Biologi Sel dan Patogenesis Chlamydia

Abstrak

Chlamydia spp. adalah penyebab penting penyakit pada manusia yang hingga kini belum memiliki vaksin efektif. Patogen intraseluler obligat ini bereplikasi dalam kompartemen membran khusus dan menggunakan sejumlah besar efektor yang disekresikan untuk bertahan hidup di lingkungan intraseluler yang tidak bersahabat dari inangnya. Dalam tinjauan ini, kami merangkum kemajuan dalam memecahkan interaksi antara Chlamydia spp. dan inangnya yang dimungkinkan oleh kemajuan teknologi terbaru dalam proteomika dan genetika klamidia. Bidang ini kini siap untuk mengungkap mekanisme molekuler yang mendasari interaksi erat antara Chlamydia spp. dan inangnya, yang akan membuka banyak jalur penelitian menarik untuk patogen penting medis ini.

 

Chlamydiae adalah patogen dan simbion intraseluler obligat Gram-negatif yang menjangkiti berbagai organisme, mulai dari manusia hingga amoeba (1). Kelompok yang paling banyak dipelajari dalam filum Chlamydiae adalah keluarga Chlamydiaceae, yang terdiri dari 11 spesies yang patogen bagi manusia atau hewan (1). Beberapa spesies yang patogen bagi hewan, seperti patogen unggas Chlamydia psittaci, dapat ditularkan ke manusia (1,2). Patogen tikus Chlamydia muridarum merupakan model yang berguna untuk infeksi saluran genital (3). Chlamydia trachomatis dan Chlamydia pneumoniae, spesies utama yang menginfeksi manusia, bertanggung jawab atas berbagai penyakit (2,4) dan menjadi fokus tinjauan ini.

 

Strain C. trachomatis dibagi menjadi tiga biovar dan lebih lanjut diklasifikasikan berdasarkan serovar. Biovar trachoma (serovar A–C) adalah penyebab utama kebutaan non-kongenital di negara berkembang, sedangkan biovar saluran genital (serovar D–K) adalah bakteri penyebab infeksi menular seksual yang paling umum. Pada wanita, 70–80% infeksi saluran genital oleh C. trachomatis bersifat asimtomatik, tetapi 15–40% dari kasus tersebut dapat menjalar ke saluran genital bagian atas, yang dapat menyebabkan komplikasi serius seperti penyakit radang panggul, infertilitas, dan kehamilan ektopik (4). Biovar lymphogranuloma venereum (LGV, serovar L1–L3) menyebabkan infeksi urogenital atau anorektal yang invasif, dan dalam 10 tahun terakhir, insidensi LGV pada pria HIV-positif yang berhubungan seks dengan pria lainnya meningkat (5). Infeksi C. trachomatis juga memfasilitasi penularan HIV dan dikaitkan dengan kanker serviks (4).

 

C. pneumoniae menyebabkan infeksi saluran pernapasan, yang mencakup ~10% pneumonia yang didapat di masyarakat, dan dikaitkan dengan sejumlah penyakit kronis, termasuk asma, aterosklerosis, dan artritis (1,2). Meskipun infeksi klamidia dapat diobati dengan antibiotik, tidak ada obat yang cukup efektif secara biaya untuk eliminasi bakteri ini di negara berkembang, dan hingga saat ini, vaksin yang efektif masih belum tersedia (6).

 

Semua chlamydiae memiliki siklus perkembangan yang melibatkan pergantian antara elementary body (EB) ekstraseluler yang infeksius dan reticulate body (RB) intraseluler yang tidak infeksius (7) (GAMBAR 1). Elementary body memasuki sel mukosa dan berdiferensiasi menjadi reticulate body dalam kompartemen terikat membran yang disebut inklusi. Setelah beberapa siklus replikasi, reticulate body kembali berdiferensiasi menjadi elementary body dan dilepaskan dari sel inang, siap untuk menginfeksi sel sebelahnya.

 

GAMBAR 1. Siklus Hidup Chlamydia trachomatis

 

Perlekatan elementary body (EB) ke sel inang dimulai dengan pembentukan jembatan trimolekuler antara adhesin bakteri, reseptor inang, dan heparan sulfate proteoglycans (HSPG) milik inang. Selanjutnya, efektor sistem sekresi tipe III (T3SS) yang telah disintesis sebelumnya disuntikkan ke dalam sel inang, di mana beberapa di antaranya menginisiasi pengaturan ulang sitoskeleton untuk memfasilitasi internalisasi dan/atau memulai sinyal mitogenik guna menciptakan kondisi anti-apoptosis.

Elementary body kemudian diendositosis ke dalam kompartemen terikat membran yang dikenal sebagai inklusi, yang dengan cepat terpisah dari jalur endolisosomal kanonik. Sintesis protein bakteri dimulai, elementary body bertransformasi menjadi reticulate body (RB), dan protein membran inklusi (inclusion membrane proteins atau Incs) yang baru disekresikan mempromosikan perolehan nutrisi dengan mengarahkan ulang vesikel eksositosis yang sedang bergerak dari aparatus Golgi ke membran plasma.

Inklusi yang baru terbentuk ditransportasikan, kemungkinan besar oleh Inc, di sepanjang mikrotubulus menuju pusat pengorganisasian mikrotubulus (microtubule-organizing centre atau MTOC) atau sentrosom. Pada tahap pertengahan siklus, reticulate body bereplikasi secara eksponensial dan mensekresikan efektor tambahan yang memodulasi berbagai proses di dalam sel inang. Dalam kondisi stres, reticulate body memasuki keadaan persisten dan bertransisi menjadi badan aberan yang membesar. Bakteri dapat diaktifkan kembali setelah stres dihilangkan.

Pada tahap akhir infeksi, reticulate body mensekresikan efektor siklus akhir dan mensintesis efektor spesifik untuk elementary body sebelum berdiferensiasi kembali menjadi elementary body. Elementary body kemudian keluar dari sel inang melalui lisis atau ekstrusi.

 

Chlamydiae memiliki genom yang sangat kecil (1,04 Mb yang mengodekan 895 kerangka baca terbuka untuk Chlamydia trachomatis) yang kekurangan banyak enzim metabolik (8), sehingga bakteri ini bergantung pada inangnya untuk banyak kebutuhan metaboliknya. Sekitar dua per tiga protein yang diprediksi dimiliki secara bersama oleh spesies, mencerminkan konservasi genetik dan kendala evolusi yang diberlakukan oleh gaya hidup intraseluler dan siklus perkembangan mereka yang konservatif (1,9). Satu pengecualian adalah wilayah dengan keragaman genom tinggi yang disebut zona plastisitas, yang mengode berbagai faktor virulensi, termasuk sitotoksin, protein kompleks serangan membran/perforin (MACPF), dan fosfolipase D, yang mungkin berperan dalam tropisme inang dan spesifisitas ceruk (1,9).

 

Chlamydiae mengode sejumlah besar efektor virulensi, yang mencakup sekitar 10% dari genom mereka (10). Efektor ini disampaikan melalui sistem sekresi khusus ke permukaan bakteri (oleh sistem sekresi tipe V (T5SS)), lumen inklusi (oleh sistem sekresi tipe II (T2SS)), atau ke sitosol sel inang atau membran inklusi (oleh sistem sekresi tipe III (T3SS)) (11) (KOTAK 1). Selain itu, sebagian besar strain membawa plasmid yang berkontribusi pada virulensi (12). Dalam ulasan ini, kami merangkum pemahaman saat ini tentang biologi Chlamydia, menyoroti kemajuan terbaru dalam biologi sel inang dan bakteri, proteomik, dan genetika Chlamydia, serta area yang diperkirakan akan mengalami kemajuan signifikan dalam dekade mendatang.

 

 

KOTAK 1. Protein membran inklusi: kumpulan unik efektor T3SS

 

Sistem sekresi tipe III (T3SS) adalah jarum molekuler yang memungkinkan penyuntikan langsung molekul efektor bakteri melintasi membran inang (150). Chlamydia spp. menggunakan T3SS pada berbagai tahap infeksi, termasuk selama kontak awal sel inang dengan membran plasma dan selama fase intraseluler, di mana efektor disuntikkan ke dalam sitosol sel inang dan dapat mencapai kompartemen intraseluler lainnya, seperti nukleus (11).

 

T3SS dalam Chlamydia spp. terbatas secara spasial, dengan kompleks jarum terlokalisasi di satu kutub elementary body (39) atau terkonsentrasi di tempat di mana reticulate body bersentuhan dengan membran inklusi (93). Chlamydia menghasilkan keluarga unik efektor T3SS yang disebut protein membran inklusi (inclusion membrane proteins atau Incs) (16,20), yang jumlahnya berkisar antara 36 hingga 107 tergantung pada spesiesnya (151,152).

 

Efektor ini ditranslokasikan melintasi dan dimasukkan ke dalam membran inklusi, di mana mereka berada pada posisi strategis untuk memediasi interaksi inang-patogen (20). Ciri khas Incs adalah satu atau lebih domain hidrofobik bilobus yang terdiri atas dua wilayah melintasi membran yang berdekatan, dipisahkan oleh hairpin loop pendek, dengan ujung amino dan/atau karboksilnya diprediksi meluas ke sitoplasma sel inang (16).

 

Incs terutama diekspresikan pada tahap awal infeksi, saat mereka mungkin penting dalam pembentukan inklusi, dan pada tahap pertengahan siklus, saat mereka mungkin terlibat dalam pemeliharaan inklusi dan perolehan nutrisi (20). Perbandingan genom mengungkapkan satu set inti Incs yang dimiliki oleh Chlamydia spp. serta Incs spesifik spesies yang beragam yang mungkin menjadi determinan kunci tropisme inang dan penyakit spesifik lokasi (151,152).

 

Incs memiliki sedikit homologi satu sama lain atau dengan protein lain yang dikenal, kecuali domain seperti coiled-coil atau soluble N-ethylmaleimide-sensitive factor attachment protein receptor (SNARE), yang memberikan wawasan terbatas tentang fungsinya (16).

 

Incs diduga merekrut protein inang ke membran inklusi untuk mempromosikan fusi dengan kompartemen kaya nutrisi, menghambat fusi dengan kompartemen degradasi, membajak mesin atau organel inang, mengganggu jalur normal inang, atau merakit kompleks baru dengan fungsi baru (20). Interaksi Inc–inang yang telah diidentifikasi menunjukkan bahwa Incs berpartisipasi dalam berbagai proses, termasuk pengaturan ulang sitoskeleton sel inang, dinamika membran, penambatan sentrosom, perolehan lipid, dan resistensi terhadap apoptosis (20) (GAMBAR 2a,b).

 

Selain itu, Incs membentuk kompleks homotipik atau heterotipik di permukaan inklusi (65,116). Akhirnya, Incs mungkin memberikan stabilitas struktural pada membran inklusi yang sedang berkembang (153).

 

Skrining proteomik berskala besar terhadap Incs dalam Chlamydia trachomatis telah mengungkapkan pasangan pengikatan inang yang potensial untuk sekitar dua pertiga Incs (67). Bersama dengan deskripsi proteom baru-baru ini dari inklusi pertengahan siklus yang dimurnikan (68), lanskap komprehensif interaksi Inc–inang kini mulai berkembang.

