Perampasan Transportasi Vesikuler Sel Inang: Wawasan Baru tentang Mekanisme Perolehan Nutrisi oleh Chlamydia

 

ABSTRAK

 

Infeksi Chlamydia merupakan penyebab penting penyakit kesehatan masyarakat, dan saat ini belum tersedia vaksin yang efektif. Karena gaya hidup intraseluler yang unik, Chlamydia memerlukan berbagai nutrisi dan substrat dari sel inang, khususnya sphingomielin, kolesterol, besi, asam amino, dan reseptor mannos-6-fosfat, yang sangat penting untuk perkembangan inklusi. Di sini, kami merangkum kemajuan terbaru tentang mekanisme perolehan nutrisi Chlamydia dengan merampas transportasi vesikuler sel inang, yang memainkan peran penting dalam pertumbuhan dan perkembangan Chlamydia. Chlamydia memperoleh komponen yang diperlukan untuk menyelesaikan siklus perkembangan intraselulernya dengan merekrut protein Rab (pengatur utama transportasi vesikuler) dan protein efektor Rab ke inklusi, mengganggu transportasi multivesikular yang dimediasi Rab, mengubah arah nutrisi sel inang, dan merekonstruksi lingkungan niche intraseluler. Oleh karena itu, mengeksplorasi peran transportasi vesikuler dalam perolehan nutrisi menawarkan perspektif baru untuk pendekatan baru dalam mencegah dan mengobati infeksi Chlamydia.

 

PENDAHULUAN

 

Chlamydia adalah patogen parasit intraseluler obligat dengan siklus perkembangan unik yang sepenuhnya bergantung pada nutrisi sel inang. Spesies Chlamydia terdiri dari berbagai spesies, seperti Chlamydia psittaci, Chlamydia suis, Chlamydia abortus, Chlamydia caviae, Chlamydia pecorum, Chlamydia felis, Chlamydia avium, Chlamydia gallinacea, Chlamydia muridarum, Chlamydia pneumoniae, dan Chlamydia trachomatis. Di antara spesies-spesies ini, C. trachomatis dan C. pneumoniae adalah spesies utama yang mengancam kesehatan manusia. C. pneumoniae menyebabkan infeksi saluran pernapasan, dan berhubungan dengan berbagai penyakit kronis [1]. C. trachomatis bertanggung jawab atas beberapa penyakit infeksi akut dan kronis, yang tidak hanya menyebabkan infertilitas, kehamilan ektopik, kebutaan, dan penyakit radang panggul [2–5], tetapi juga berkontribusi pada penyebaran dan peningkatan insiden HIV [6]. Saat ini, infeksi C. trachomatis merupakan epidemi global, dengan lebih dari 130 juta orang terinfeksi setiap tahun di seluruh dunia [7].

 

Semua Chlamydia menjalani siklus perkembangan dua fase yang unik, bergantian antara bentuk infektif tetapi tidak reproduktif, yang juga disebut badan elemental (EB), dan bentuk replikatif tetapi tidak infektif, yang juga disebut badan retikuler (RB) [8]. Selama proses infeksi, Chlamydia melakukan biosintesis, replikasi, dan diferensiasi dalam inklusi, vakuola parasitofor yang dibungkus membran yang tidak hanya melindungi Chlamydia dari serangan imun sel inang, tetapi juga menyediakan nutrisi untuk replikasi Chlamydia [9,10]. Setelah EB diinternalisasi ke dalam inklusi, organisme Chlamydia berinteraksi dengan sel inang dengan mengeluarkan protein efektor untuk merampas transportasi vesikuler sel inang, sehingga memperoleh nutrisi yang diperlukan untuk pertumbuhan dan mengganggu berbagai fungsi sel inang, menciptakan lingkungan yang aman yang mendukung pertumbuhan dan replikasi Chlamydia.

 

Rab GTPase, yang termasuk dalam keluarga besar superkeluarga kecil GTPase Ras-like, memainkan peran penting dalam produksi vesikel, transportasi, penyatuan, fusi, dan berbagai fungsi transportasi membran lainnya dengan merekrut molekul efektor secara spesifik [11]. Penelitian sebelumnya menunjukkan bahwa banyak patogen bakteri intraseluler, termasuk Mycobacterium tuberculosis [12], Salmonella typhimurium [13], dan Legionella pneumophila [14], berinteraksi dengan Rab GTPase untuk mengatur biogenesis fagosom tempat mereka berada dan memastikan kelangsungan hidup intraseluler mereka. Rab GTPase berhubungan dengan sekelompok protein efektor yang mengatur aspek-aspek dinamis membran yang berbeda, sehingga mengatur transportasi vesikuler. Interaksi antara Rab GTPase yang terikat GTP aktif dan protein efektor ini mempromosikan pemunculan vesikel, pembagian, transportasi, fusi membran, dan pengikatan ke situs target mereka, sebuah sistem kolaboratif yang memastikan pengiriman kargo intraseluler yang tepat dan efisien [15,16]. Rab dan efektnya merupakan target bagi patogen yang memanipulasinya untuk menghindari pertahanan inang dan mencapai replikasi intraseluler [15].

 

Karena genom yang tereduksi secara evolusioner [17,18], spesies Chlamydia tidak memiliki beberapa jalur biosintetik untuk pertumbuhan dan perkembangan dan telah mengembangkan berbagai strategi unik untuk melengkapi lipid [19,20], asam amino [21], besi [20,22], dan nutrisi lainnya dari sel inang. Mengatasi keterbatasan nutrisi dengan mengganggu proses dan metabolisme sel inang menjadi ciri khas patogenesis patogen intraseluler ini, yang memastikan akses ke nutrisi yang cukup untuk replikasi yang stabil dalam sel inang. Oleh karena itu, perolehan nutrisi merupakan aspek penting dalam patogenesis Chlamydia. Namun, mekanisme molekuler bagaimana Chlamydia memperoleh nutrisi dari sel inang belum sepenuhnya dipahami.

 

Di sini, kami membahas strategi-strategi baru yang digunakan oleh Chlamydia, parasit intraseluler obligat, untuk memanipulasi jalur transportasi subseluler guna mendukung pertumbuhannya. Secara khusus, kami fokus pada interaksi luas antara Chlamydia dan keluarga Rab GTPase untuk mengganggu jalur transportasi vesikuler inang, yang dengan demikian menyoroti mekanisme bagaimana Chlamydia memperoleh nutrisi untuk replikasi dan pertumbuhannya di dalam sel inang.

 

Karakteristik Biologis Siklus Perkembangan Chlamydia

 

Chlamydia adalah sekelompok bakteri gram-negatif intraseluler obligat dengan siklus perkembangan dua fase yang unik. Infeksi Chlamydia dimulai ketika badan elemental (EB) masuk ke dalam sel dengan cara ditelan dan dengan cepat berdiferensiasi menjadi badan retikuler (RB) [23,24]. Setelah RB intraseluler matang, ia berdiferensiasi kembali menjadi EB turunan, dilepaskan dari sel inang yang terinfeksi, dan menginfeksi sel target baru untuk memulai siklus perkembangan baru. Analisis proteomik kuantitatif bebas label mengonfirmasi bahwa EB mengandung berbagai protein yang terlibat dalam metabolisme pusat dan glukosa, yang mendukung kebutuhan metabolik untuk invasi EB ke dalam sel inang dan diferensiasi selanjutnya menjadi RB, sehingga memicu aktivitas metabolik. Sebaliknya, RB kaya akan protein yang terkait dengan sintesis protein, produksi ATP, dan transportasi nutrisi, menyediakan energi dan nutrisi yang diperlukan untuk replikasi Chlamydia dari sel inang [23].

 

Chlamydia menyelesaikan seluruh siklus perkembangan dalam sel eukariotik. Sebagai parasit intraseluler yang ketat, Chlamydia berinteraksi dengan sel inang dan mengatur jalur sinyal utama dalam sel inang untuk membentuk lingkungan subseluler yang relatif stabil dan menghindari mekanisme pertahanan imun inang, sehingga mencegah eliminasi patogen oleh respons imun inang [25,26]. Berbagai strategi manipulasi sel inang telah dikembangkan untuk menciptakan lingkungan yang mendukung replikasi.

 

Interaksi Chlamydia dengan Sel Inang untuk Memperoleh Nutrisi

 

Chlamydia tidak dapat mensintesis senyawa energi tinggi seperti ATP dan GTP, dan seluruh siklus pertumbuhan serta perkembangannya bergantung pada metabolit sel inang untuk bertahan hidup dan berkembang biak. Untuk mempertahankan pertumbuhan normal dan penyerapan nutrisi dalam sel inang, Chlamydia berinteraksi dengan sel inang untuk memodifikasi lingkungan internal dan memfasilitasi proses perkembangannya [25]. Penelitian sebelumnya telah memverifikasi bahwa Chlamydia secara luas mengubah ekspresi protein inang, dengan demikian mengubah perilaku biologis sel inang untuk menyelesaikan pertumbuhan dan perkembangannya [27]. Analisis proteomik fosforilasi dan transkriptomik mengonfirmasi bahwa Chlamydia mengatur fosforilasi protein inang dan berperan dalam transisi epitel – mesenkimal (EMT), memberikan bukti baru tentang potensi karsinogenik Chlamydia [28]. Pentingnya, studi ini menyoroti bahwa interaksi antara Chlamydia dan sel inang tidak hanya mengubah ekspresi protein inang, tetapi juga mengubah modifikasi protein inang, yang pada akhirnya memengaruhi fungsi biologis sel inang. Perubahan dinamis dalam ekspresi protein dan modifikasi ini merupakan mekanisme penting yang berkontribusi pada proses patogenik yang dimulai oleh Chlamydia.

