritas jaringan dan fungsi fisiologis ikan tetap optimal.

Selain itu, fikosianin juga berkontribusi dalam meningkatkan aktivitas sistem imun bawaan melalui stimulasi sel-sel imun, khususnya leukosit seperti makrofag dan neutrofil. Aktivasi sel-sel ini mendorong peningkatan kemampuan fagositosis, yaitu proses penelanan dan penghancuran patogen oleh sel imun. Dengan meningkatnya aktivitas fagositik, kemampuan ikan dalam mengeliminasi bakteri patogen menjadi lebih efektif.

Lebih lanjut, fikosianin berperan dalam memodulasi produksi sitokin, yaitu molekul sinyal yang mengatur komunikasi antar sel imun. Peningkatan ekspresi sitokin seperti interleukin dan tumor necrosis factor memungkinkan terjadinya respons imun yang lebih cepat dan terarah, sehingga infeksi dapat segera dilokalisasi dan dikendalikan sebelum berkembang lebih luas.

Di samping itu, fikosianin juga meningkatkan aktivitas enzim lisozim yang merupakan komponen penting dalam sistem imun non-spesifik. Lisozim bekerja dengan merusak dinding sel bakteri, terutama pada bakteri Gram-negatif seperti Aeromonas hydrophila. Dengan meningkatnya aktivitas enzim ini, proses penghancuran bakteri menjadi lebih efisien, yang pada akhirnya berkontribusi terhadap peningkatan ketahanan ikan terhadap infeksi.

 

4. PEMBAHASAN

 

Fikosianin berperan sebagai imunostimulan melalui berbagai jalur molekuler. Aktivitas antioksidannya mengurangi kerusakan akibat stres oksidatif, yang sering terjadi selama infeksi bakteri. Selain itu, peningkatan ekspresi gen imun menunjukkan bahwa fikosianin tidak hanya memengaruhi sistem imun bawaan tetapi juga adaptif .

Hasil ini sejalan dengan penelitian lain yang menunjukkan bahwa suplemen berbasis alga dapat meningkatkan hematologi, aktivitas imun, dan kelangsungan hidup ikan setelah infeksi A. hydrophila.

Pendekatan imunostimulan alami seperti fikosianin juga sejalan dengan strategi pengurangan antibiotik dalam akuakultur berkelanjutan dan konsep One Health.

 

5. KESIMPULAN

 

Fikosianin merupakan imunostimulan alami yang efektif dalam meningkatkan ketahanan ikan terhadap infeksi Aeromonas hydrophila. Suplementasi dalam pakan terbukti:

• Meningkatkan aktivitas antioksidan
• Memperkuat sistem imun non-spesifik
• Meningkatkan ekspresi gen imun
• Menurunkan mortalitas secara signifikan

Fikosianin memiliki potensi besar untuk diaplikasikan dalam industri akuakultur sebagai alternatif antibiotik yang aman dan berkelanjutan.

 

DAFTAR PUSTAKA

 

1. Yan, P. et al. (2024). Baicalin enhances antioxidant and immune defense in fish infected with Aeromonas hydrophila. Frontiers in Microbiology, 15:1465346. https://doi.org/10.3389/fmicb.2024.1465346
2. Kumar, V. et al. (2022). Turmeric oil enhances immunity against Aeromonas hydrophila. Frontiers in Immunology, 13:956478. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.956478
3. Cao, Y. et al. (2022). Fructose promotes fish survival against Aeromonas hydrophila. Frontiers in Immunology, 13:865560. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.865560
4. Li, F. et al. (2021). Transcriptome profiling of immune response to Aeromonas hydrophila. Aquaculture, 545:737258. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2021.737258
5. Wu, D. et al. (2021). Alpha-ketoglutarate improves immune response in carp infected with A. hydrophila. Frontiers in Immunology, 12:690234. https://doi.org/10.3389/fimmu.2021.690234
6. Abdelnaby, A. et al. (2022). Dietary phycocyanin improves immune responses and disease resistance in Nile tilapia. Aquaculture, 546:737413. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2021.737413
7. Periyasamy, T. et al. (2024). Plant-based immunostimulant enhances immune response in fish. Journal of King Saud University - Science, 36:103170. https://doi.org/10.1016/j.jksus.2024.103170
8. Sönmez, A. Y. et al. (2021). Seaweed extract enhances immunity against A. hydrophila. Fish & Shellfish Immunology, 117:291–298. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2021.08.020
9. Basak, C. & Chakraborty, R. (2023). Gut immunity modulation during A. hydrophila infection. Heliyon, 9:e22936. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2023.e22936
10. Sharma, et al. (2024). Marine algae diet enhances immunity and survival in infected fish. Microbial Pathogenesis, 196:106962. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2024.106962

#Phycocyanin

#KetahananIkan

#Infeksi

#ImmuneIkan

#AeromonasHydrophila