 

Siklus Perkembangan

 

Badan elemental (elementary bodies, EB) dan badan retikulat (reticulate bodies, RB) memiliki perbedaan morfologi dan fungsi. Badan elemental bertahan dalam lingkungan ekstraseluler yang keras; dinding selnya yang menyerupai spora distabilkan oleh jaringan protein yang terikat silang oleh ikatan disulfida, disebut outer membrane complex, yang memberikan ketahanan terhadap tekanan osmotik dan fisik (13). Meskipun sebelumnya dianggap tidak aktif secara metabolik, studi menggunakan sistem bebas inang (axenic) menunjukkan bahwa badan elemental memiliki aktivitas metabolik dan biosintesis yang tinggi, serta bergantung pada D-glukosa-6-fosfat sebagai sumber energi (14). Analisis proteomik kuantitatif menunjukkan bahwa badan elemental mengandung banyak protein yang dibutuhkan untuk metabolisme pusat dan katabolisme glukosa (15), yang mungkin digunakan untuk aktivitas metabolik cepat saat memasuki sel inang dan mendorong diferensiasi menjadi badan retikulat. Selama diferensiasi ini, kompleks yang terikat silang direduksi, memberikan fluiditas membran yang diperlukan untuk replikasi (13).

 

Badan retikulat mengkhususkan diri dalam akuisisi nutrisi dan replikasi (7); mereka sangat mengekspresikan protein yang terlibat dalam produksi ATP, sintesis protein, dan transportasi nutrisi, seperti ATP sintase tipe-V, protein ribosom, dan transporter nukleotida (15). Mereka mungkin bergantung pada ATP yang diambil dari inang sebagai sumber energi, yang menunjukkan bahwa kedua bentuk perkembangan tersebut memiliki kebutuhan metabolik yang berbeda (14).

 

Adhesi ke sel inang melibatkan beberapa ligan bakteri dan reseptor inang (16–18) (GAMBAR 1). Saat kontak terjadi, efektor T3SS yang telah disintesis sebelumnya disuntikkan (15), dan badan elemental diinternalisasi ke dalam inklusi. Dalam beberapa jam (6–8 jam pasca infeksi untuk C. trachomatis), terjadi transisi menjadi badan retikulat, dan gen awal mulai ditranskripsikan (19). Efektor awal merombak membran inklusi, mengarahkan vesikel eksositik ke inklusi, dan memfasilitasi interaksi inang-patogen (20). Berikutnya (~8–16 jam pasca infeksi untuk C. trachomatis), gen siklus pertengahan diekspresikan, termasuk efektor yang memediasi akuisisi nutrisi dan mempertahankan kelangsungan hidup sel inang. Bakteri membelah melalui pembelahan biner, dan inklusi berkembang pesat. Pada beberapa spesies, seperti C. trachomatis, infeksi satu sel oleh beberapa badan elemental menghasilkan inklusi individual yang saling menyatu melalui fusi homotipik (16,21).

 

Pada tahap akhir (~24–72 jam pasca infeksi untuk C. trachomatis), badan retikulat bertransisi menjadi badan elemental secara asinkron, yang mungkin distimulasi oleh pelepasan mereka dari membran inklusi (11). Gen siklus akhir mengkodekan outer membrane complex dan protein histon H1-like dan H2-like, yaitu Hc1 dan Hc2, yang memadatkan DNA dan mematikan transkripsi banyak gen (19). Beberapa efektor siklus akhir yang dihasilkan pada saat ini dikemas dalam badan elemental keturunan untuk dilepaskan dalam siklus infeksi berikutnya (11,15).

 

Siklus perkembangan ini memerlukan ekspresi temporal yang sangat teratur dari faktor-faktor spesifik tahap, yang melibatkan faktor sigma alternatif, aktivator dan represor transkripsi, regulator respons, RNA kecil, dan regulator supercoiling DNA (19). Kelas temporal gen-gen klamidia mencerminkan tahap perkembangan. Meskipun belum jelas bagaimana badan elemental yang baru masuk menjadi kompeten secara transkripsi, gen awal mungkin aktif secara konstitutif atau ditranskripsi dari promotor yang tidak sensitif terhadap supercoiling, karena tingkat supercoiling rendah selama tahap awal perkembangan (19). Ekspresi gen siklus pertengahan didorong oleh promotor yang responsif terhadap peningkatan supercoiling DNA, yang mungkin dimediasi oleh DNA girase yang diekspresikan pada tahap awal perkembangan (19). Ekspresi gen siklus pertengahan juga dapat diatur oleh regulator respons atipikal ChxR (19,22). Gen siklus akhir diatur oleh faktor sigma spesifik tahap (σ28) (19) atau melalui pelepasan represi transkripsi promotor yang tergantung pada σ66 oleh represor early upstream open reading frame (EUO) (19,23). Regulasi transkripsi juga terkait dengan T3SS (24–26). Banyak wawasan ini berasal dari studi in vitro; kemajuan dalam genetika klamidia (Kotak 2) akan memungkinkan analisis model saat ini secara in vivo.

 

KOTAK 2. Kemajuan Manipulasi Genetik Chlamydia spp.

 

Setelah upaya intensif selama beberapa dekade, manipulasi genetik klamidia akhirnya berhasil. Secara retrospektif, alam telah memberikan banyak petunjuk bahwa pertukaran genetik dengan DNA asing terbatas pada klamidia. Badan elemental relatif tidak dapat ditembus, sedangkan badan retikulat, yang mudah bertukar DNA, terpisah dari lingkungan eksternal (13). Klamidia kekurangan gen yang mengkode enzim restriksi dan modifikasi serta hanya memiliki sedikit, jika ada, sisa transfer gen horizontal, yang konsisten dengan kurangnya pertukaran genetik dengan organisme lain (8).

 

Phage klamidia telah diidentifikasi, tetapi sejauh ini tidak berguna untuk transduksi DNA asing (154). Upaya awal untuk mentransformasi Chlamydia spp. dengan vektor shuttle berbasis plasmid 'kriptik' klamidia hanya menghasilkan transformasi sementara (155), kemungkinan karena pemotongan gen yang penting untuk pemeliharaan plasmid (146).

 

Beberapa terobosan baru-baru ini mengubah lanskap. Pertama, penggantian gen di satu lokus rRNA dalam Chlamydia psittaci dicapai menggunakan kombinasi pertukaran alelik klasik dengan penanda resistansi obat spesifik rRNA (156). Kedua, protokol transformasi yang lebih efisien, menggunakan perlakuan kalsium klorida pada badan elemental, berhasil mentransformasi C. trachomatis dengan vektor shuttle yang berasal dari plasmid C. trachomatis alami (157).

 

Vektor ini juga mengekspresikan gen β-laktamase, yang memungkinkan seleksi transforman stabil dengan penisilin (157). Kini terdapat semakin banyak vektor shuttle yang memungkinkan ekspresi berbasis plasmid dari gen-gen yang dikaitkan dengan epitope tag, protein fluoresen, atau reporter sistem sekresi untuk identifikasi efektor yang berada di bawah kontrol promotor yang dapat diinduksi atau promotor asli (75,158–162).

 

Ketiga, mutagenesis kimia konvensional dikombinasikan dengan pengurutan genom lengkap digunakan untuk membangun pustaka mutan C. trachomatis yang dipetakan (45,81,98,163). Dengan memanfaatkan pertukaran genetik intra-inkluisi alami antara badan retikulat (164), mutan dapat dikawin-balik dengan strain induk untuk menghubungkan genotipe dan fenotipe.

 

Pendekatan ini, bersama pustaka yang dihasilkan oleh mutagenesis terarah (165), akan berguna untuk skrining genetik ke depan dan untuk mengidentifikasi gen-gen esensial. Akhirnya, beberapa strategi baru untuk membuat knockout gen yang ditargetkan, termasuk TILLING (targeting induced local lesions in genomes) dan sisipan gen yang dimediasi intron tipe II, telah berhasil digunakan dalam Chlamydia spp. (166,167).

 

Keberhasilan baru-baru ini akan memungkinkan peneliti menghubungkan genotipe dengan fenotipe dan membuka jalan untuk menguji postulat Koch dengan bakteri intraseluler obligat ini.

 

Siklus Perkembangan

 

Siklus perkembangan dapat dihentikan sementara secara reversibel oleh faktor lingkungan dan tekanan, seperti kekurangan nutrisi, paparan sitokin inang, dan antibiotik yang menargetkan sintesis dinding sel (27) (GAMBAR 1). Dalam kondisi ini, badan retikulat mengalami transisi menjadi bentuk "persisten" yang membesar secara tidak normal dan tidak membelah. Persistensi ini mungkin mewakili strategi tersembunyi untuk menghindari sistem kekebalan inang. Meskipun persistensi diduga berkontribusi pada peradangan kronis dan jaringan parut yang menjadi ciri khas penyakit klamidia, masih menjadi kontroversi apakah persistensi ini benar-benar terjadi secara in vivo (3).

 

Pengikatan dan Invasi

 

Adhesi dan invasi Chlamydia spp. bergantung pada berbagai faktor dari inang dan bakteri (16–18) (GAMBAR 1,2a). Keragaman mekanisme pengikatan dan internalisasi antarspesies kemungkinan berkontribusi pada perbedaan tropisme terhadap inang dan jaringan tertentu. Adhesi C. trachomatis, C. pneumoniae, dan C. muridarum merupakan proses dua tahap yang dimediasi oleh interaksi afinitas rendah dengan heparan sulfat proteoglikan (HSPGs), diikuti dengan pengikatan afinitas tinggi pada reseptor sel inang (17). OmcB (juga dikenal sebagai CT443) dari C. trachomatis L1 atau C. pneumoniae memediasi pengikatan dengan HSPGs (17). Tingkat dan posisi sulfatasi dalam HSPGs memainkan peran penting dalam pengikatan C. muridarum dan C. trachomatis L2 (17,28,29) dan mungkin berkontribusi pada tropisme jaringan.

 

Adhesin lainnya termasuk lipopolisakarida (LPS) pada C. trachomatis, yang diduga mengikat regulator transmembran fibrosis kistik (17,30), protein membran luar utama (MOMP; juga dikenal sebagai CT681), yang mengikat reseptor manosa dan reseptor manosa 6-fosfat (18), dan CT017 (juga dikenal sebagai Ctad1) pada C. trachomatis, yang mengikat integrin β1 (31). Protein membran polimorfik (Pmp) pada C. trachomatis dan C. pneumoniae juga memediasi adhesi (32). Pmp21 (juga dikenal sebagai Cpn0963) mengikat reseptor faktor pertumbuhan epidermal (EGFR) dan berfungsi sebagai adhesin sekaligus invasin (32,33).

 

GAMBAR 2. Interaksi Chlamydia–Inang

 

a. Efektor Tipe III dan Invasinya

Badan elementer (elementary bodies, EB) mengandung efektor sistem sekresi tipe III (type III secretion system, T3SS) yang telah disintesis sebelumnya beserta pendampingnya. Saat kontak dengan sel inang, efektor terkait invasi disuntikkan melalui T3SS untuk menginduksi perubahan rangkaian sitoskeleton dan sinyal inang. Pada Chlamydia trachomatis, fosfoprotein perekrut aktin yang ditranslokasikan (translocated actin-recruiting phosphoprotein, TarP), CT166, dan CT694 disekresikan lebih dulu, diikuti oleh TepP. TarP dan TepP mengalami fosforilasi tirosin oleh kinase inang.