 

Genom Chlamydia mengandung sekitar 900 open reading frames (ORF) [29], yang mengkode beberapa protein efektor yang dipindahkan ke membran inklusi dan sitoplasma melalui sistem sekresi spesifik dan kemudian berinteraksi dengan sel inang untuk memanipulasi fungsi sel inang [30,31]. Beberapa protein efektor dipindahkan ke permukaan Chlamydia melalui sistem sekresi Tipe V (T5SS), sementara yang lain dipindahkan ke lumen inklusi melalui sistem sekresi Tipe II (T2SS) dan subset (lebih dari 100 protein efektor) dikirim ke sitoplasma sel inang atau membran inklusi melalui sistem sekresi Tipe III (T3SS) [8,32], yang merupakan perangkat utama dalam virulensi Chlamydia.

 

Interaksi Chlamydia dengan sel inang dimediasi melalui sekresi protein efektor, perubahan ekspresi gen dan stabilitas protein sel inang, serta regulasi transduksi jalur sinyal sel inang, sehingga membentuk lingkungan subseluler yang sesuai untuk bertahan hidup dan pertumbuhan serta perkembangan yang lengkap [27,33,34]. T3SS terutama mengangkut protein efektor patogen ke sitoplasma sel inang melalui kontak dengan membran sel inang [35], yang merupakan kunci dari patogenisitas Chlamydia [36,37]. Protein membran inklusi (Incs), subset besar dari efektor, dipindahkan oleh T3SS dan dimasukkan ke dalam membran inklusi [38], mengatur antarmuka interaksi antara sel inang dan bakteri.

Incs bertindak sebagai antarmuka yang memediasi interaksi antara Chlamydia dan sel inang. Melalui interaksi antarmuka ini, Chlamydia mengganggu jalur transportasi sel dan mengatur metabolisme sel inang untuk memindahkan metabolit sel inang, secara berurutan memperoleh substrat nutrisi kunci dari sel, yang sangat penting untuk pertumbuhan dan perkembangan intraseluler. Hingga saat ini, interaksi yang diidentifikasi antara protein Inc dan sel inang menunjukkan bahwa Inc terlibat dalam berbagai aktivitas seluler, termasuk modulasi sitoskeleton sel inang [39], modulasi transportasi membran [39], pemposisian sentrosom [40,41], distribusi Golgi [40], pengadaan lipid [42], dan penghindaran jalur kematian sel terprogram [43]. Sebagai protein efektor T3SS yang penting dari Chlamydia, Inc berinteraksi dengan sel inang untuk merampas transportasi lipid vesikuler dan non-vesikuler sel inang untuk memenuhi kebutuhan nutrisi inklusi. Salah satu mekanisme kunci untuk mengirimkan nutrisi ke Chlamydia melibatkan fusi membran antara vesikel yang berasal dari sel inang dan inklusi [44,45]. Beberapa penelitian telah mencatat bahwa faktor-faktor penerima protein yang sensitif terhadap N-etilmaleimida (SNARE) [46], faktor-faktor ADP-ribosilasi (ARF) [47], dan Rab GTPase terkait erat dengan regulasi fusi vesikel yang terikat membran dan transportasi vesikuler [11] (Tabel 1). Keluarga Inc dan protein efektor T3SS memfasilitasi interaksi antara pengatur transportasi vesikuler (Rab dan ARF) dan membran inklusi Chlamydia untuk perolehan nutrisi (Tabel 1). Penelitian sebelumnya menunjukkan bahwa SNARE berperan penting dalam perkembangan dan patogenisitas patogen dengan memediasi fusi membran sel dan transportasi vesikuler [66–68]. Aktivitas biologis sebuah protein sangat terkait dengan strukturnya. Menariknya, protein Inc sebagian homolog dengan domain koil-koil atau domain mirip SNARE [69–71], yang menunjukkan bahwa protein Inc Chlamydia berinteraksi dengan sel inang untuk mengatur transportasi intraseluler eukariotik dan fusi membran. Temuan ini memberikan bukti bahwa Chlamydia memperoleh nutrisi penting melalui interaksi antara Inc atau protein efektor T3SS dan pengatur transportasi membran sel inang serta regulator fusi membran intraseluler.

 

Tabel 1. Peran Pengatur Jalur Transportasi Vesikuler dan Non-Vesikuler Inang dalam Proses Perolehan Nutrisi oleh Chlamydia

 

Pengatur Transportasi	Keluarga	Jalur Transportasi	Inc atau Efektor Chlamydia	Peran dalam Trafik selama Infeksi Chlamydia	Protein Efektor atau Jalur Sinyal Kaskade
Rab1	Rab GTPases	Trafik Vesikuler	Cpn0585 [Sumber 48]	Trafik vesikel/membran	OCRL1 [Sumber 49]
Rab4	Rab GTPases	Trafik Vesikuler	CT229 [Sumber 20]	Trafik CCV bergantung pada Rab GTPase, pengiriman besi dan lipid [Sumber 20]	RUFY1 [Sumber 50]
Rab6	Rab GTPases	Trafik Vesikuler	CT622 [Sumber 51]	Pengiriman ceramide [Sumber 52]	BICD1 [Sumber 53], OCRL1 [Sumber 49]
Rab11	Rab GTPases	Trafik Vesikuler	Cpn0585 [Sumber 48]	Pengiriman ceramide [Sumber 52]	FIP2 [Sumber 54]
Rab14	Rab GTPases	Trafik Vesikuler	Tidak diketahui	Pengiriman lipid [Sumber 55]	FIP2 [Sumber 56], Jalur sinyal PI3K/AKT/TBC1D4 [Sumber 55]
Rab35	Rab GTPases	Trafik Vesikuler	CT229 [Sumber 20]	Trafik CCV bergantung pada Rab GTPase, pengiriman besi dan lipid [Sumber 20]	OCRL [Sumber 20]
Rab39a/b	Rab GTPases	Trafik Vesikuler	Tidak diketahui	Pengiriman tubuh multivesikular (MVB) [Sumber 57]	–
ARF1	ARF GTPases	Trafik Vesikuler	IncA (CT813)/CTL0184/InaC [Sumber 58]	Memodulasi mikrotubulus dan dinamika Golgi [Sumber 58], pengiriman sphingomielin [Sumber 59]	GBF1 [Referensi 59]
VAMP3	SNAREs	Trafik Vesikuler	IncF, IncG, CT442, CT449, dan CT813 [Sumber 60]	Mempromosikan fusi membran [Sumber 60]	–
VAMP4	SNAREs	Trafik Vesikuler	Tidak diketahui	Pengiriman sphingomielin [Sumber 61]	–
SNAP-23, Syntaxin 4	SNAREs	Trafik Vesikuler	IncA (CT813) [Sumber 62]	Mengatur homeostasis tetesan lipid [Sumber 62]	–
SNX5/6	Keluarga SNX	Trafik Vesikuler	IncE (CT116) [Sumber 63]	Trafik endosom, Trafik CI-M6PR [Sumber 63, 64]	–
CERT	Protein Transfer Lipid	Trafik Non-Vesikuler	IncD [Sumber 65]	Mengangkut ceramide dari ER ke Golgi [Sumber 65]	–

 

Tabel ini menjelaskan peran pengatur jalur transportasi vesikuler dan non-vesikuler dalam proses perolehan nutrisi oleh Chlamydia, dengan fokus pada interaksi protein efektor atau Inc dari Chlamydia yang memanipulasi jalur transportasi inang untuk mendukung pertumbuhan dan replikasi intraseluler.

 

Intersepsi Jalur Trafik Vesikuler dan Non-Vesikuler Inang oleh Chlamydia untuk Perolehan Nutrisi

 

Chlamydia berpotensi melakukan pengambilan nutrisi penting dan prekursor biosintetik dari inang dengan memanipulasi jalur transportasi vesikuler, yang berkontribusi pada perkembangan badan inklusi dan mekanisme kelangsungan hidup. Dengan memotong jalur-jalur ini, Chlamydia mendapatkan akses ke sumber daya penting yang diperlukan untuk pertumbuhan dan kelangsungan hidup di dalam sel inang. Strategi ini dapat mewakili mekanisme kunci yang mendorong proses patogenik Chlamydia dengan memungkinkan bakteri untuk memanfaatkan mekanisme transportasi intraseluler inang. Meskipun mekanisme molekuler yang mendasari fenomena ini masih belum sepenuhnya jelas, bukti terbaru menunjukkan bahwa sejumlah subset dari Rab GTPase dan protein SNARE yang memainkan peran penting dalam mengatur trafik membran direkrut ke membran inklusi. Rekrutmen ini kemungkinan memfasilitasi pengalihan vesikel dan struktur membran lain ke arah inklusi, memungkinkan Chlamydia untuk memperoleh nutrisi dan sumber daya penting lainnya yang diperlukan untuk pertumbuhan dan kelangsungan hidup di dalam sel inang. Oleh karena itu, intersepsi transportasi vesikuler dapat mewakili mekanisme mendasar yang mendorong patogenesis Chlamydia [20,60].