 

Fosforilasi TarP berinteraksi dengan protein transformasi yang mengandung domain SRC homologi 2 (SHC1) untuk mengaktifkan kinase yang diatur sinyal ekstraseluler 1 (ERK1; juga dikenal sebagai MAPK3) dan ERK2 (juga dikenal sebagai MAPK1) untuk sinyal pro-kebertahanan, sementara residu TarP yang terfosforilasi lainnya memediasi interaksi dengan dua faktor pertukaran nukleotida guanin RAC (GEFs), yaitu VAV2 dan son of sevenless homolog 1 (SOS1). SOS1 merupakan bagian dari kompleks multiprotein dengan ABL interactor 1 (ABI1) dan substrat kinase reseptor faktor pertumbuhan epidermal 8 (EPS8), di mana ABI1 diduga memediasi interaksi kompleks tersebut dengan TarP yang terfosforilasi, yang mengarah pada aktivasi RAC1 dan kompleks protein terkait aktin inang 2/3 (ARP2/3).

 

TarP terfosforilasi juga mengikat subunit p85 dari fosfoinositida 3-kinase (PI3K), menghasilkan fosfatidilinositol-3,4,5-trifosfat [PI(3,4,5)P3], yang dapat mengaktifkan VAV2. TarP juga secara langsung memediasi pembentukan filamen aktin. Pada Chlamydia caviae, yang tidak memiliki situs fosforilasi, homolog TarP mengikat kinase adhesi fokal (focal adhesion kinase, FAK) melalui motif mirip LD2 mamalia (leucine–aspartic acid) dan mengaktifkan protein pengendali pembelahan sel 42 (CDC42)-terkait perakitan aktin.

 

CT694 memiliki domain pengikat membran dan berinteraksi dengan protein AHNAK, yang menghubungkan membran dengan pengaturan ulang aktin. CT166 mengglikosilasi dan menginaktivasi RAC1. TarP mengaktifkan polimerisasi aktin, sedangkan CT694 dan CT166 mempromosikan depolimerisasi aktin. TepP yang terfosforilasi berinteraksi dengan CRKI dan CRKII untuk memulai sinyal kekebalan bawaan.

 

b. Perombakan Inklusi Klamidia oleh Protein Inang dan Membran Inklusi

Inklusi klamidia secara aktif dirombak oleh protein inang dan protein membran inklusi bakteri (Incs). Incs dapat mengatur fusi dengan kompartemen intraseluler dan memodulasi dinamika membran. Beberapa RAB GTPase terlokalisasi pada inklusi, termasuk RAB4 dan RAB11, yang direkrut dari endosom daur ulang segera setelah masuk oleh CT229 pada C. trachomatis dan Cpn0585 pada Chlamydia pneumoniae.

 

RAB11 juga direkrut dari aparat Golgi dan mengikat protein interaksi keluarga RAB11 (RAB11FIP2) untuk mempromosikan perekrutan RAB14. RAB1 direkrut dari retikulum endoplasma, sedangkan RAB6 dan RAB10 direlokasi dari aparat Golgi. Efektor RAB, homolog bifurkasi-D 1 (BICD1), dapat menghubungkan inklusi dengan dynein untuk transportasi di sepanjang mikrotubulus. Enzim penghasil fosfatidilinositol-4-fosfat (PI4P), OCRL1 dan fosfatidilinositol-4-kinase tipe IIα (PI4KIIα), direkrut dan dapat menghasilkan PI4P.

 

Sorting nexin 5 (SNX5) dan SNX6 direkrut dari endosom awal oleh IncE untuk merombak membran inklusi dan mungkin menghambat lalu lintas retromer. RAB39a mengatur interaksi antara badan multivesikuler dan inklusi. Beberapa reseptor protein lampiran faktor sensitif N-etilmaleimid (SNAREs) direkrut, termasuk SNARE spesifik Golgi: protein membran terkait vesikel 4 (VAMP4), sintaksin 6 (STX6), dan GS15. Selain itu, SNARE endositik seperti VAMP3, VAMP7, dan VAMP8 direkrut oleh IncA, InaC, dan protein inklusi yang bertindak pada mikrotubulus (IPAM), yang dianggap sebagai SNARE penghambat (iSNARE) untuk memblokir fusi dengan lisosom.

 

c. Akuisisi Lipid oleh Chlamydia spp.

Chlamydia spp. berinteraksi dengan beberapa kompartemen subseluler untuk memperoleh lipid esensial. Sfingomielin dan kolesterol dimasukkan ke dalam membran badan retikulat melalui vesikel dari pecahan tumpukan mini Golgi dan badan multivesikuler. Lalu lintas vesikel yang mengandung lipid dari tumpukan mini Golgi diatur oleh aktivasi protein GTPase ARF yang bergantung pada GBF1, oleh GTPase rantai berat dynein (DYN1), serta oleh SNARE dan RAB terkait Golgi.

 

RAB39 memediasi interaksi antara inklusi dan badan multivesikuler. Droplet lipid dan peroksisom ditranslokasikan ke dalam inklusi. Droplet lipid dapat dicegat oleh Lda1 atau Lda3, atau oleh Inc seperti Cap1, CT618, IncG, dan IncA. Sinyal kinase FYN dari mikrodomain Inc yang mengandung IncB, CT101, CT222, dan CT850 berkontribusi pada akuisisi lipid, kemungkinan melalui penempatan inklusi di pusat pengaturan mikrotubulus (microtubule-organizing centre, MTOC) atau sentrosom.

 

Mekanisme non-vesikuler dari akuisisi lipid melibatkan pembentukan situs kontak membran retikulum endoplasma–inklusinya (diperantarai oleh protein membran terkait vesikel [VAPs], protein transport lipid ceramide CERT, dan IncD), perekrutan anggota mesin lipoprotein densitas tinggi (HDL), dan sinyal ERK. Enzim biosintesis sfingomielin, sintase sfingomielin 2 (SMS2), mungkin mengonversi ceramide menjadi sfingomielin langsung pada inklusi.

 

Interaksi dengan Inang dan Proses Masuk Chlamydia

Selain subunit β1 integrin (31) dan epidermal growth factor receptor (EGFR) (33), reseptor tirosin kinase (RTKs) berkontribusi pada proses pengikatan, invasi, dan sinyal selama masuknya Chlamydia. Chlamydia trachomatis dan Chlamydia muridarum berinteraksi dengan fibroblast growth factor receptor (FGFR) dan ligannya, fibroblast growth factor (FGF), serta platelet-derived growth factor receptor (PDGFR) (34, 35). C. trachomatis juga berikatan dengan ephrin receptor A2 (EPHA2) untuk mengaktifkan sinyal downstream (36), sementara apolipoprotein E4 mungkin bertindak sebagai reseptor untuk Chlamydia pneumoniae (37). Selain itu, protein disulfide isomerase (PDI), komponen dari kompleks reseptor estrogen, terlibat dalam proses perlekatan dan masuknya berbagai spesies Chlamydia (16, 18). PDI juga dapat mereduksi ikatan disulfida pada adhesin, reseptor host, dan/atau T3SS (13, 38).

 

Saat bersentuhan dengan sel inang, Chlamydia spp. menginduksi remodeling aktin, yang mendukung internalisasi cepat (16, 39) (GAMBAR 2a). GTPase keluarga RHO, yang merupakan regulator polimerisasi aktin, diperlukan untuk internalisasi, meskipun jenis GTPase spesifik bervariasi antarspesies (7). C. trachomatis membutuhkan RAC1 untuk masuk, sedangkan protein kontrol pembelahan sel 42 (CDC42) dan faktor ADP-ribosilasi 6 (ARF6) berkontribusi pada masuknya C. caviae (18). Aktivasi RAC1 menyebabkan perekrutan regulator aktin seperti WAVE2 (juga dikenal sebagai WASF2), ABI1, ARP2, dan ARP3, yang penting untuk reorganisasi aktin (18). Polimerisasi aktin disertai dengan remodeling membran yang ekstensif (16, 39, 40), yang didorong oleh beberapa faktor host, termasuk caveolin, clathrin, dan mikrodomain kaya kolesterol (7, 41).

 

Efektor yang sudah dikemas sebelumnya diinjeksi melalui T3SS untuk menginduksi perubahan sitoskeleton yang mendukung invasi dan mengaktifkan sinyal host (42) (GAMBAR 2a). TarP (juga dikenal sebagai CT456), protein multidomain, memulai dan mengikat aktin melalui domain globular aktin (G-actin) dan filamentous aktin (F-actin) miliknya sendiri serta bekerja sinergis dengan kompleks ARP2/3 host (16, 43). Selain itu, TarP pada C. caviae mengandung motif mirip LD2 mamalia yang mengubah sinyal focal adhesion kinase (FAK) (44).

 

Beberapa ortolog TarP memiliki domain amino-terminal dengan 1–9 pengulangan yang mengandung tirosin, yang difosforilasi oleh kinase tirosin keluarga ABL dan SRC (SFK) (16). Residu yang difosforilasi ini berpartisipasi dalam sinyal untuk pengaturan ulang aktin yang dimediasi oleh RAC melalui VAV2 dan SOS1 serta mendukung kelangsungan hidup sel inang melalui SHC1 (16, 18). TepP (juga dikenal sebagai CT875), efektor T3SS lain yang difosforilasi oleh kinase tirosin host, merekrut protein adaptor eukariotik CRKI dan CRKII ke inklusi (45).

 

Baik TarP maupun TepP, bersama dengan CT694 dan CT695, menggunakan chaperone Slc1 (juga dikenal sebagai CT043) untuk sekresi. Perbedaan pengikatan antara TarP dan TepP dengan Slc1 dapat menjelaskan urutan sekresi efektor, dengan TarP disekresikan sebelum TepP (45, 46). Efektor T3SS CT694 adalah protein multidomain yang mencakup domain lokalisasi membran dan pengikat aktin AHNAK, yang diduga mengganggu dinamika aktin dengan berinteraksi dengan protein pengikat aktin AHNAK (11, 47).

 

Membangun Niche Intraseluler

Inklusi baru dari beberapa spesies Chlamydia, termasuk C. trachomatis dan C. pneumoniae, diangkut di sepanjang mikrotubulus ke microtubule-organizing centre (MTOC), yang membutuhkan polimerisasi mikrotubulus, protein motorik dynein, dan SFK (referensi 16, 49) (GAMBAR 1). Ini memfasilitasi interaksi dengan kompartemen kaya nutrisi dan fusi homotipik (50).

 

CT850 dari C. trachomatis dapat mengikat langsung ke rantai ringan dynein 1 (DYNLT1) untuk mempromosikan posisi inklusi di MTOC (51). IncB dari C. psittaci mengikat Snapin, protein yang berasosiasi dengan protein SNARE inang (52).

 

Pengaturan Fusi dan Dinamika Membran

Kelangsungan hidup intraseluler Chlamydia spp. bergantung pada kemampuan inklusi untuk menghambat fusi dengan beberapa kompartemen (misalnya, lisosom) sambil mempromosikan fusi dengan kompartemen lain (misalnya, vesikel eksositik kaya nutrisi). Chlamydia spp. mencapai fusi selektif dengan merekrut anggota spesifik dari setidaknya tiga keluarga regulator fusi: GTPase RAB dan efektornya, kinase lipid fosfoinositida, dan protein SNARE (GAMBAR 2b).

 

Regulator Vesikel dan RAB GTPases

RAB GTPases adalah pengatur utama fusi vesikel, dan beberapa RAB direkrut ke inklusi, beberapa di antaranya secara spesifik bergantung pada spesies (53). RAB1, RAB4, RAB11, dan RAB14 direkrut oleh semua spesies yang diuji, sedangkan RAB6 hanya direkrut oleh Chlamydia trachomatis, dan RAB10 hanya direkrut oleh Chlamydia pneumoniae. RAB4 dan RAB11 memediasi interaksi antara inklusi dengan jalur resirkulasi lambat transferrin untuk mendapatkan zat besi (7) dan mungkin juga berkontribusi pada transportasi di sepanjang mikrotubulus (53). RAB6, RAB11, dan RAB14 memfasilitasi perolehan lipid dari aparatus Golgi (53), sedangkan RAB39 berperan dalam pengantaran lipid dari badan multivesikular (54). Rekrutmen protein RAB kemungkinan didorong oleh interaksi spesifik antara protein membran inklusi (Inc) dan RAB. CT229 dari C. trachomatis berikatan dengan RAB4, sedangkan Cpn0585 dari C. pneumoniae berikatan dengan RAB1, RAB10, dan RAB11 (53). Efektor RAB11, protein pengikat keluarga RAB11FIP2, juga terlokalisasi di inklusi dan, bersama dengan RAB11, mempromosikan rekrutmen RAB14 (55). Protein homologi Bicaudal-D1 (BICD1), protein yang berinteraksi dengan RAB6, direkrut ke inklusi C. trachomatis serovar L2 secara independen dari RAB6, yang menunjukkan adanya interaksi langsung yang spesifik serovar (53). Walaupun peran BICD1 tidak jelas, protein ini mungkin juga berkontribusi pada transportasi ke pusat organisasi mikrotubulus (MTOC), karena keluarga efektor RAB ini dilaporkan menghubungkan kargo ke dynein (56).

 

RAB juga mempromosikan fusi vesikel dengan merekrut lipid kinase, seperti inositol polifosfat 5-fosfatase OCRL1 (juga dikenal sebagai protein sindrom Lowe oculocerebrorenal), enzim yang terlokalisasi di Golgi dan memproduksi lipid spesifik Golgi fosfatidilinositol-4-fosfat (PI4P) (53). Enzim lain yang memproduksi PI4P, fosfatidilinositol-4-kinase tipe IIα (PI4KIIα), juga direkrut ke inklusi. Pengayaan PI4P mungkin menyamarkan inklusi sebagai kompartemen khusus aparatus Golgi (57).

 

Interaksi dengan Protein SNARE

Selain itu, Chlamydia spp. mengontrol fusi vesikel dengan berinteraksi dengan protein SNARE (GAMBAR 2b). Protein ini meliputi protein SNARE dari Golgi trans seperti sintaksin 6 (STX6) (58, 59) dan STX10 (60), protein membran vesikel terkait 4 (VAMP4), mitra pengikat STX6 (61), dan GS15 (juga dikenal sebagai BET1L) (62), yang mengatur perolehan nutrisi dari jalur eksositosis Golgi. Rekrutmen STX6 memerlukan sinyal penargetan Golgi (YGRL) dan VAMP4 (59, 61). Sebagai contoh mimikri molekuler, setidaknya tiga protein Inc mengandung motif seperti SNARE (IncA, InaC, dan protein membran inklusi yang bekerja pada mikrotubulus (IPAM)), yang bertindak sebagai protein SNARE penghambat untuk membatasi fusi dengan kompartemen yang mengandung VAMP3, VAMP7, atau VAMP8 (49, 63, 64). Selain itu, dimerisasi domain seperti SNARE memfasilitasi fusi homotipik (63–65). Walaupun fungsi fusi homotipik tidak jelas, strain C. trachomatis non-fusogenik yang terjadi secara alami menghasilkan progeni infeksius yang lebih sedikit dan infeksi yang lebih ringan (66).

 

Rekrutmen Protein Sorting Nexin (SNX)

Akhirnya, C. trachomatis merekrut anggota keluarga sorting nexin (SNX) (67, 68), yang terlibat dalam pengangkutan dari endosom ke aparatus Golgi (69). Rekrutmen SNX5 dan SNX6 dimediasi oleh interaksi langsung dengan IncE (67) dan mungkin mengganggu jalur transportasi inang ini untuk mendukung pertumbuhan bakteri.

 

Perolehan Nutrisi

Chlamydiae mengambil nutrisi dari berbagai sumber, misalnya, dari degradasi protein yang dimediasi lisosom (7), menggunakan berbagai transporter (53, 70). Walaupun chlamydiae dapat mensintesis lipid bakteri umum, membran C. trachomatis mengandung lipid eukariotik, termasuk fosfatidilkolin, fosfatidilinositol, sfingomielin, dan kolesterol (21). Lipid ini diperlukan untuk replikasi, fusi homotipik, pertumbuhan, stabilitas membran inklusi, reaktivasi dari keadaan dorman, dan diferensiasi kembali dari badan retikulat ke badan elementer (21, 71). Karena Chlamydia spp. tidak memiliki enzim biosintesis yang diperlukan (8), bakteri ini mengembangkan mekanisme canggih untuk memperoleh lipid (21), yang melibatkan jalur vesikuler dan non-vesikuler (GAMBAR 2c). Sfingomielin dan kolesterol diperoleh dari aparatus Golgi dan badan multivesikuler (7). Protein inang yang terlibat dalam akuisisi vesikuler ini meliputi ARF GTPase (57, 72, 73), faktor pertukaran nukleotida ARF GBF1 (72, 73), RAB GTPase (khususnya RAB6, RAB11, RAB14, dan RAB39) (53, 54), RAB11FIP2 (55), VAMP4 (61), dinamin (71), dan kinase FYN (21).

 

Mekanisme non-vesikuler melibatkan transporter lipid, termasuk protein transportasi endoplasma ceramide (CERT) (73, 74), yang secara langsung berikatan dengan IncD (74, 75), dan anggota mesin biogenesis lipoprotein densitas tinggi (HDL), yang mengantarkan fosfatidilkolin inang (76). Perolehan gliserofosfolipid memerlukan aktivasi fosfolipase A2 dan kinase protein teraktivasi mitogen (MAPK; juga dikenal sebagai ERK) (21). Sfingomielin sintase 2 (SMS2) direkrut ke inklusi, di mana ia kemungkinan mengonversi ceramide menjadi sfingomielin (73). C. trachomatis juga mengambil asam lemak jenuh untuk sintesis membran de novo (77) dan dapat memproduksi spesies fosfolipid unik melalui mesin biosintesis asam lemak dan fosfolipid tipe II bakteri (78). Faktanya, sintesis asam lemak tipe II bakteri sangat penting untuk proliferasi chlamydiae (79).

 

Fragmentasi Golgi

Selama tahap pertengahan siklus infeksi C. trachomatis, aparatus Golgi terfragmentasi menjadi tumpukan mini yang mengelilingi inklusi. Hal ini diduga meningkatkan pengiriman lipid (80). Beberapa protein inang telah terlibat dalam proses ini, termasuk RAB6, RAB11, ARF GTPases, dinaminn, dan kaspase inflamasi (49,71,81). Setidaknya satu faktor bakteri, InaC, diperlukan untuk redistribusi aparatus Golgi yang terfragmentasi, kemungkinan melalui aksi ARF GTPases dan protein 14-3-3 (81). Fragmentasi memerlukan perombakan mikrotubulus detirosinasi yang stabil, yang mungkin berfungsi sebagai jangkar mekanis untuk tumpukan Golgi pada permukaan inklusi (82). Evaluasi peran dinaminn menunjukkan bahwa fragmentasi tidak diperlukan untuk pertumbuhan C. trachomatis maupun untuk pengambilan lipid (71). Demikian pula, jalur transportasi sfingolipid pada mutan yang kekurangan InaC tetap normal, menunjukkan bahwa akuisisi lipid dari aparatus Golgi tidak memerlukan fragmentasi (81). Studi tambahan diperlukan untuk menetapkan peran fragmentasi Golgi.

 

Interaksi Inklusi dengan Organel Lain

Chlamydia spp. menjalin kontak erat dengan berbagai organel lain (Gambar 2b). Meskipun banyak organel dan penanda telah divisualisasikan di dalam inklusi, beberapa pengamatan ini mungkin dibesar-besarkan akibat translokasi yang diinduksi oleh fiksasi (83). Droplet lipid (49) dan peroksisom (84) berpindah ke lumen inklusi C. trachomatis dan kemungkinan menjadi sumber trigliserida serta enzim metabolik, masing-masing. Analisis proteomik sel yang terinfeksi C. trachomatis menunjukkan peningkatan konten droplet lipid dan pengayaan protein yang terlibat dalam metabolisme serta biosintesis lipid, termasuk long-chain-fatty-acid-CoA ligase 3 (ACSL3) dan lysophosphatidylcholine acyltransferase 1 (LPCAT1) (85). Menariknya, protein-protein ini juga ditemukan di atau dalam inklusi (86). Beberapa protein yang terkait dengan droplet lipid atau peroksisom dapat memengaruhi proses bakteri. Sebagai contoh, protein pembawa asil-CoA manusia, acyl-CoA-binding domain-containing protein 6 (ACBD6), memodulasi aktivitas asiltransferase bakteri CT775 pada C. trachomatis dan pembentukan fosfatidilkolin (86,87). Sementara mekanisme pengambilan peroksisom masih belum jelas, penangkapan droplet lipid mungkin melibatkan protein bakteri Lda1, Lda3, Cap1 (juga dikenal sebagai CT529), dan CT618, karena protein-protein ini berasosiasi dengan droplet lipid saat diekspresikan secara ektopik dalam sel inang (49,85).

 

Mitokondria berasosiasi erat dengan inklusi, dan pengurangan kompleks translocase of the inner membrane–translocase of the outer membrane (TIM–TOM), yang mengimpor protein mitokondria, mengganggu infeksi dengan C. caviae dan C. trachomatis (49,71). Konsekuensi interaksi ini tidak jelas; namun, kemungkinan besar Chlamydia spp. memperoleh metabolit energi atau meredam sinyal pro-apoptotik.

 

Akhirnya, membran inklusi menjalin kontak erat dengan retikulum endoplasma halus (88). Situs kontak ini diperkaya dengan protein inang yang biasanya ditemukan di situs kontak retikulum endoplasma-Golgi (CERT dan mitra pengikatnya, serta vesicle-associated membrane proteins (VAPs)) (73,74) dan situs kontak retikulum endoplasma-membran plasma (sensor kalsium stromal interaction molecule 1 (STIM1)) (89), serta setidaknya satu protein bakteri, IncD pada C. trachomatis (74). Kontak erat ini mungkin memfasilitasi transportasi lipid (73,74) dan pembangunan platform sinyal (89). Situs kontak membran berpartisipasi dalam deteksi patogen yang bergantung pada stimulator of interferon genes (STING) (90) dan dapat juga memodulasi respons stres retikulum endoplasma (91,92). Selain itu, inklusi juga berdekatan dengan retikulum endoplasma kasar, membentuk sinaps patogen (REF. 93). Efektor T3SS dapat secara spesifik diinjeksi ke retikulum endoplasma kasar dan/atau retikulum endoplasma kasar dapat membantu melipat efektor T3SS (40).