 

Chlamydia juga mengganggu jalur transportasi vesikuler dan non-vesikuler untuk memperoleh sphingomielin dari sel inang dengan merekrut protein Rab spesifik dan protein transfer lipid ceramide-transfer protein (CERT), yang sangat penting untuk infeksi [42]. CERT adalah protein sitoplasmik yang mengangkut ceramide dari RE ke Golgi, yang penting untuk biosintesis sphingomielin, dan dapat direkrut ke inklusi melalui interaksi dengan protein membran inklusi IncD [65,72]. Ini juga merupakan mekanisme di mana Chlamydia membajak (mengambil alih) sel inang melalui jalur transportasi non-vesikuler. Selain itu, penghilangan CERT secara signifikan mengurangi produksi keturunan Chlamydia yang infektif [59,65]. Secara keseluruhan, studi-studi ini menunjukkan bahwa Chlamydia secara efektif memperoleh nutrisi penting dari sel inang dengan mengambil alih mekanisme transportasi vesikuler dan non-vesikuler, memastikan pertumbuhan inklusi dan perkembangan bakteri (Gambar 1).

 

Gambar 1. Mengambil alih Jalur Trafik Vesikuler Inang untuk Perolehan Nutrisi adalah Hal yang Esensial untuk Perkembangan Inklusi Chlamydia

 

Gambar 1. Chlamydia mengambil alih jalur trafik vesikuler dan non-vesikuler inang untuk memperoleh nutrisi selama infeksi. Inklusi berfungsi sebagai antarmuka yang memediasi interaksi antara Chlamydia dan sel inang. Serangkaian protein efektor, termasuk protein membran inklusi (Incs) dan efektor T3SS, berinteraksi dengan protein reseptor SNARE (soluble N-ethylmaleimide-sensitive factor attachment protein receptor), faktor ADP-ribosilasi (ARFs), dan Rab GTPases, yang memindahkan sumber daya dari mini-tumpukan Golgi yang terfragmentasi, tubuh multivesikular, retikulum endoplasma, dan endosom untuk memperoleh nutrisi seperti sphingomielin, kolesterol, besi, reseptor mannosa-6-fosfat yang tidak bergantung pada kation (CI-M6PR), dan transferin. Selain itu, Chlamydia mengambil alih transportasi non-vesikuler sel inang melalui interaksi Incs–CERT untuk memperoleh ceramide. Beberapa elemen dalam gambar ini diambil dari basis data SMART.

 

Karena sifat metaboliknya yang tidak aktif, Chlamydia perlu memanfaatkan nutrisi penting, seperti lipid, besi, asam amino, dan nukleotida, dari sel inang untuk memenuhi kebutuhan metaboliknya [Citation73, Citation74]. Meskipun Chlamydia dapat mensintesis sebagian besar fosfolipidnya, sphingomielin, kolesterol, dan fosfatidilkolin harus diperoleh dari sel inang [42], yang merupakan komponen penting dari membran inklusi Chlamydia. Interaksi antara inklusi dan vesikel yang mengandung sphingomielin ditemukan selama siklus perkembangan C. trachomatis dan C. pneumoniae [59,75,76], yang menunjukkan bahwa semua spesies Chlamydia mungkin memiliki fitur ini. Seperti banyak patogen intraseluler lainnya, C. trachomatis membajak (mengambil alih) sphingolipid dan kolesterol yang diproduksi oleh retikulum endoplasma dan aparatus Golgi untuk memenuhi kebutuhan lipid yang diperlukan untuk perkembangan inklusi [77]. Sebagai vakuola intraseluler yang terikat membran, inklusi memperoleh lipid, terutama sphingomielin, melalui intersepsi transportasi vesikuler dan tubuh multivesikular (MVB) yang berasal dari trans-Golgi, dan kemudian diarahkan ke inklusi untuk memastikan replikasi dan kelangsungan hidup Chlamydia [44,78,79].

 

Semakin jelas bahwa Chlamydia telah mengembangkan berbagai strategi untuk merusak trafik vesikuler lipid sel inang dengan menargetkan SNARE, ARF, dan keluarga protein Rab yang mengatur dengan ketat fusi membran intraseluler, dinamika dan struktur kompleks Golgi, serta trafik vesikuler. Inklusi dihiasi dengan banyak protein Inc, yang berfungsi sebagai antarmuka bagi Chlamydia untuk berinteraksi dengan nutrisi dan protein inang [20,60]. IncA memiliki struktur motif dan fungsi yang mirip dengan protein SNARE pada sel eukariotik dan memediasi fusi membran inklusi selama infeksi Chlamydia, yang sangat penting untuk meningkatkan patogenisitas Chlamydia [70]. Studi terbaru menunjukkan bahwa banyak protein SNARE inang, seperti SNAP-23 [62], Syntaxin 4 [Citation62], Syntaxin 6 [80], vesicle-associated membrane protein (VAMP) 3 [60], VAMP 4 [Citation61], dan Syntaxin 10 [81] direkrut ke inklusi Chlamydia, yang memainkan peran kritis dalam perkembangan Chlamydia dan produksi keturunan infektif. Di antara protein-protein ini, SNAP-23 dan Syntaxin 4 terlibat dalam mengatur homeostasis tetesan lipid selama infeksi Chlamydia [62], dan penghilangan Syntaxin 10 menyebabkan cacat dalam pematangan inklusi Chlamydia dan mengganggu atau menghentikan diferensiasi RB – EB [81]. Sebagai protein SNARE eukariotik, VAMP 3 direkrut ke inklusi, berinteraksi dengan IncF, IncG, CT442, CT449, dan CT813, serta mempromosikan fusi membran untuk memfasilitasi pertumbuhan inklusi Chlamydia [60]. Selain itu, protein SNARE lain dari trans-Golgi dan pasangan pengikat Syntaxin 6, VAMP 4, memediasi transportasi sphingomielin ke inklusi selama infeksi Chlamydia, yang penting untuk mendukung perolehan lipid dan pengaturan lipid Chlamydia selama perkembangannya [61].

 

Sebagai regulator kunci dalam transportasi vesikuler di semua eukariot, ARF mengangkut protein kargo ke situs subseluler dan mengatur dinamika Golgi [82,83] untuk memanipulasi proses fisiologis sel seperti metabolisme lipid, arsitektur mitokondria, dan pengaturan mikrotubulus [84]. Untuk memfasilitasi perkembangan intraseluler, Chlamydia secara efektif mengatur ulang jaringan mikrotubulus melalui sekresi protein efektor [85]. Protein inklusi Chlamydia, CT813/CTL0184/InaC, merekrut dan mengaktifkan ARF1 dan ARF4 untuk memodifikasi mikrotubulus dan mendistribusikan ulang kompleks Golgi di sekitar inklusi selama infeksi [58]. Selain itu, reorganisasi Golgi di sekitar inklusi mengantarkan sphingolipid ke inklusi Chlamydia. Meskipun redistribusi Golgi yang dimediasi oleh CT813 tidak diperlukan untuk replikasi Chlamydia, perolehan sphingolipid, dan perkembangan inklusi, penghambatan modifikasi mikrotubulus mengganggu produksi keturunan infektif [86]. Jalur trafik vesikuler yang bergantung pada ARF1 diatur oleh faktor pertukaran nukleotida guanine yang tahan BFA (BFA-resistant guanine nucleotide exchange factor 1/GBF1) yang spesifik Golgi. Chlamydia secara selektif memanfaatkan GBF1 untuk memperoleh sphingomielin, yang menunjukkan bahwa jalur perolehan sphingomielin yang bergantung pada ARF1/GBF1 sangat penting untuk perkembangan membran inklusi [59]. Selain modifikasi mikrotubulus, ARF1 memainkan peran penting dalam pengaturan dinamika sitoskeleton [87]. Jaringan sitoskeleton yang dinamis memainkan peran kritis dalam invasi Chlamydia [36]. Hasil ini menunjukkan bahwa Chlamydia mengatur struktur dan fungsi kompleks Golgi dan mikrotubulus melalui protein efektor, yang mungkin berfungsi sebagai strategi untuk mengambil alih pengiriman vesikel ke membran inklusi Chlamydia.

 

Mirip dengan bakteri intraseluler lainnya, Chlamydia telah mengembangkan berbagai strategi untuk memperoleh nutrisi yang diperlukan, termasuk membajak (mengambil alih) sphingomielin yang berasal dari membran plasma dan trafik vesikuler Golgi yang mengandung kolesterol, untuk bertahan hidup dalam niche intraselulernya. Secara keseluruhan, mekanisme yang canggih dari replikasi dan pertumbuhan Chlamydia intraseluler melibatkan sekresi Inc untuk mengintersepsi trafik intraseluler dengan meniru SNARE, merekrut ARF, memodifikasi mikrotubulus di sekitar inklusi, dan memposisikan ulang kompleks Golgi. Temuan ini memberikan wawasan lebih lanjut tentang mekanisme Chlamydia dalam menargetkan trafik lipid yang mengandung vesikel untuk perkembangan inklusi.

 

Chlamydia memanipulasi transportasi vesikuler inang untuk perolehan nutrisi melalui interaksi protein efektornya dengan Rab GTPases.