 

Menstabilkan Inklusi

Membran inklusi tampaknya sangat rapuh, sebagaimana upaya untuk memurnikan inklusi baru-baru ini berhasil (68). Konsisten dengan gagasan ini, inklusi yang berkembang dikelilingi oleh F-actin dan filamen intermediat yang membentuk kerangka dinamis. Struktur ini memberikan stabilitas struktural dan membatasi akses produk bakteri ke sitosol inang (7,49). Perekrutan dan perakitan F-actin melibatkan RHO-family GTPases (49), septin (94), sinyal EGFR (95), dan setidaknya satu efektor bakteri, InaC (81). Mikrotubulus juga secara aktif direorganisasi di sekitar inklusi oleh IPAM pada C. trachomatis, yang membajak protein sentrosom, centrosomal protein of 170 kDa (CEP170) (96). Interaksi ini memulai organisasi mikrotubulus pada permukaan inklusi, yang mengarah pada pembentukan superstruktur mikrotubulus yang diperlukan untuk menjaga integritas membran (96,49).

 

Keluar dari Sel Inang

Pelepasan tubuh elemental melibatkan dua mekanisme yang saling eksklusif: lisis sel inang atau eksktrusi inklusi, yang merupakan proses yang mirip dengan eksositosis (97) (GAMBAR 1). Keluar melalui lisis mengakibatkan kematian sel inang dan melibatkan permeabilisasi membran inklusi, diikuti oleh permeabilisasi membran nukleus, dan akhirnya lisis membran plasma yang bergantung pada kalsium (97). Pencitraan sel hidup dari mutant yang kekurangan efektor T2SS, faktor aktivitas protease mirip Chlamydia (CPAF; juga dikenal sebagai CT858), menunjukkan bahwa CPAF mungkin berperan dalam membongkar sel inang dan mempersiapkan tubuh elemental untuk keluar (98). Laporan ini menyimpulkan bahwa CPAF sitosolik hanya aktif setelah lisis inklusi98, sementara data lain menunjukkan bahwa translokasi CPAF ke sitosol terjadi sebelum lisis dan berhubungan dengan aktivitas CPAF99. Penelitian lebih lanjut diperlukan untuk menyelesaikan kapan efektor T2SS ini mencapai sitosol sel inang.

 

Sebaliknya, jalur ekstrusi membiarkan sel inang tetap utuh dan melibatkan penjepitan membran yang diikuti oleh pengeluaran inklusi. Proses ini memerlukan polimerisasi aktin, GTPase RHOA, protein Sindrom Wiskott–Aldrich neural (N-WASP), myosin II97, dan komponen jalur fosfatase myosin, seperti subunit penarget fosfatase myosin 1 (MYPT1; juga dikenal sebagai PPP1R12A), yang mengikat efektor Inc yang ditranskripsi awal CT228 pada C. trachomatis (100). Beberapa anggota keluarga septin (septin 2, septin 9, septin 11, dan mungkin septin 7) telah terlibat dalam pengeluaran inklusi, mungkin melalui perekrutan atau stabilisasi F-actin (94). Faktanya, perekrutan aktin mungkin diperlukan untuk ekstrusi inklusi (101). Ekstrusi mencegah pelepasan isi inflamasi dan melindungi tubuh elemental dari kekebalan inang, dan hal ini juga dapat berkontribusi pada keberlanjutan infeksi, karena beberapa bakteri tetap berada dalam sel inang. Untuk mencegah reinfeksi, C. trachomatis merangsang pengelupasan permukaan glikoprotein 96, yang mengakibatkan hilangnya PDI, yang terlibat dalam pengikatan dan invasi (102).

 

Mengubah Respons Inang

 

Mengontrol Kelangsungan Hidup dan Kematian Sel Inang

Waktu yang tepat untuk kematian sel sangat penting bagi patogen intraseluler, karena kematian sel inang yang terlalu cepat dapat membatasi replikasi. Chlamydia spp. mengaktifkan jalur pro-keberlangsungan hidup dan menghambat jalur apoptosis (7) (GAMBAR 3). Setidaknya tiga spesies Chlamydia mengikat RTK yang pada gilirannya mengaktifkan jalur kelangsungan hidup MEK–ERK dan fosfoinositid 3-kinase (PI3K): sinyal MEK–ERK diaktifkan melalui interaksi C. trachomatis dan C. muridarum dengan FGFR (35) atau melalui pengikatan Pmp (21) dari C. pneumoniae ke EGFR (33). C. trachomatis juga mengikat EPHA2, yang mengaktifkan jalur PI3K. Reseptor-reseptor ini terinternalisasi bersama tubuh elemental dan, dalam kasus EPHA2, terus menghasilkan sinyal kelangsungan hidup yang bertahan lama, yang diperlukan untuk replikasi bakteri (36). Peningkatan ekspresi ERK juga meningkatkan kadar EPHA2, yang mengakibatkan aktivasi loop umpan balik yang terlibat dalam kelangsungan hidup inang (36). Akhirnya, Inc Cpn (10, 27) dari C. pneumoniae mengikat anggota jalur β-katenin–WNT, protein yang terkait dengan aktivasi/proliferasi sitoplasma 2 (CAPRIN2) dan kinase glikogen sintase 3β (GSK3β) (103), yang dapat memungkinkan β-katenin untuk mengaktifkan transkripsi gen pro-keberlangsungan hidup.

 

GAMBAR 3. Modulasi Kelangsungan Hidup dan Kematian Sel Inang

Infeksi Chlamydia mendorong proliferasi dan kelangsungan hidup sel inang melalui aktivasi jalur fosfoinositid 3-kinase (PI3K) dan kaskade sinyal mitogen-activated protein kinase kinase (MAPKK, juga dikenal sebagai MEK)–mitogen-activated protein kinase (MAPK, juga dikenal sebagai ERK) dengan mengikat reseptor tirosin kinase atau melalui sekresi efektor awal protein fosfoprotein perekrut aktin yang tertranslokasi (TarP). Chlamydia pneumoniae menyekuestrasi protein yang terkait dengan aktivasi/proliferasi sitoplasma 2 (CAPRIN2) dan kinase glikogen sintase 3β (GSK3β), anggota kompleks penghancuran β-katenin, ke membran inklusi kemungkinan melalui interaksi mereka dengan Cpn1027), yang mengarah pada peningkatan stabilisasi β-katenin dan aktivasi transkripsi gen pro-keberlangsungan hidup oleh β-katenin. Sel inang yang terinfeksi resisten terhadap berbagai rangsangan apoptotik dan apoptosis diblokir baik di hulu maupun hilir permeabilisasi membran luar mitokondria melalui berbagai mekanisme. Peningkatan ekspresi protein anti-apoptotik regulator molekuler keluarga BAG 1 (BAG1) dan protein diferensiasi sel leukemia myeloid 1 (MCL1) menghambat kemampuan protein BH3-only untuk mendestabilisasi membran mitokondria. Protein BH3-only BCL-2-associated agonist of cell death (BAD) juga disekuestrasi pada membran inklusi dengan mengikat protein inang 14-3-3β. Degradasi p53 melalui ubiquitinasi yang dimediasi oleh MDM2 dan sekuestrasi protein kinase Cγ (PKCγ) juga mencegah depolarisasi membran mitokondria. Di hilir dari pelepasan sitokrom c, Chlamydia spp. masih dapat mencegah apoptosis melalui mekanisme yang tidak diketahui. Infeksi juga menyebabkan peningkatan ekspresi inhibitor apoptosis (IAPs), yang berkontribusi pada fenotip anti-apoptotik. Protein chlamydial CADD terlibat dalam modulasi apoptosis dengan mengikat domain kematian reseptor keluarga faktor nekrosis tumor (TNF). C. trachomatis dapat memblokir aktivasi caspase 8 melalui regulator protein penghambat FLICE-like seluler (cFLIP) dengan mekanisme yang tidak diketahui. Teks dalam kotak merah menunjukkan langkah-langkah individu di mana Chlamydia spp. diduga memodulasi fungsi sel inang dan efektor bakteri yang terlibat, jika diketahui.

Casp8, caspase 8; DAG, diasilgliserol; EGFR, epidermal growth factor receptor; EPHA2, ephrin receptor A2; ERK, extracellular signal-regulated kinase; FGFR, fibroblast growth factor receptor; Inc, inclusion membrane protein; PDGFR, platelet derived growth factor receptor.

 

Sel yang terinfeksi oleh Chlamydia spp. menunjukkan resistensi terhadap rangsangan apoptosis intrinsik dan ekstrinsik (104) (GAMBAR 3). Resistensi terhadap apoptosis bersifat otonom sel dan memerlukan sintesis protein bakteri (104). Chlamydia spp. dapat memblokir apoptosis intrinsik melalui berbagai mekanisme, termasuk ubiquitylasi yang dimediasi oleh MDM2 dan degradasi proteasomal dari penekan tumor p53 (105,106), sekuestrasi protein pro-apoptotik protein kinase Cδ (PKCδ) atau BCL-2-associated agonist of cell death (BAD) ke membran inklusi melalui diasilgliserol atau pengikatan Inc 14-3-3β, masing-masing (49,81), serta peningkatan ekspresi atau stabilisasi protein anti-apoptotik termasuk regulator molekuler keluarga BAG 1 (BAG1), protein diferensiasi sel leukemia myeloid 1 (MCL1) atau cIAP2 (juga dikenal sebagai BIRC3) (7,107). C. trachomatis menghambat apoptosis ekstrinsik dengan memblokir aktivasi caspase 8 melalui regulator utama protein penghambat FLICE-like seluler (cFLIP; juga dikenal sebagai protein penghambat caspase 8) (108). Analisis proteomik dari inklusi C. trachomatis yang utuh (68) dan pasangan pengikat Inc (67) mengungkapkan protein inang dan efektor tambahan yang dapat mengatur kelangsungan hidup sel inang.

 

Modulasi Siklus Sel Inang

 

Studi menggunakan garis sel yang diimmortalasi menunjukkan bahwa infeksi dengan Chlamydia spp. memodulasi perkembangan sel inang melalui siklus sel menggunakan beberapa mekanisme (49). Meskipun studi ini memberikan wawasan penting, relevansi fisiologisnya harus dilihat dengan hati-hati karena Chlamydia spp. berkembang biak dalam sel yang telah terdiferensiasi dan tidak lagi melakukan siklus di dalam tubuh inang.

 

Garis sel yang terinfeksi oleh C. trachomatis bergerak lebih lambat melalui siklus sel, yang awalnya dihubungkan dengan degradasi siklin B1; namun, degradasi yang diamati kemungkinan adalah artefak dari persiapan sampel (109). Sitosin yang diekspresikan lebih awal, CT166, pada C. trachomatis juga diduga berperan dalam memperlambat perkembangan siklus sel, karena ekspresi ektopik CT166 menghambat transisi dari fase G1 ke fase S dengan menghambat sinyal MEK–ERK dan PI3K (110). Efektor tengah siklus CT8 (47) pada C. trachomatis berinteraksi dengan protein adapter terkait GRB2 inang 2 (GRAP2) dan protein interaksi siklin-D (GCIP; juga dikenal sebagai CCNDBP1); namun, apakah interaksi ini mengatur perkembangan siklus sel selama infeksi masih belum jelas (49). Chlamydia spp. menginduksi keluar mitosis dini dengan melewati pemeriksaan rakitan spindle (111). C. pneumoniae mungkin memediasi penghentian siklus sel melalui efektor T3SS, CopN, yang telah dilaporkan mengikat mikrotubulus dan mengganggu rakitannya di dalam vitro; namun, apakah ini terjadi selama infeksi masih belum jelas (112,113). Kemungkinan, Chlamydia spp. menyetel dengan sangat tepat perkembangan siklus sel untuk memaksimalkan akuisisi nutrisi pada tahap-tahap perkembangan tertentu (114).

 

C. trachomatis mengganggu duplikasi dan pengelompokan sentrosom, tetapi melalui mekanisme yang terpisah. CPAF diperlukan untuk induksi amplifikasi sentrosom, mungkin melalui degradasi satu atau lebih protein yang mengontrol duplikasi sentrosom (111). C. trachomatis juga mencegah pengelompokan sentrosom selama mitosis dengan cara yang tidak bergantung pada CPAF, kemungkinan melalui penjepitan sentrosom ke inklusi yang dimediasi oleh Inc (51,111,115,116). Efek kumulatif dari amplifikasi sentrosom, keluar mitosis dini, dan kesalahan dalam pemposisian sentrosom, menghentikan sitokinesis, yang menghasilkan sel multinukleat (111,114). Multinukleasi meningkatkan isi dari aparat Golgi, yang memungkinkan Chlamydia spp. untuk dengan mudah memperoleh lipid yang berasal dari Golgi (114). Efektor lain yang terlibat dalam multinukleasi termasuk IPAM, CT224, CT225, dan CT166, karena ekspresi ektopik dari protein ini dalam sel yang tidak terinfeksi menghalangi sitokinesis (49,110), meskipun mekanisme aksi mereka tidak jelas. Dalam kasus IPAM, akan menarik untuk menentukan apakah pengaturan sitokinesis dimediasi melalui pengikatan dengan VAMPs dan/atau CEP170 dan apakah pengamatan ini mewakili tiga fungsi independen dari IPAM.

 

Meskipun infeksi menginduksi patah DNA rantai ganda pada DNA inang, Chlamydia menurunkan respons kerusakan DNA inang (117). C. trachomatis menghambat pengikatan protein respons kerusakan DNA MRE11, ataksia telangiektasia mutasi (ATM) dan protein pengikat p53 1 (53BP1) ke patah DNA rantai ganda (117), dan memblokir penghentian siklus sel melalui degradasi p53 (106). Dengan mengganggu jalur kelangsungan hidup sel, pengaturan siklus sel, perbaikan kerusakan DNA, dan duplikasi serta pemposisian sentrosom, Chlamydia mendukung transformasi ganas. Karena kehilangan penekan tumor p53 dapat menghasilkan sentrosom tambahan (118), akan menarik untuk menentukan apakah degradasi p53 mendorong proses ini. Selanjutnya, Chlamydia spp. menginduksi pertumbuhan yang tidak bergantung pada jangkar pada fibroblas tikus, fenotip yang sangat berkorelasi dengan tumorigenitas (119). Fenotip-fenotip ini tampaknya relevan dalam tubuh inang, karena infeksi pada serviks tikus meningkatkan proliferasi sel serviks, tanda-tanda displasia serviks, dan kelainan kromosom (119). Bahkan sel eukariotik yang dibersihkan dari Chlamydia spp. menunjukkan peningkatan resistensi terhadap apoptosis dan penurunan respons terhadap sinyal p53 (120), yang mungkin meningkatkan sensitivitas terhadap transformasi ganas.

 

Pengenalan Imun dan Subversi Imunitas

Sel epitelial mengenali antigen Chlamydia melalui reseptor permukaan sel, reseptor endosom, dan sensor imun bawaan sitosolik (GAMBAR 4). Aktivasi reseptor-reseptor ini memicu pelepasan sitokin pro-inflamasi dan kemokin, yang merekrut sel-sel inflamasi (7,121). Namun, respons inflamasi ini, yang diperlukan untuk pembersihan bakteri, juga bertanggung jawab atas imunopatologi, seperti kerusakan jaringan dan jaringan parut (6).

 

Gambar 4. Modulasi Respons Imun Bawaan

 

Pengenalan infeksi Chlamydia oleh reseptor pengenalan pola (PRR) menyebabkan kekebalan sel-autonom dan produksi sitokin pro-inflamasi. Antigen Chlamydia (kotak hijau) dapat dikenali oleh sensor patogen di permukaan sel, endosom, atau sitosolik. Reseptor toll-like 4 (TLR4) mengenali lipopolisakarida (LPS) atau protein shock panas 60 kDa (HSP60), sementara TLR2 mengenali peptidoglikan, protein inhibitor makrofag (MIP), dan/atau ligan yang diatur oleh plasmid. Baik sinyal TLR2 maupun TLR4 memerlukan adaptor protein respons primer diferensiasi mieloid 88 (MYD88) dan faktor yang berhubungan dengan reseptor tumor nekrosis (TNF) 6 (TRAF6), yang mengarah pada translokasi nuklir faktor nuklir-κB (NF-κB) dan induksi respons imun bawaan. Aktivasi sensor sitosolik STING (stimulator gen interferon) oleh pesan kedua bakteri siklik di-AMP (c-di-AMP) atau melalui pesan sekunder inang siklik GMP–AMP (cGAMP) mengarah pada fosforilasi faktor regulasi interferon 3 (IRF3), translokasi nuklir, dan induksi gen interferon tipe I (IFN) (yang mengkodekan IFNα dan IFNβ) serta gen yang distimulasi IFN (ISG). Sensor peptidoglikan, domain oligomerisasi pengikat nukleotida 1 (NOD1), diaktifkan selama infeksi Chlamydia dan menginduksi produksi sitokin pro-inflamasi melalui sinyal NF-κB. Aktivasi inflammasom NOD-, LRR-, dan pirin domain 3 (NLRP3)–apoptosis-associated speck-like protein yang mengandung CARD (ASC) inflammasom (inflammasom NLRP3–ASC) memerlukan spesies oksigen reaktif (ROS) dan aliran keluar K+. Produksi ROS diperkuat oleh reseptor mirip NOD-X1 mitokondria (NLRX1), yang meningkatkan produksi ROS, menciptakan loop umpan balik. Beberapa molekul imun bawaan yang mengenali patogen vakuolar, seperti protein pengikat guanilat manusia 1 (hGBP1) dan hGBP2, protein keluarga GTPase terkait imun tikus 1 (mIRGM1) dan mIRGM3, serta IRGB10 tikus (mIRGB10), berlokasi pada inklusi Chlamydia trachomatis dan mempromosikan pembersihan bakteri. Chlamydia muridarum mencegah pengenalan inklusi oleh reseptor-reseptor ini. Faktor virulensi Chlamydia (digambarkan dengan warna merah) dapat mengganggu atau memperkuat respons imun bawaan. Selama infeksi Chlamydia pneumoniae, protease yang tidak diketahui memotong TRAF3, yang menghalangi fosforilasi IRF3 dan produksi IFN tipe 1. Deubiquitinase Dub1 menghapus ubiquitin dari inhibitor NF-κB-α (IκBα), yang menstabilkan kompleks p65–p50–IκBα dan mencegah translokasi nuklir NF-κB. Protein C. pneumonia CP0236 menyekuestrasi aktivator NF-κB 1 (ACT1) ke membran inklusi. Infeksi Chlamydia juga mengarah pada peningkatan ekspresi olfactomedin 4 (OLFM4), yang berpotensi menghalangi sinyal yang dimediasi oleh NOD1. cGAS, sintase cGAMP.

 

Pada saat pengikatan, chlamydia mengaktifkan reseptor toll-like (TLRs) — TLR2, TLR3, dan TLR4 — dengan tingkat yang bervariasi, tergantung pada spesies dan model infeksi (6,7,121,122). TLR2 dapat mengenali peptidoglikan, meskipun ligan lain, seperti protein penghambat makrofag (MIP) atau ligan yang diatur oleh plasmid, juga telah disarankan (121). TLR2 dan adaptor TLR hulu protein respons diferensiasi mieloid 88 (MYD88) dilaporkan terlokalisasi pada, dan mungkin memberikan sinyal dari, inklusi, dan model infeksi tikus dengan C. pneumoniae dan C. trachomatis menunjukkan peran kunci TLR2 dan MYD88 dalam pengenalan dan pembersihan bakteri (121,123). Pengenalan LPS chlamydia dan/atau protein shock panas 60 kDa (HSP60) oleh TLR4 juga mungkin berkontribusi pada pembersihan bakteri, tetapi pentingnya TLR4 dibandingkan dengan TLR2 masih perlu ditentukan (121,123). Infeksi Chlamydia juga terdeteksi oleh sensor nukleotida intraseluler sintase GMP-siklik–AMP (cGAMP) (cGAS) dan STING (124). Ketika mengikat DNA, cGAS mengkatalisis produksi pesan kedua siklik di-nukleotida cGAMP, yang mengaktifkan STING, menginduksi ekspresi interferon tipe I (IFNs) (125). Chlamydia spp. juga mensintesis pesan sekunder siklik di-AMP, yang, ketika dilepaskan ke dalam sitoplasma sel inang, mengaktifkan STING secara independen dari cGAS, dan mungkin berkontribusi pada produksi IFN tipe I (90). Molekul pengikat peptidoglikan intraseluler, domain oligomerisasi pengikat nukleotida 1 (NOD1), juga diaktifkan sebagai respons terhadap infeksi dengan C. pneumoniae, C. trachomatis, dan C. muridarum, yang menunjukkan bahwa peptidoglikan chlamydia dapat mengakses sitosol inang (KOTAK 3). Selama infeksi Chlamydia, caspase 1 diaktifkan melalui inflammasom NOD-, LRR-, dan pirin domain 3 (NLRP3)-apoptosis-associated speck-like protein yang mengandung CARD (ASC) inflammasom (inflammasom NLRP3–ASC) (121). Aktivasi inflammasom NLRP3–ASC memerlukan aliran keluar K+ dan produksi spesies oksigen reaktif (ROS), yang diperkuat melalui reseptor mirip NOD-X1 mitokondria (NLRX1) (126). Menariknya, aktivasi inflammasom mempromosikan infeksi dalam beberapa kondisi (121,127), mungkin karena peningkatan akuisisi atau pemanfaatan lipid (127). Akhirnya, menjaga integritas membran inklusi mungkin merupakan mekanisme lain yang digunakan untuk mencegah pengenalan komponen bakteri oleh sensor sitosolik (121).

 

KOTAK 3. Menyelesaikan 'anomali' peptidoglikan chlamydia.