 

Chlamydia Memanfaatkan Rab GTPase untuk Perolehan Nutrisi dan Replikasi Intraseluler

 

Sel eukariotik mengandung berbagai organel bermembran dengan komponen lipid dan protein spesifik yang mengatur transportasi material antara organel membran dengan memanfaatkan transportasi vesikuler, mengangkut protein dan lipid ke lokasi yang tepat, dan menjalankan fungsinya. Sistem transportasi membran intraseluler memainkan peran kunci dalam pengambilan nutrisi ekstraseluler oleh sel eukariotik selama endositosis [88]. Protein pengikat GTP adalah regulator penting dalam transportasi vesikuler. Protein Rab merupakan cabang terbesar dari superkeluarga GTPase kecil seperti Ras, yang beralih antara keadaan terikat GTP dan GDP, dan berfungsi sebagai saklar molekuler dalam pengaturan trafik membran intraseluler pada semua sel eukariotik [88–90]. Keluarga protein Rab, yang mengendalikan berbagai proses seluler, seperti identitas membran, pemunculan vesikel, pembongkaran, motilitas, dan fusi, terdiri dari lebih dari 60 anggota dalam genom manusia yang merekrut molekul efektor seperti adaptor penyortiran, faktor pengikat, kinase, fosfatase, dan motor untuk melaksanakan fungsinya [89].

 

Karena protein Rab adalah regulator utama transportasi vesikuler intraseluler, beberapa protein Rab diperlukan untuk replikasi dan perkembangan Chlamydia [20,91,92]. Namun, fungsi transportasi vesikuler yang dimediasi oleh Rab selama infeksi dan perkembangan Chlamydia masih belum jelas.

 

Rab GTPase direkrut ke inklusi Chlamydia melalui mekanisme yang bersifat spesifik spesies dan juga tidak bergantung pada spesies [93]. Strategi ganda ini menunjukkan bahwa Chlamydia memanipulasi transportasi vesikuler inang dengan menargetkan proses trafik yang bergantung pada Rab untuk memfasilitasi kelangsungan hidup dan replikasi di dalam sel inang. Keluarga besar dan beragam protein Rab yang mengendalikan transportasi vesikel inang, termasuk Rab1, Rab4, Rab6, Rab11, Rab14, dan Rab39, direkrut ke membran inklusi Chlamydia untuk menyediakan nutrisi dan substrat penting yang diperlukan untuk pertumbuhan intraseluler serta untuk melarikan diri dari jalur fagositosis yang merusak (Tabel 1). Infeksi Chlamydia membentuk mini-tumpukan Golgi yang diperlukan untuk pengambilan lipid dari sel inang [77]. Rab6 dan Rab11 adalah regulator utama kestabilan aparat Golgi dan direkrut ke inklusi. Nutrisi yang dibawa oleh vesikel yang positif Rab6 dan Rab11 dipindahkan dari aparat Golgi ke inklusi selama infeksi Chlamydia [52]. Chlamydia merekrut Rab39a dan Rab39b ke perifer inklusi, dengan demikian mengintersepsi lipid yang berasal dari tubuh multivesikular (seperti sphingomielin dan fosfolipid) serta sphingolipid yang disintesis di retikulum endoplasma – Golgi ke inklusi Chlamydia [57]. Rab4 dan Rab11 mengatur jalur sirkulasi transferrin, yang dipengaruhi oleh inklusi. Pertumbuhan dan perkembangan C. trachomatis bergantung pada pasokan besi dari inang [Citation94], dan pengurangan Rab4 dan Rab11 menyebabkan penumpukan transferrin di sekitar inklusi, menghambat pertumbuhan C. trachomatis [95]. Protein efektor T3SS, CT622/Taip, yang sangat penting untuk pertumbuhan dan infeksi C. trachomatis, berinteraksi dengan Rab6 dan ATG16L1 untuk mengalihkan trafik vesikuler yang bergantung pada Rab6 dan ATG16L1 ke inklusi [51]. Namun, ukuran inklusi Chlamydia berkurang setelah silencing Rab6, yang menunjukkan bahwa pertumbuhan inklusi Chlamydia bergantung pada pasokan membran Rab6 [51]. CT622 berinteraksi dengan ATG16L1, mengganggu interaksi normal ATG16L1 dengan TMEM59 [51] (protein transmembran yang terlokalisasi di Golgi dan endosom [96,97]), yang dapat menghilangkan pembatasan akses bakteri terhadap transportasi vesikuler inang.

 

Chlamydia Mengalihkan Jalur Trafik Inang untuk Perolehan Nutrisi melalui Interaksi antara Inc dan Rab GTPase

 

Chlamydia dapat memanfaatkan proses sel inang untuk membentuk lingkungan replikasi yang aman. C. pneumoniae berinteraksi dengan berbagai Rab GTPase, termasuk Rab1, Rab10, dan Rab11, melalui Cpn0585, sebuah protein membran inklusi yang mengatur replikasi Chlamydia intraseluler [48].

 

Sebagai protein Inc pada C. trachomatis, CT229 juga merekrut Rab4 dan Rab35 ke membran inklusi melalui domain seperti SNARE koil-koilnya, dengan demikian menargetkan jalur transportasi vesikuler yang bergantung pada klatrin dan memodulasi transportasi transferrin dan reseptor mannosa-6-fosfat yang independen kation (CI-M6PR) untuk memperoleh substrat yang penting untuk perkembangan dan infeksi Chlamydia, seperti besi dan lipid [20]. Selain itu, asosiasi CI-M6PR dengan kompleks retromer (sebuah kompleks protein yang memfasilitasi transportasi kargo dari endosom ke jaringan trans-Golgi [98,99]) terjadi secara spesifik melalui interaksi dengan sorting nexin 5 (SNX5) dan SNX6. Interaksi ini memainkan peran penting dalam mengendalikan jalur transportasi kargo transmembran. Dengan mengatur transportasi protein-protein ini dari endosom ke jaringan trans-Golgi (TGN), kompleks retromer memastikan lokalisasi dan fungsi yang tepat dari komponen seluler penting ini. Proses ini menyoroti mekanisme yang rumit dan terkoordinasi yang mengatur trafik protein intraseluler dan kompartimentalisasi. Rab GTPase memediasi transportasi kargo antara TGN dan endosom [100]. C. trachomatis memanfaatkan CT229 sebagai antarmuka interaktif untuk merekrut Rab GTPase, memodulasi transportasi bergantung pada klatrin antara TGN dan endosom, dan mengarahkan vesikel yang mengandung M6PR ke perifer inklusi [20]. Menariknya, IncE/CT116, protein Inc lain dari C. trachomatis, memindahkan komponen-komponen retromer SNX5/6 (pengatur utama trafik endosom) dan mengganggu interaksi SNX5:CI-M6PR dengan mengikat C-terminal-nya ke SNX5, khususnya domain PX, merombak trafik CI-M6PR yang bergantung pada retromer [63,64], yang penting untuk reproduksi keturunan dan infeksi [101]. Interaksi SNX5/6-IncE menggambarkan kompetisi yang kompleks antara inang dan Chlamydia dalam mengendalikan trafik sel [102]. Oleh karena itu, interaksi antara Inc dan Rab GTPase mungkin merupakan peristiwa kunci yang mengendalikan interaksi vesikuler inklusi Chlamydia; oleh karena itu, hal ini dapat mengalihkan jalur trafik inang untuk memfasilitasi pertumbuhan intraseluler. Memahami mekanisme molekuler yang mendasari interaksi Chlamydia–inang akan memberikan perspektif baru tentang perolehan nutrisi oleh Chlamydia (Gambar 1).

 

Protein Efektor Rab dan Jalur Sinyal yang Berurutan Terkait dengan Replikasi dan Perkembangan Chlamydia

 

Peran Penting Rab GTPase dan Protein Efektornya dalam Jalur Transportasi Intraseluler

 

Sebagai “saklar” molekuler yang mengatur transportasi antar organel, protein Rab secara tepat mengatur pembentukan vesikel transportasi, transportasi, koneksi, dan fusi, serta merekrut protein efektor spesifik untuk menjalankan fungsi utama dalam jalur transportasi vesikuler masing-masing. Sebagian besar jalur transportasi intraseluler pada sel eukariotik bergantung pada interaksi antara Rab dan protein efector Rab spesifik. Rab GTPase yang diaktifkan menargetkan organel atau kompartemen membran tertentu dan berinteraksi dengan serangkaian protein efektor spesifik untuk memfasilitasi transportasi membran atau fusi. Untuk menjalankan fungsi Rab GTPase dan protein efektornya, protein efektor Rab berinteraksi dengan Rab GTPase yang diaktifkan dalam bentuk terikat GTP dan mengaktifkan jalur sinyal terkait untuk mengatur mekanisme molekuler pengiriman kargo, termasuk pemunculan dan pemisahan vesikel, pembentukan, transportasi, fusi membran, dan penjajaran [15].

 

Peran Signifikan Protein Efektor Rab dalam Replikasi dan Perolehan Nutrisi Chlamydia

 

Karena hubungan antara transportasi vesikuler dan Chlamydia, fungsi Rabs dan protein efektor terkait Rab dalam replikasi Chlamydia telah mendapat perhatian luas. Gangguan terhadap fungsi Rabs sel inang tidak hanya menghambat pertumbuhan dan perkembangan inklusi, tetapi juga menghalangi pembentukan keturunan Chlamydia. Selain itu, menghambat fungsi Rab6, Rab11, dan Rab14 inang dapat mengurangi produksi keturunan C. trachomatis [52,92,103]. Selain itu, pengurangan protein efektor Rab, seperti protein yang berinteraksi dengan Rab OCRL1 (protein penginteraksi Rab1 [49], Rab5 [49], dan Rab6 [49]) dan FIP2 (anggota keluarga Rab11 dari protein penginteraksi, juga disebut protein adaptor Rab11/Rab14) dapat mencapai efek yang sama [54,56].