 

Peptidoglikan membentuk lembaran mirip kisi yang mengelilingi membran sitoplasma sel bakteri, di mana ia memiliki fungsi penting dalam pembelahan biner dan dalam mempertahankan kekuatan struktural terhadap tekanan osmotik (168). Diperkirakan bahwa chlamydia, serupa dengan patogen Gram-negatif lainnya, memiliki peptidoglikan dalam dinding selnya. Chlamydia mengkodekan enzim biosintesis peptidoglikan fungsional, sensitif terhadap antibiotik β-laktam yang menargetkan biosintesis peptidoglikan, dan mengaktifkan sensor sitosolik inang peptidoglikan — domain oligomerisasi pengikat nukleotida 1 (NOD1) (168). Meskipun pengamatan ini, peptidoglikan tidak terdeteksi menggunakan metode konvensional; sebuah dilema yang disebut sebagai 'anomali chlamydia' (168). Selain itu, chlamydia tidak memiliki FtsZ (8), yang, bersama dengan peptidoglikan, mengoordinasikan pembelahan sel dan bentuk sel pada hampir semua spesies bakteri lainnya (168). Oleh karena itu, chlamydia harus menggunakan strategi alternatif untuk mengoordinasikan sintesis peptidoglikan dan pembelahan sel. Beberapa penelitian baru telah membantu menyelesaikan ketidaksesuaian ini. Pertama, sakulus peptidoglikan yang utuh diekstraksi dari Protochlamydiae ancestral, dan ditemukan mengandung modifikasi peptidoglikan baru (169). Kedua, dengan menggunakan teknik baru yang berbasis pada inkorporasi probe D-amino acid yang dimodifikasi dengan klik-kimia, peptidoglikan yang baru disusun divisualisasikan pada septum tubuh retikulat yang membelah dalam struktur mirip cincin, yang menunjukkan bahwa peptidoglikan mungkin memiliki peran dalam pembelahan sel (170). Ketiga, MreB, homolog aktin, ditemukan terlokalisasi pada septum dengan cara yang bergantung pada prekursor peptidoglikan dan pengatur konservatifnya RodZ (juga dikenal sebagai CT009) (171–173), di mana ia dianggap berfungsi untuk mengimbangi kekurangan FtsZ. Keempat, peptida muramil dan fragmen muropeptida yang lebih besar pada Chlamydia trachomatis diisolasi dari lisat sel yang terinfeksi yang difraksinasi menggunakan garis sel pelapor yang diaktifkan NOD sebagai pembaca sensitif (174). Analisis spektrometri massa dari peptida ini memberikan konfirmasi struktural pertama tentang peptidoglikan chlamydia dan menunjukkan bahwa chlamydia dapat melakukan reaksi transpeptidasi dan transglikosilasi (174). Kelima, homolog amidase A (AmiA) pada Chlamydia pneumoniae terbukti menggunakan lipid II, blok pembangun peptidoglikan yang terdiri dari N-asetilglukosamin (GlcNAc) dan N-asetilmuramid acid (MurNAc)-pentapeptida, sebagai substrat (175). AmiA tidak biasa karena memiliki aktivitas enzimatik ganda, berfungsi baik sebagai amidase dan sebagai karboksipeptidase sensitif penisilin yang sangat penting untuk biosintesis lipid II yang lengkap, perombakan peptidoglikan, dan untuk mempertahankan pembelahan sel yang terkoordinasi (175,176). Akhirnya, C. pneumoniae dan Waddlia chondrophila masing-masing mengkodekan homolog fungsional Escherichia coli NlpD, yang terlokalisasi pada septum di mana kemungkinan berperan pada crosslink peptida (175,176). Secara keseluruhan, studi ini memberikan bukti kuat bahwa chlamydia mengekspresikan peptidoglikan klasik, yang mungkin diperlukan untuk pembelahan sel.

 

Chlamydiae telah mengembangkan beberapa mekanisme untuk memanipulasi respons imun, dan dalam beberapa kondisi, mencegah pembersihan bakteri. Infeksi Chlamydia dapat mengurangi produksi IFN atau menanggapi produk gen hulu yang terlibat dalam kekebalan sel-autonom (121). C. pneumoniae menekan produksi IFNβ dengan meng degradasi molekul sinyal faktor terkait reseptor tumor nekrosis (TNF) 3 (TRAF3), mungkin melalui aktivitas protease yang spesifik untuk C. pneumoniae (128). C. pneumoniae juga menghindari produksi oksida nitrat (NO) dengan menurunkan transkripsi sintase NO terinduksi (iNOS) melalui induksi jalur poliamina alternatif (129). C. trachomatis menurunkan ekspresi protein yang diinduksi interferon dengan tetratricopeptide repeats 1 (IFIT1) dan IFIT2 melalui efektor T3SS TepP (45). Produksi IFNγ menginduksi ekspresi indoleamine 2,3-dioxygenase (IDO) inang, yang mengurangi kadar triptofan dalam sel inang, sehingga menghambat replikasi strain Chlamydia yang membutuhkan triptofan (27). Serovar genital mengkodekan sintase triptofan yang memungkinkan sintesis triptofan dari indole yang disediakan oleh mikrobiota lokal, sehingga menghindari respons inang ini. IFNγ juga menginduksi ekspresi GTPase terkait imun (IRG) atau protein pengikat guanilat (GBP) (49). Molekul seperti dinamin ini membantu pengenalan inklusi, merusak inklusi secara langsung dan/atau memodulasi fusi inklusi dengan lisosom. Menentukan peran IRG dan GBP dalam infeksi Chlamydia telah menjadi rumit, karena efek anti-chlamydia dari IFNγ spesifik untuk inang, tipe sel, dan spesies Chlamydia. Sel tikus mengenali inklusi C. trachomatis melalui GTPase yang diinduksi IFN, IRGM1, IRGM3, dan IRGB10, tetapi perekrutan IRGB10 ke inklusi dicegah oleh mekanisme yang tidak diketahui (49). GBP1 dan GBP2 manusia mengenali dan terlokalisasi pada inklusi C. trachomatis dan berkontribusi pada efek IFNγ, mungkin melalui perekrutan mesin autofagi (130). Studi terbaru menunjukkan bahwa ubiquitinasi inklusi C. trachomatis penting untuk perekrutan GBP (131,132), yang memungkinkan aktivasi inflammasom secara cepat pada makrofag yang terinfeksi (133). Proses ini mungkin penting untuk membedakan antara vakuola diri dan vakuola yang mengandung Chlamydia (134).

 

Chlamydia menggunakan berbagai strategi untuk menghindari atau meredam transkripsi faktor nuklir-κB (NF-κB) (7,16). Efektor T3SS ChlaDub1 (juga dikenal sebagai CT868) melakukan deubiquitinasi dan menstabilkan inhibitor NF-κB-α (IκBα) di sitosol, sementara C. pneumoniae Inc CP0236 mengikat dan menyekuestrasi aktivator NF-κB 1 (ACT1; juga dikenal sebagai CIKS) ke membran inklusi (135), sehingga memblokir sinyal NF-κB. Infeksi dengan C. trachomatis juga meningkatkan ekspresi olfactomedin 4 (OLFM4), sebuah glikoprotein yang dapat menekan aktivasi NF-κB yang dimediasi oleh NOD1 (136). Mekanisme-mekanisme redundan ini menyoroti pentingnya pemblokiran NF-κB.

 

Perubahan pada transkriptom dan proteom sel inang

Mirip dengan patogen intraseluler lainnya, Chlamydia spp. menyebabkan perubahan substansial dalam ekspresi gen dan produksi protein pada inang, baik pada tingkat transkripsi, translasi, maupun pasca-translasi. Selain mempengaruhi regulator transkripsi, seperti NF-κB (121) (GAMBAR 4), Chlamydia spp. secara nyata mengubah modifikasi pasca-translasi histon (117), yang dapat mengubah struktur kromatin dan ekspresi gen. Efektor T3SS CT737 (juga dikenal sebagai NUE) mengkode sebuah metiltransferase histon yang berasosiasi dengan kromatin inang selama infeksi dengan C. trachomatis dan mungkin berperan dalam modifikasi histon global yang diamati (137). C. trachomatis juga menyebabkan perubahan luas dalam stabilitas protein, dan setidaknya sebagian dari protein yang diubah ini diperlukan untuk replikasi (138). Chlamydia spp. mengeluarkan efektor T3SS yang memodulasi ubiquitylasi inang dan stabilitas protein, termasuk deubiquitinase Cpn0483 (juga dikenal sebagai ChlaOTU) yang diproduksi oleh C. pneumoniae (139) dan deubiquitinase ChlaDub1 dan ChlaDub2 (juga dikenal sebagai CT867) yang diproduksi oleh C. trachomatis (140,141). Selain itu, Inc yang diproduksi oleh C. trachomatis dapat berinteraksi dengan mesin ubiquitylasi inang (67), yang mengungkapkan jalur tambahan untuk menargetkan stabilitas protein. Secara historis, CPAF adalah kandidat kuat untuk membentuk ulang proteom inang, karena CPAF dapat memotong berbagai substrat secara in vitro dan aktivitasnya telah dikaitkan dengan beberapa fenotipe in vivo (109,142). Namun, interpretasi aktivitas CPAF dan substrat-substratnya menjadi rumit karena proteolisis artefaktual selama persiapan sampel (109,143), yang memicu diskusi intens (142,144). Sesuai dengan hasil Chen et al. (109), mutan CPAF-null mengungkapkan bahwa protease ini tidak diperlukan untuk beberapa fenotipe yang sebelumnya disarankan, termasuk fragmentasi Golgi, penghambatan aktivasi NF-κB, dan resistensi terhadap apoptosis (98,145). Studi genetik di masa depan akan menentukan bagaimana Chlamydia spp. menginduksi perubahan global dalam proteom inang in vivo dan peran serta substrat fisiologis yang relevan dari CPAF.

 

KESIMPULAN DAN ARAHAN MASA DEPAN

 

Memahami bagaimana Chlamydia spp. bertahan di lingkungan intraseluler mengungkapkan “perlombaan senjata” yang sangat terperinci antara patogen dan inangnya. Meskipun ukuran genomnya yang lebih kecil, patogen licik ini menggunakan persenjataannya yang berupa efektor untuk membentuk ceruk intraseluler dan memodulasi respons imun inang. Teknik-teknik baru dalam biologi sel inang dan bakteri, proteomik, dan genetika inang telah memberikan wawasan penting mengenai dasar molekuler dari peristiwa-peristiwa ini. Terobosan terbaru dalam genetika Chlamydia (146) (KOTAK 2) telah membuka kemungkinan untuk menggambarkan fungsi gen in vivo, termasuk peran adhesin dan efektor bakteri spesifik, untuk menguji model ekspresi gen temporal saat ini, dan untuk membantu menyelesaikan pertanyaan mengenai fungsi CPAF (98,99,144). Kemajuan teknologi lebih lanjut pada akhirnya akan mengarah pada pengeditan genom yang efisien dan serbaguna. Akhirnya, peningkatan terbaru dalam kultur sel (147–149) dan model hewan (3) akan terus meningkatkan pemahaman kita tentang proses patogenik, karena model-model ini lebih mendekati replikasi patologi infeksi saluran genital manusia, dan mungkin berguna dalam menyelidiki efek patogen yang berko-infeksi secara klinis, seperti HIV atau herpes simplex virus. Kita sedang memasuki era emas baru dalam memahami mekanisme patogenik yang dikuasai oleh patogen intraseluler wajib yang penting dalam bidang medis dan menarik ini.

 

PENJELASAN ISTILAH

Biovar

Varian yang berbeda secara fisiologis dan/atau biokimiawi dari strain lain dari spesies tertentu.

Serovar

Subdivisi dari spesies atau subspesies yang dibedakan berdasarkan set antigen tertentu.

Sistem sekresi tipe V (T5SS)

Sistem yang mengekspor autotransporter yang terdiri dari domain translokator β-barrel pada bagian karboksil-terminal dan domain penumpang pada bagian amino-terminal yang melewati bagian dalam barrel untuk menghadapi lingkungan eksternal.

Sistem sekresi tipe II (T2SS)

Sistem yang mengekspor protein melintasi membran dalam bakteri melalui jalur sekretori umum (Sec) dan melintasi membran luar melalui sekretin. Pada Chlamydia, efektor T2SS disekresikan ke dalam lumen inklusi, tetapi dapat mengakses sitosol inang melalui vesikel membran luar.

Sistem sekresi tipe III (T3SS)

Alat seperti jarum yang ditemukan pada bakteri Gram-negatif yang mengirimkan protein, yang disebut efektor, melintasi membran dalam dan luar bakteri serta melintasi membran eukariotik ke membran inang atau sitosol.