 

FIP2 secara spesifik berinteraksi dengan membran inklusi Chlamydia melalui domain pengikat Rab11-nya, yang menyebabkan rekrutmen Rab14 [54]. Interaksi ini memfasilitasi pengalihan transportasi vesikuler inang dan sumber daya untuk inklusi. Selain itu, FIP2 mendorong rekrutmen Rab14 untuk mengalihkan vesikel yang bertanda Rab14 yang penuh dengan lipid sel inang menuju perifer inklusi [54]. Ini memberikan pemahaman yang jelas tentang mekanisme molekuler kompleks yang memungkinkan Chlamydia memperoleh nutrisi dari inang. Menariknya, protein adaptor FIP2 merekrut protein aktin myosin VB ke inklusi awal dan mengatur posisi intraseluler inklusi untuk membangun ceruk intraseluler yang sesuai yang diperlukan untuk internalisasi dan pertumbuhannya [56]. Selain itu, protein efektor Rab4, RUFY1, yang penting untuk daur ulang transferrin, direkrut ke perifer inklusi dengan cara bergantung pada CT229 [20]. Demikian juga, Chlamydia merekrut Rab6 ke inklusi dengan meniru efektor Rab6 BICD1 atau berinteraksi langsung dengan BICD1 [53], sementara knockdown gen Rab6 dan Rab11 di sel inang menghambat transportasi ceramide dari Golgi ke inklusi Chlamydia, disertai dengan penurunan jumlah keturunan [52], yang semakin mendukung gagasan bahwa Chlamydia dapat merampas pemindahan nutrisi yang dimediasi Rab dengan berinteraksi dengan efektor Rab untuk mempertahankan perkembangan dan reproduksi keturunannya. Ketika satu atau lebih dari protein ini dihambat secara bersamaan, infeksi C. trachomatis menurun, yang menunjukkan bahwa protein Rab dan protein efektor memiliki fungsi yang tumpang tindih sebagian yang sangat penting bagi kelangsungan hidup dan proliferasi C. trachomatis.

 

Peran Jalur Sinyal Kaskade Rab dalam Mengganggu Transportasi Vesikuler Selama Infeksi Chlamydia

 

Peristiwa lain dalam infeksi Chlamydia adalah gangguan pada trafik vesikuler intraseluler, yang merusak proses sinyal inang selama infeksi. Penelitian terbaru menunjukkan bahwa fragmentasi aparat Golgi dan mikrotubulus yang dimodifikasi pasca-translasi mendorong infeksi dan propagasi Chlamydia [104,105]. Selain itu, sebagian besar jalur transportasi membran bergantung pada mikrotubulus. Protein Rab dan efektornya bertindak sebagai jembatan antara lalu lintas membran dan mikrotubulus. Jalur sinyal fosfatidilinositol-3-kinase (PI3K)/AKT/TBC1D4 memainkan peran signifikan dalam mengatur siklus GTP/GDP Rab GTPase [55,106]. Fosforilasi AKT mempengaruhi fragmentasi Golgi yang disebabkan oleh Chlamydia pada sel yang terinfeksi, sehingga memengaruhi perkembangan intraseluler Chlamydia dan infeksi Chlamydia yang persisten [107]. Selama infeksi Chlamydia, AKT difosforilasi dan direkrut ke inklusi, diikuti dengan inaktivasi substrat AKT AS160 (juga disebut TBC1D4). AS160 yang terinaktivasi memperlambat hidrolisis GTP dan mempromosikan pengikatan Rab14 yang terkait dengan Golgi pada GTP; sebagai hasilnya, vesikel yang bertanda Rab14 yang mengandung sphingolipid dipindahkan ke inklusi [55]. Secara keseluruhan, bakteri mengganggu jalur sinyal AKT, yang mungkin merupakan strategi lain untuk merampas trafik vesikuler guna memperoleh substrat penting untuk pertumbuhan dan perkembangan intraseluler (Gambar 2).

 

Gambar 2. Peran Protein Efektor Rab dan Jalur Sinyal Kaskade dalam Mengganggu Transportasi Vesikuler Selama Infeksi Chlamydia

Chlamydia berinteraksi dengan efektor Rab seperti OCRL1, RUFY1, BICD1, dan FIP2 untuk merampas transportasi nutrisi yang dimediasi Rab, mengalihkan pengiriman lipid dan besi, yang sangat penting untuk perkembangan dan reproduksi keturunannya. Selain itu, infeksi Chlamydia menginduksi fosforilasi AKT dan merekrut AKT yang terfosforilasi ke membran inklusi, sehingga memfosforilasi dan menginaktivasi TBC1D4. Selanjutnya, TBC1D4 yang terinaktivasi mengaktifkan Rab14 dalam keadaan terikat GTP yang terkait dengan membran. Oleh karena itu, vesikel yang bertanda Rab14 yang mengandung sphingolipid diarahkan menuju inklusi. Elemen-elemen dalam gambar ini bersumber dari basis data SMART.

 

Gambar 2. Peran protein efektor Rab dan jalur sinyal kaskade sangat penting dalam mengganggu transportasi vesikuler selama infeksi Chlamydia. Chlamydia berinteraksi dengan efektor Rab seperti OCRL1, RUFY1, BICD1, dan FIP2 untuk merampas transportasi nutrisi yang dimediasi Rab, mengalihkan pengiriman lipid dan besi, yang sangat penting untuk perkembangan dan reproduksi keturunannya. Selain itu, infeksi Chlamydia menginduksi fosforilasi AKT dan merekrut AKT yang terfosforilasi ke membran inklusi, sehingga memfosforilasi dan menginaktivasi TBC1D4. Selanjutnya, TBC1D4 yang terinaktivasi mengaktifkan Rab14 dalam keadaan terikat GTP yang terasosiasi dengan membran. Oleh karena itu, vesikel yang bertanda Rab14 yang mengandung sphingolipid dipindahkan ke arah inklusi. Elemen-elemen dalam gambar ini bersumber dari basis data SMART.

 

Kesimpulan dan Perspektif Masa Depan

 

Melalui interaksinya dengan protein Rab, regulator utama dalam transportasi vesikuler dan protein efektor Rab, Chlamydia memanipulasi transportasi vesikuler multivesikular, mengalihkan nutrisi sel inang, dan membentuk ulang lingkungan niche intraseluler untuk memperoleh komponen yang diperlukan dalam siklus perkembangan intraseluler yang berhasil. Interaksi antara Chlamydia dan sistem transportasi vesikuler inang ini membuka jalan baru untuk pencegahan dan pengobatan infeksi Chlamydia. Temuan terkini menyoroti bahwa GTPase Rab spesifik dan protein efektor mereka merupakan faktor kunci dalam perampokan transportasi vesikel inang oleh Chlamydia. Oleh karena itu, pengembangan intervensi terapeutik yang ditargetkan di masa depan bisa mencakup penghambat molekul kecil, peptidomimetik, atau antibodi monoklonal yang dirancang untuk mengganggu interaksi ini tanpa memengaruhi fungsi sel inang. Intervensi ini dapat secara spesifik memblokir situs interaksi atau mengatur aktivitas GTPase ini, dengan demikian menghambat akses Chlamydia ke nutrisi penting dan kemampuannya untuk membentuk niche replikasi dalam sel inang.

 

Memahami peran transportasi vesikuler dalam akuisisi nutrisi oleh Chlamydia menawarkan perspektif baru dalam pengembangan strategi terapeutik. Menargetkan mekanisme spesifik ini menghadirkan beberapa tantangan: (i) Sistem transportasi vesikuler itu kompleks dan terlibat dalam berbagai proses seluler selain interaksinya dengan Chlamydia. Memastikan bahwa terapi potensial hanya mengganggu interaksi yang kunci untuk siklus hidup Chlamydia sambil menjaga proses seluler normal adalah tantangan besar. (ii) Kebutuhan akan spesifisitas tinggi dalam penargetan terapeutik sangat penting untuk menghindari efek samping yang dapat merusak fungsi seluler normal inang. Mengidentifikasi target yang unik untuk interaksi antara Chlamydia dan inangnya, atau yang hanya sedikit terlibat dalam jalur-jalur penting inang, merupakan tantangan signifikan.

 

Penelitian lebih lanjut untuk mengungkap detail molekuler dari interaksi transportasi vesikuler antara Chlamydia dan inang akan memfasilitasi identifikasi target-target yang sangat spesifik. Skrining throughput tinggi untuk molekul kecil dan biologis dapat digunakan untuk mengidentifikasi kandidat yang secara selektif mengganggu akuisisi nutrisi oleh Chlamydia. Penggunaan alat biologi struktural dan bioinformatika dapat membantu merancang molekul yang secara tepat mengintervensi interaksi antara Chlamydia dan transportasi vesikuler inang, dengan meminimalkan dampak pada sistem transportasi itu sendiri.

 

Penelitian di masa depan harus fokus untuk mengatasi tantangan ini dengan melakukan analisis molekuler mendetail tentang interaksi antara inang dan Chlamydia, serta mengidentifikasi target paling kuat untuk intervensi terapeutik.

 

Menargetkan interaksi antara Chlamydia dan mesin transportasi vesikuler inang dapat memberikan peluang untuk mengganggu akuisisi nutrisi esensial, dengan demikian menghambat pertumbuhan dan replikasi intraseluler Chlamydia. Selain itu, mengungkap jaringan kompleks interaksi molekuler yang terlibat dalam akuisisi nutrisi oleh Chlamydia dapat mengidentifikasi target obat baru untuk mengembangkan terapi anti-Chlamydia yang efektif. Saat kita fokus pada peran protein Rab, efektor Rab, dan jalur sinyal kaskade yang terlibat dalam transportasi Chlamydia dan akuisisi nutrisi, beberapa target potensial harus disorot.

 

Protein Rab: Chlamydia memanipulasi GTPase Rab spesifik untuk memfasilitasi pemeliharaan membran inklusi. Protein Rab seperti Rab4 dan Rab11, yang terlibat dalam daur ulang endosom, dapat menjadi target terapi potensial.

 

Efektor Rab: Identifikasi protein efektor Rab spesifik yang berinteraksi dengan membran inklusi Chlamydia dapat memberikan titik intervensi yang sangat terarah.

 

Jalur Sinyal: Chlamydia dapat memodulasi jalur sinyal yang mengatur mesin transportasi vesikuler. Menargetkan jalur-jalur ini bisa efektif dalam mencegah akuisisi nutrisi oleh patogen.

 

Untuk memvalidasi kandidat target potensial ini dalam penelitian mendatang, diusulkan pendekatan berikut:

(i) Penggunaan interferensi RNA (RNAi) dan pengeditan gen CRISPR-Cas9 dapat membantu mengurai peran target kandidat spesifik secara in vitro. Studi kehilangan fungsi memungkinkan kita mengamati efek penyenyapan atau penghapusan gen-gen ini pada siklus hidup Chlamydia.

(ii) Penghambat molekul kecil yang menargetkan GTPase Rab spesifik atau jalur sinyal dapat diuji untuk kemampuannya mengganggu akuisisi dan pertumbuhan nutrisi Chlamydia.

(iii) Memahami struktur tiga dimensi dari protein target dan kompleksnya dengan faktor Chlamydia sangat penting untuk desain obat yang ditargetkan.

 

Dengan fokus pada target-target prospektif ini, diharapkan penelitian di masa depan akan mengarah pada strategi intervensi yang dapat secara spesifik mengganggu proses akuisisi nutrisi Chlamydia tanpa memengaruhi sel inang secara negatif.

 

Penelitian lebih lanjut harus fokus pada pengungkapan mekanisme tepat bagaimana Chlamydia berinteraksi dengan komponen-komponen spesifik dari sistem transportasi vesikuler. Berdasarkan sintesis dari literatur terkini, beberapa komponen dapat menjadi kandidat yang sangat menjanjikan untuk penelitian lebih lanjut karena peran regulatori mereka dalam proses-proses kunci perkembangan Chlamydia, seperti Rab4, Rab11, dan Rab35. Protein-protein Rab ini mengatur transportasi transferrin dan reseptor mannosa-6-fosfat (M6PR), yang keduanya sangat penting untuk perkembangan normal Chlamydia.

 

Selain itu, mempelajari interaksi antara Chlamydia dan respons imun inang selama akuisisi nutrisi yang dimediasi oleh transportasi vesikuler dapat memberikan wawasan dalam pengembangan terapi yang diarahkan pada inang. Memahami manipulasi proses seluler inang oleh Chlamydia, khususnya melalui perekrutan GTPase Rab dan protein efektor Rab ke inklusi, memang sangat penting untuk pengembangan intervensi yang ditargetkan. Interaksi kompleks ini tidak hanya mengganggu transportasi multivesikular yang dimediasi oleh Rab, tetapi juga mengakuisisi nutrisi sel inang, serta membentuk ulang niche intraseluler untuk mendukung pertumbuhan Chlamydia. Perekrutan GTPase Rab inang dan efektornya oleh Chlamydia merupakan bagian penting dari strategi patogen ini untuk mengalihkan nutrisi sel inang. Meneliti mekanisme molekuler yang tepat di balik perekrutan Rab ini dapat mengungkapkan target-target potensial untuk intervensi yang bertujuan mencegah subversi Chlamydia terhadap proses seluler inang. Pengalihan metabolisme sel inang dan akuisisi nutrisi oleh Chlamydia merupakan aspek kritis dari siklus perkembangannya. Mengungkap jalur-jalur spesifik dan metabolit sel inang yang menjadi sasaran Chlamydia dapat mengidentifikasi intervensi yang diarahkan pada inang yang menghambat akses patogen terhadap sumber daya yang penting. Dengan pemahaman yang lebih baik tentang interaksi spesifik antara inang dan patogen, target-target obat baru dapat diidentifikasi. Ini termasuk penghambat yang secara spesifik memblokir interaksi antara Chlamydia dan transportasi vesikuler inang. Penggunaan teknologi pengeditan gen CRISPR/Cas9 dan teknologi pengeditan gen lainnya untuk mengganggu gen-gen yang bertanggung jawab atas interaksi kritis antara Chlamydia dan protein-protein inang menjadi frontier lain dalam pengembangan terapi. Pendekatan ini dapat memungkinkan penargetan yang tepat terhadap mekanisme molekuler yang penting untuk kelangsungan hidup dan pertumbuhan intraseluler Chlamydia.

 

Kami merangkum mekanisme-mekanisme yang digunakan oleh Chlamydia untuk memanipulasi jalur transportasi vesikuler inang dalam akuisisi nutrisi, yang memberikan target-target baru untuk intervensi terapeutik. Penelitian di masa depan dapat berfokus pada penyenyapan atau penghapusan gen target ini di dalam inang melalui interferensi RNA (RNAi) dan pengeditan gen CRISPR-Cas9, serta mengembangkan penghambat molekul kecil yang menargetkan GTPase Rab spesifik atau jalur-jalur sinyal yang mengganggu kemampuan Chlamydia dalam mengakuisisi nutrisi. Merancang intervensi yang mengganggu manipulasi proses seluler inang oleh Chlamydia merupakan tantangan besar, khususnya dalam mempertahankan peran-peran fundamental protein Rab yang sangat penting untuk fisiologi sel normal. Selain itu, mencapai konsentrasi terapeutik dari penghambat molekul kecil di lokasi infeksi tanpa menimbulkan toksisitas tetap menjadi tantangan. Selain itu, penerapan pengeditan gen dalam terapi manusia tidak hanya menimbulkan masalah etika yang substansial tetapi juga memerlukan pengawasan regulasi yang ketat.

 

REFERENSI

 

1.Grayston JT, Campbell LA, Kuo CC, et al. A new respiratory tract pathogen. Chlamydia pneumoniae strain TWAR J Infect Dis. 1990;161(4):618–14.

2. Taylor HR, Burton MJ, Haddad D, et al. Trachoma. Lancet. 2014;384(9960):2142–2152.

3.Oakeshott P, Kerry S, Aghaizu A, et al. Randomised controlled trial of screening for chlamydia trachomatis to prevent pelvic inflammatory disease: the POPI (prevention of pelvic infection) trial. BMJ. 2010;340(apr08 1):c1642–c1642.

4.Price MJ, Ades AE, Welton NJ, et al. How much tubal factor infertility is caused by Chlamydia? Estimates based on serological evidence corrected for sensitivity and specificity. Sex Transm Dis. 2012;39(8):608–613.

5.Malhotra M, Sood S, Mukherjee A, et al. Genital chlamydia trachomatis: an update. Indian J Med Res. 2013;138(3):303–316.

6.Buckner LR, Amedee AM, Albritton HL, et al. Chlamydia trachomatis infection of endocervical epithelial cells enhances early HIV transmission events. PLoS One. 2016;11(1):e0146663.

7.Rother M, Gonzalez E, Teixeira da Costa AR, et al. Combined human genome-wide RNAi and metabolite analyses identify IMPDH as a host- directed target against chlamydia infection. Cell Host Microbe. 2018;23(5):661–671.e8.

8.Elwell C, Mirrashidi K, Engel J. Chlamydia cell biology and pathogenesis. Nat Rev Microbiol. 2016;14(6):385–400.

9.Dong F, Su H, Huang Y, et al. Cleavage of host keratin 8 by a Chlamydia-secreted protease. Infect Immun. 2004;72(7):3863–3868.

10.Li Z, Chen D, Zhong Y, et al. The chlamydial plasmid-encoded protein pgp3 is secreted into the cytosol of Chlamydia-infected cells. Infect Immun. 2008;76(8):3415–3428.

11.Prasai B, Haber GJ, Strub MP, et al. The nanoscale molecular morphology of docked exocytic dense-core vesicles in neuroendocrine cells. Nat Commun. 2021;12(1):3970.

12.Schnettger L, Rodgers A, Repnik U, et al. A Rab20- dependent membrane trafficking pathway controls M. tuberculosis replication by regulating phagosome spaciousness and integrity. Cell Host Microbe. 2017;21(5):619–628.e5.

13.Marsman M, Jordens I, Kuijl C, et al. Dynein-mediated vesicle transport controls intracellular salmonella replication. Mol Biol Cell. 2004;15(6):2954–2964.

14.Allgood SC, Romero DueñDueñAs BP, Noll RR, et al. Legionella effector AnkX disrupts host cell endocytic recycling in a phosphocholination-dependent manner. Front Cell Infect Microbiol. 2017;7:397.

15.Hutagalung AH, Novick PJ. Role of rab GTPases in membrane traffic and cell physiology. Physiol Rev. 2011;91(1):119–149.

16.Rai A, Goody RS, Müller MP. Multivalency in Rab effector interactions. Small GTPases. 2019;10(1):40–46.

17.Stephens RS, Kalman S, Lammel C, et al. Genome sequence of an obligate intracellular pathogen of humans: chlamydia trachomatis. Science. 1998;282(5389):754–759.

18.Moran NA. Microbial minimalism: genome reduction in bacterial pathogens. Cell. 2002;108(5):583–586.

19.Chatterjee R, Chowdhury AR, Mukherjee D, et al. Lipid larceny: channelizing host lipids for establishing successful pathogenesis by bacteria. Virulence. 2021;12(1):195–216.

20.Faris R, Merling M, Andersen SE, et al. Chlamydia trachomatis CT229 subverts Rab GTPase-dependent CCV trafficking pathways to promote chlamydial infection. Cell Rep. 2019;26(12):3380–3390.e5.

21.Hatch ND, Ouellette SP, Roy CR. Inhibition of tRNA synthetases induces persistence in Chlamydia. Infect Immun. 2020;88(4):e00943–19.

22.Pokorzynski ND, Thompson CC, Carabeo RA. Ironing out the unconventional mechanisms of iron acquisition and gene regulation in chlamydia. Front Cell Infect Microbiol. 2017;7:394.

23.Saka HA, Thompson JW, Chen YS, et al. Quantitative proteomics reveals metabolic and pathogenic properties of chlamydia trachomatis developmental forms. Mol Microbiol. 2011;82(5):1185–1203.

24.Rajeeve K, Vollmuth N, Janaki-Raman S, et al. Reprogramming of host glutamine metabolism during chlamydia trachomatis infection and its key role in peptidoglycan synthesis. Nat Microbiol. 2020;5(11):1390–1402.

25. Fischer A, Rudel T. Subversion of cell-autonomous host defense by Chlamydia infection. Curr Top Microbiol Immunol. 2018;412:81–106.

26. Bastidas RJ, Elwell CA, Engel JN, et al. Chlamydial intracellular survival strategies. Cold Spring Harb Perspect Med. 2013;3(5):a010256.

27.Olive AJ, Haff MG, Emanuele MJ, et al. Chlamydia trachomatis-induced alterations in the host cell proteome are required for intracellular growth. Cell Host Microbe. 2014;15(1):113–124.

28.Zadora PK, Chumduri C, Imami K, et al. Integrated phosphoproteome and transcriptome analysis reveals Chlamydia-induced epithelial-to-mesenchymal transition in Host cells. Cell Rep. 2019;26(5):1286–1302.e8.

29.Jensen KT, Petersen L, Falk S, et al. Novel overlapping coding sequences in chlamydia trachomatis. FEMS Microbiol Lett. 2006;265(1):106–117.

30.Lei L, Yang C, Patton MJ, et al. A chlamydial plasmid-dependent secretion system for the delivery of virulence factors to the host cytosol. MBio. 2021;12(3):e0117921.

31. Rucks EA. Type III secretion in Chlamydia. Microbiol Mol Biol Rev. 2023;87(3):e0003423.

32.Betts-Hampikian HJ, Fields KA. The chlamydial type III secretion mechanism: revealing cracks in a tough nut. Front Microbiol. 2010;1:114.

33.Zhong G. Chlamydia trachomatis secretion of proteases for manipulating host signaling pathways. Front Microbiol. 2011;2:14.

34.Siegl C, Prusty BK, Karunakaran K, et al. Tumor suppressor p53 alters host cell metabolism to limit chlamydia trachomatis infection. Cell Rep. 2014;9(3):918–929.

35.Nans A, Kudryashev M, Saibil HR, et al. Structure of a bacterial type III secretion system in contact with a host membrane in situ. Nat Commun. 2015;6(1):10114.

36.Faris R, McCullough A, Andersen SE, et al. The chlamydia trachomatis secreted effector TmeA hijacks the N-WASP-ARP2/3 actin remodeling axis to facilitate cellular invasion. PLOS Pathog. 2020;16(9):e1008878.

37.George Z, Omosun Y, Azenabor AA, et al. The molecular mechanism of induction of unfolded protein response by chlamydia. Biochem Biophys Res Commun. 2019;508(2):421–429.

38.Moore ER, Ouellette SP. Reconceptualizing the chlamydial inclusion as a pathogen-specified parasitic organelle: an expanded role for Inc proteins. Front Cell Infect Microbiol. 2014;4:157.

39.Meier K, Jachmann LH, Türköz G, et al. The chlamydia effector CpoS modulates the inclusion microenvironment and restricts the interferon response by acting on Rab35. MBio. 2023;14(4):e0319022.

40.Luís MP, Pereira IS, Bugalhão JN, et al. The chlamydia trachomatis IncM protein interferes with host cell cytokinesis, centrosome positioning, and Golgi distribution and contributes to the stability of the pathogen-containing vacuole. Infect Immun. 2023;91(4):e0040522.

41.Almeida F, Luís MP, Pereira IS, et al. The human centrosomal protein CCDC146 binds chlamydia trachomatis inclusion membrane protein CT288 and is recruited to the periphery of the chlamydia-containing vacuole. Front Cell Infect Microbiol. 2018;8:254.

42.Banhart S, Schafer EK, Gensch JM, et al. Sphingolipid metabolism and transport in chlamydia trachomatis and chlamydia psittaci infections. Front Cell Dev Biol. 2019;7:223.

43.Tang T, Wu H, Chen X, et al. The hypothetical inclusion membrane protein CPSIT_0846 regulates mitochondrial-mediated host cell apoptosis via the ERK/JNK signaling pathway. Front Cell Infect Microbiol. 2021;11:607422.

44.Beatty WL. Trafficking from CD63-positive late endocytic multivesicular bodies is essential for intracellular development of chlamydia trachomatis. J Cell Sci. 2006;119(Pt 2):350–359.

45.Beatty WL. Late endocytic multivesicular bodies intersect the chlamydial inclusion in the absence of CD63. Infect Immun. 2008;76(7):2872–2881.

46.González-Méndez L, Gradilla AC, Sánchez-Hernández D, et al. Polarized sorting of patched enables cytoneme-mediated hedgehog reception in the drosophila wing disc. Embo J. 2020;39(11):e103629.

47.Ismail SA, Vetter IR, Sot B, et al. The structure of an arf-ArfGAP complex reveals a Ca2+ regulatory mechanism. Cell. 2010;141(5):812–821.

48.Cortes C, Rzomp KA, Tvinnereim A, et al. Chlamydia pneumoniae inclusion membrane protein Cpn0585 interacts with multiple Rab GTPases. Infect Immun. 2007;75(12):5586–5596.

49.Hyvola N, Diao A, McKenzie E, et al. Membrane targeting and activation of the Lowe syndrome protein OCRL1 by rab GTPases. Embo J. 2006;25(16):3750–3761.

50.Yamamoto H, Koga H, Katoh Y, et al. Functional cross-talk between Rab14 and Rab4 through a dual effector, RUFY1/Rabip4. Mol Biol Cell. 2010;21(15):2746–2755.

51.Hamaoui D, Cosse MM, Mohan J, et al. The Chlamydia effector CT622/TaiP targets a nonautophagy related function of ATG16L1. Proc Natl Acad Sci U S A. 2020;117(43):26784–26794.

52.Rejman Lipinski A, Heymann J, Meissner C, et al. Rab6 and Rab11 regulate Chlamydia trachomatis development and golgin-84-dependent golgi fragmentation. PLOS Pathog. 2009;5(10):e1000615.

53.Moorhead AR, Rzomp KA, Scidmore MA. The Rab6 effector bicaudal D1 associates with Chlamydia trachomatis inclusions in a biovar-specific manner. Infect Immun. 2007;75(2):781–791.

54.Leiva N, Capmany A, Damiani MT. Rab11-family of interacting protein 2 associates with chlamydial inclusions through its Rab-binding domain and promotes bacterial multiplication. Cell Microbiol. 2013;15(1):114–129.

55.Capmany A, Gambarte Tudela J, Alonso Bivou M, et al. Akt/AS160 signaling pathway inhibition impairs infection by decreasing Rab14-controlled sphingolipids delivery to chlamydial inclusions. Front Microbiol. 2019;10:666.

56.Molleken K, Hegemann JH, Coombes BK. Acquisition of Rab11 and Rab11-Fip2 – A novel strategy for chlamydia pneumoniae early survival. PLOS Pathog. 2017;13(8):e1006556.

57.Gambarte Tudela J, Buonfigli J, Lujan A, et al. Rab39a and Rab39b display different intracellular distribution and function in sphingolipids and phospholipids transport. Int J Mol Sci. 2019;20(7):1688.

58.Wesolowski J, Weber MM, Nawrotek A, et al. Chlamydia hijacks ARF GTPases to coordinate microtubule posttranslational modifications and Golgi complex positioning. MBio. 2017;8(3):e02280–16.

59.Elwell CA, Jiang S, Kim JH, et al. Chlamydia trachomatis co-opts GBF1 and CERT to acquire host sphingomyelin for distinct roles during intracellular development. PLOS Pathog. 2011;7(9):e1002198.

60. Bui DC, Jorgenson LM, Ouellette SP, et al. Eukaryotic SNARE VAMP3 dynamically interacts with multiple chlamydial inclusion membrane proteins. Infect Immun. 2021;89(2):e00409–20.

61.Kabeiseman EJ, Cichos K, Hackstadt T, et al. Vesicle-associated membrane protein 4 and syntaxin 6 interactions at the chlamydial inclusion. Infect Immun. 2013;81(9):3326–3337.

62.Monteiro-Bras T, Wesolowski J, Paumet F. Depletion of SNAP-23 and Syntaxin 4 alters lipid droplet homeostasis during chlamydia infection. Microb Cell. 2019;7(2):46–58.

63.Paul B, Kim HS, Kerr MC, et al. Structural basis for the hijacking of endosomal sorting nexin proteins by chlamydia trachomatis. Elife. 2017;6:e22311.

64.Elwell CA, Czudnochowski N, von Dollen J, et al. Chlamydia interfere with an interaction between the mannose-6-phosphate receptor and sorting nexins to counteract host restriction. Elife. 2017;6:e22709.

65.Derre I, Swiss R, Agaisse H, et al. The lipid transfer protein CERT interacts with the Chlamydia inclusion protein IncD and participates to ER-Chlamydia inclusion membrane contact sites. PLOS Pathog. 2011;7(6):e1002092.

66.Li B, Dong X, Zhao R, et al. The t-SNARE protein FgPep12, associated with FgVam7, is essential for ascospore discharge and plant infection by trafficking Ca2+ ATPase FgNeo1 between Golgi and endosome/vacuole in fusarium graminearum. PLOS Pathog. 2019;15(5):e1007754.

67.Bisio H, Chaabene RB, Sabitzki R, et al. The ZIP code of vesicle trafficking in apicomplexa: SEC1/Munc18 and SNARE proteins. MBio. 2020;11(5):e02092–20.

68.Li B, Gao Y, Mao HY, et al. The SNARE protein FolVam7 mediates intracellular trafficking to regulate conidiogenesis and pathogenicity in Fusarium oxysporum. lycopersici Environ Microbiol. 2019;21(8):2696–2706.

69.Weber MM, Noriea NF, Bauler LD, et al. A functional core of IncA is required for chlamydia trachomatis inclusion fusion. J Bacteriol. 2016;198(8):1347–1355.

70.Cingolani G, McCauley M, Lobley A, et al. Structural basis for the homotypic fusion of chlamydial inclusions by the SNARE-like protein IncA. Nat Commun. 2019;10(1):2747.

71.Ronzone E, Wesolowski J, Bauler LD, et al. An alpha-helical core encodes the dual functions of the chlamydial protein IncA. J Biol Chem. 2014;289(48):33469–33480.

72.Hanada K. Intracellular trafficking of ceramide by ceramide transfer protein. Proc Jpn Acad Ser B Phys Biol Sci. 2010;86(4):426–437.

73.Mehlitz A, Eylert E, Huber C, et al. Metabolic adaptation of chlamydia trachomatis to mammalian host cells. Mol Microbiol. 2017;103(6):1004–1019.

74.Saka HA, Valdivia RH. Acquisition of nutrients by Chlamydiae: unique challenges of living in an intracellular compartment. Curr Opin Microbiol. 2010;13(1):4–10.

75.Wolf K, Hackstadt T. Sphingomyelin trafficking in chlamydia pneumoniae-infected cells. Cell Microbiol. 2001;3(3):145–152.

76.Moore ER, Fischer ER, Mead DJ, et al. The chlamydial inclusion preferentially intercepts basolaterally directed sphingomyelin-containing exocytic vacuoles. Traffic. 2008;9(12):2130–2140.

77.Heuer D, Rejman Lipinski A, Machuy N, et al. Chlamydia causes fragmentation of the golgi compartment to ensure reproduction. Nature. 2009;457(7230):731–735.

78.Carabeo RA, Mead DJ, Hackstadt T. Golgi-dependent transport of cholesterol to the chlamydia trachomatis inclusion. Proc Natl Acad Sci USA. 2003;100(11):6771–6776.

79.Hackstadt T, Rockey DD, Heinzen RA, et al. Chlamydia trachomatis interrupts an exocytic pathway to acquire endogenously synthesized sphingomyelin in transit from the golgi apparatus to the plasma membrane. Embo J. 1996;15(5):964–977.

80.Moore ER, Mead DJ, Dooley CA, et al. The trans-Golgi SNARE syntaxin 6 is recruited to the chlamydial inclusion membrane. Microbiology (Reading). 2011;157(Pt 3):830–838.

81.Lucas AL, Ouellette SP, Kabeiseman EJ, et al. The trans-Golgi SNARE syntaxin 10 is required for optimal development of chlamydia trachomatis. Front Cell Infect Microbiol. 2015;5:68.

82.Brumm S, Singh MK, Nielsen ME, et al. Coordinated activation of ARF1 GTPases by ARF-GEF GNOM dimers is essential for vesicle trafficking in arabidopsis. Plant Cell. 2020;32(8):2491–2507.

83. Xue S, Zou J, Liu Y, et al. Involvement of BIG5 and BIG3 in BRI1 trafficking reveals diverse functions of BIG-subfamily ARF-GEFs in plant growth and gravitropism. Int J Mol Sci. 2019;20(9):2339.

84.Fisher S, Kuna D, Caspary T, et al. ARF family GTPases with links to cilia. Am J Physiol Cell Physiol. 2020;319(2):C404–C418.

85.Dumoux M, Menny A, Delacour D, et al. A chlamydia effector recruits CEP170 to reprogram host microtubule organization. J Cell Sci. 2015;128(18):3420–3434.

86.Kokes M, Dunn JD, Granek JA, et al. Integrating chemical mutagenesis and whole-genome sequencing as a platform for forward and reverse genetic analysis of chlamydia. Cell Host Microbe. 2015;17(5):716–725.

87.Haines A, Wesolowski J, Ryan NM, et al. Cross talk between ARF1 and RhoA coordinates the formation of cytoskeletal scaffolds during chlamydia infection. MBio. 2021;12(6):e0239721.

88. Li G, Marlin MC. Rab family of GTPases. Methods Mol Biol. 2015;1298:1–15.

89.Stenmark H. Rab GTPases as coordinators of vesicle traffic. Nat Rev Mol Cell Biol. 2009;10(8):513–525.

90.Pfeffer SR, Kellogg D. Rab GTPases: master regulators that establish the secretory and endocytic pathways. Mol Biol Cell. 2017;28(6):712–715.

91.Gambarte Tudela J, Capmany A, Romao M, et al. The late endocytic Rab39a GTPase regulates the interaction between multivesicular bodies and chlamydial inclusions. J Cell Sci. 2015;128(16):3068–3081.

92.Capmany A, Damiani MT, Valdivia RH. Chlamydia trachomatis intercepts Golgi-derived sphingolipids through a Rab14-mediated transport required for bacterial development and replication. PLoS One. 2010;5(11):e14084.

93.Rzomp KA, Scholtes LD, Briggs BJ, et al. Rab GTPases are recruited to chlamydial inclusions in both a species-dependent and species-independent manner. Infect Immun. 2003;71(10):5855–5870.

94.Pokorzynski ND, Brinkworth AJ, Carabeo R. A bipartite iron-dependent transcriptional regulation of the tryptophan salvage pathway in chlamydia trachomatis. Elife. 2019;8:e42295.

95.Ouellette SP, Carabeo RA. A functional slow recycling pathway of transferrin is required for growth of chlamydia. Front Microbiol. 2010;1:112.

96.Boada-Romero E, Letek M, Fleischer A, et al. TMEM59 defines a novel ATG16L1-binding motif that promotes local activation of LC3. Embo J. 2013;32(4):566–582.

97.Zheng Q, Zheng X, Zhang L, et al. The neuron-specific protein TMEM59L mediates oxidative stress-induced cell death. Mol Neurobiol. 2017;54(6):4189–4200.

98. Bonifacino JS, Hurley JH. Retromer. Curr Opin Cell Biol. 2008;20(4):427–436.

99. Li C, Shah SZ, Zhao D, et al. Role of the retromer complex in neurodegenerative diseases. Front Aging Neurosci. 2016;8:42.

100. Progida C, Bakke O. Bidirectional traffic between the Golgi and the endosomes – machineries and regulation. J Cell Sci. 2016;129(21):3971–3982.

101. Mirrashidi KM, Elwell CA, Verschueren E, et al. Global mapping of the Inc-human interactome reveals that retromer restricts Chlamydia infection. Cell Host Microbe. 2015;18(1):109–121.

102.Sun Q, Yong X, Sun X, et al. Structural and functional insights into sorting nexin 5/6 interaction with bacterial effector IncE. Signal Transduct Target Ther. 2017;2(1):17030.

103.Capmany A, Leiva N, Damiani MT. Golgi-associated Rab14, a new regulator for chlamydia trachomatis infection outcome. Commun Integr Biol. 2011;4(5):590–593.

104.Pruneda JN, Bastidas RJ, Bertsoulaki E, et al. A Chlamydia effector combining deubiquitination and acetylation activities induces golgi fragmentation. Nat Microbiol. 2018;3(12):1377–1384.

105.Campanacci V, Urvoas A, Cantos-Fernandes S, et al. Insight into microtubule nucleation from tubulin-capping proteins. Proc Natl Acad Sci USA. 2019;116(20):9859–9864.

106. Miinea CP, Sano H, Kane S, et al. AS160, the Akt substrate regulating GLUT4 translocation, has a functional rab GTPase-activating protein domain. Biochem J. 2005;391(Pt 1):87–93.

107. Huang X, Tan J, Chen X, et al. Akt phosphorylation influences persistent chlamydial infection and Chlamydia-induced Golgi fragmentation without involving Rab14. Front Cell Infect Microbiol. 2021;11:675890.

 

SUMBER:

Lei Wenbo, Yang Yewei, Zhou Hui, and Li Zhongyu. (2024). Hijacking host cell vesicular transport: New insights into the nutrient acquisition mechanism of Chlamydia. Virulence, 15(1).