Fusi homotipik

Fusi antara sel atau vesikel dengan tipe yang sama. Untuk sel yang terinfeksi beberapa spesies Chlamydia spp., beberapa inklusi mengalami fusi satu sama lain untuk membentuk satu atau beberapa inklusi yang lebih besar.

Faktor sigma

Protein bakteri yang mengarahkan pengikatan RNA polimerase ke promoter, yang memungkinkan inisiasi transkripsi.

Regulator respons

Subunit dari jalur transduksi sinyal dua-komponen bakteri yang mengatur output sebagai respons terhadap rangsangan lingkungan.

Protein membran polimorfik (PMP)

Anggota dari kelompok protein permukaan yang beragam dan imunodominan yang disekresikan oleh sistem sekresi tipe V (T5SS) dari Chlamydia spp.

Faktor ribosilasi ADP 6 (ARF6)

Anggota dari keluarga GTPase, yaitu GTPase kecil yang mengatur transportasi vesikuler, di mana mereka berfungsi untuk merekrut protein pelapis yang diperlukan untuk pembentukan vesikel.

Dynactin

Kompleks multisubunit yang ditemukan pada sel eukariotik yang mengikat protein motor dynein dan membantu dalam transportasi vesikel berbasis mikrotubulus.

Protein SNARE

Soluble N-ethylmaleimide-sensitive factor attachment protein receptor proteins). Protein-protein pengikat NSF yang larut adalah superkeluarga besar protein yang memediasi fusi vesikel dengan berpasangan satu sama lain pada membran yang berdekatan melalui domain SNARE.

GTPase RAB

GTPase kecil yang berlokasi di sisi sitosolik membran intraseluler spesifik, di mana mereka mengatur lalu lintas intraseluler dan fusi membran. Berbagai RAB spesifik untuk kompartemen subseluler yang berbeda.

Kinase lipid fosfoinositida

Sekelompok enzim yang menghasilkan varian terfosforilasi dari fosfatidilinositol (pemberi sinyal sekunder), yang penting untuk sinyal dan perombakan membran. Organel diidentifikasi, sebagian, oleh spesies lipid tertentu yang mereka miliki.

Badan multivesikuler (MVB)

Sekelompok khusus dari endosom akhir yang berisi vesikel internal yang terbentuk dari penonjolan membran endosom luar. MVB terlibat dalam penyortiran protein dan kaya akan lipid, termasuk sfingolipid dan kolesterol.

Dynamin

GTPase besar yang terlibat dalam pemisahan vesikel yang baru terbentuk dari permukaan sel, endosom, dan aparat Golgi.

Protein transport endoplasma retikulum ceramide (CERT)

Protein sitosolik yang memediasi transportasi non-vesikuler ceramide dari retikulum endoplasma ke aparat Golgi, di mana ia diubah menjadi sfingomielin.

Sintesis asam lemak tipe II

Jenis sintesis asam lemak di mana enzim yang mengkatalisis setiap langkah dalam jalur sintesis ada sebagai protein individu yang terpisah, bukan sebagai kompleks multi-enzim seperti pada sintesis asam lemak tipe I.

Caspase

Kelompok protease sistein yang memiliki peran penting dalam apoptosis, nekrosis, dan inflamasi.

Protein 14-3-3

Kelompok molekul pengatur yang dilestarikan yang biasanya mengikat residu fosfoserin atau fosfotreonin yang ditemukan pada protein-protein pengatur yang berfungsi beragam dalam sel eukariotik.

Stimulator gen interferon (STING)

Molekul sinyal yang mengenali dinukleotida siklik sitosolik dan mengaktifkan produksi interferon tipe I.

Respons stres retikulum endoplasma

Jalur stres yang diaktifkan oleh gangguan dalam pelipatan protein, biosintesis lipid dan steroid, dan cadangan kalsium intraseluler.

Septin

Kelompok protein pengikat GTP yang membentuk kompleks oligomerik untuk membentuk filamen besar dan cincin yang berfungsi sebagai kerangka dan penghalang difusi.

Faktor aktivitas protease mirip Chlamydia (CPAF)

Protease spektrum luas tipe II yang disekresikan oleh Chlamydia spp. yang mungkin berperan dalam pemotongan protein inang saat dilepaskan ke dalam sitosol sel inang di akhir infeksi atau secara ekstraseluler setelah lisis sel inang.

Protein BH3-only

Anggota keluarga protein BCL-2 yang penting sebagai inisiator kematian sel terprogram dan diperlukan untuk apoptosis yang diinduksi oleh rangsangan sitotoksik.

Jalur β-katenin–WNT

Jalur transduksi sinyal eukariotik yang memberikan sinyal melalui pengikatan ligan protein WNT ke reseptor permukaan sel dari keluarga frizzled, yang mengarah pada perubahan dalam transkripsi gen, polaritas sel, atau tingkat kalsium intraseluler.

Apoptosis intrinsik dan ekstrinsik

Bentuk kematian sel terprogram yang melibatkan degradasi komponen seluler oleh caspase yang diaktifkan melalui jalur apoptotik intrinsik (dimediasi mitokondria) atau ekstrinsik (dimediasi reseptor kematian).

p53

Penekan tumor eukariotik yang menjaga integritas genom dengan mengaktifkan perbaikan DNA, menghentikan siklus sel, atau memulai apoptosis.

Sitokinesis

Proses fisik pembelahan sel, yang membagi sitoplasma sel induk menjadi dua sel anak.

Reseptor Toll-like (TLRs)

Protein transmembran yang memiliki peran kunci dalam sistem imun bawaan dengan mengenali pola molekuler yang terkait dengan patogen (PAMPs), yang merupakan molekul yang secara struktural dilestarikan yang berasal dari mikroorganisme.

Interferon tipe I (Type I IFNs)

Kelompok protein interferon yang diproduksi sebagai bagian dari respons imun bawaan terhadap patogen intraseluler.

Nucleotide-binding oligomerization domain-containing 1 (NOD1)

Reseptor pengenalan pola sitosolik yang mengenali peptidoglikan bakteri.

Inflammasom NLRP3–ASC

Kompleks multiprotein, yang terdiri dari caspase1, protein mengandung domain NOD-, LRR-, dan PYD 3 (NLRP3), serta protein spek-apoptosis yang mengandung CARD (ASC), yang memproses sitokin pro-inflamasi interleukin-1β (IL-1β) dan IL-18 menjadi bentuk matangnya.

Imunitas sel-otonom

Kemampuan sel inang untuk mengeliminasi agen infeksi invasif, yang bergantung pada protein mikroba, kompartemen degradasi spesial, dan kematian sel inang terprogram.

Nuclear factor-κB (NF-κB)

Kompleks protein yang dipindahkan dari sitosol ke inti dan mengatur transkripsi DNA, produksi sitokin, dan kelangsungan hidup sel sebagai respons terhadap rangsangan seluler yang merusak.

 

REFERENSI

 

1.Bachmann NL, Polkinghorne A, Timms P. Chlamydia genomics: providing novel insights into chlamydial biology. Trends Microbiol. 2014;22:464–472.

2.Mandell GL, Bennett JE, Dolin R, editors. Mandell, Douglas, and Bennett's Principles and Practice of Infectious Diseases. 7th edn Vol. 2. Churchill Livingstone/Elsevier; 2010.

3.Rank RG. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM Press; 2012. pp. 285–310.

4.Malhotra M, Sood S, Mukherjee A, Muralidhar S, Bala M. Genital Chlamydia trachomatis: an update. Indian J. Med. Res. 2013;138:303–316.

5.de Vrieze NH, de Vries HJ. Lymphogranuloma venereum among men who have sex with men. An epidemiological and clinical review. Expert Rev. Anti Infect. Ther. 2014;12:697–704.

6.Murthy AK, Arulanandam BP, Zhong G. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM Press; 2012. pp. 311–333.

7.Bastidas RJ, Elwell CA, Engel JN, Valdivia RH. Chlamydial intracellular survival strategies. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2013;3:a010256.

8.Stephens RS, et al. Genome sequence of an obligate intracellular pathogen of humans: Chlamydia trachomatis. Science. 1998;282:754–759.

9.Myers GSA, Crabtree J, Creasy HH. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 27–50.

10.Betts-Hampikian HJ, Fields KA. The chlamydial type III secretion mechanism: revealing cracks in a tough nut. Front. Microbiol. 2010;1:114.

11.Fields KA. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 192–216.

12.Lei L, et al. Reduced live organism recovery and lack of hydrosalpinx in mice infected with plasmid-free Chlamydia muridarum. Infect. Immun. 2014;82:983–992.

13.Nelson DE. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM Press; 2012. pp. 74–96.

14.Omsland A, Sixt BS, Horn M, Hackstadt T. Chlamydial metabolism revisited: interspecies metabolic variability and developmental stage-specific physiologic activities. FEMS Microbiol. Rev. 2014;38:779–801.

15.Saka HA, et al. Quantitative proteomics reveals metabolic and pathogenic properties of Chlamydia trachomatis developmental forms. Mol. Microbiol. 2011;82:1185–1203.

16.Hackstadt T. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 126–148.

17.Hegemann JH, Moelleken K. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 97–125.

18.Mehlitz A, Rudel T. Modulation of host signaling and cellular responses by Chlamydia. Cell Commun. Signal. 2013;11:90.

19.Tan M. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 149–169.

20.Moore ER, Ouellette SP. Reconceptualizing the chlamydial inclusion as a pathogen-specified parasitic organelle: an expanded role for Inc proteins. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2014;4:157.

21.Elwell CA, Engel JN. Lipid acquisition by intracellular Chlamydiae. Cell. Microbiol. 2012;14:1010–1018.

22.Barta ML, et al. Atypical response regulator ChxR from Chlamydia trachomatis is structurally poised for DNA binding. PLoS ONE. 2014;9:e91760.

23.Rosario CJ, Hanson BR, Tan M. The transcriptional repressor EUO regulates both subsets of Chlamydia late genes. Mol. Microbiol. 2014;94:888–897.

24.Barta ML, Battaile KP, Lovell S, Hefty PS. Hypothetical protein CT398 (CdsZ) interacts with σ54 (RpoN)-holoenzyme and the type III secretion export apparatus in Chlamydia trachomatis. Protein Sci. 2015;24:1617–1632.

25.Hanson BR, Slepenkin A, Peterson EM, Tan M. Chlamydia trachomatis type III secretion proteins regulate transcription. J. Bacteriol. 2015;197:3238–3244.

26.Shen L, et al. Multipart chaperone–effector recognition in the type III secretion system of Chlamydia trachomatis. J. Biol. Chem. 2015;290:28141–28155.

27.Byrne GI, Beatty WL. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 265–284.

28.Kim JH, et al. Endosulfatases SULF1 and SULF2 limit Chlamydia muridarum infection. Cell. Microbiol. 2013;15:1560–1571.

29.Rosmarin DM, et al. Attachment of Chlamydia trachomatis L2 to host cells requires sulfation. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2012;109:10059–10064.

30.Ajonuma LC, et al. CFTR is required for cellular entry and internalization of Chlamydia trachomatis. Cell Biol. Int. 2010;34:593–600.

31.Stallmann S, Hegemann JH. The Chlamydia trachomatis Ctad1 invasin exploits the human integrin β1 receptor for host cell entry. Cell. Microbiol. 2015.

32.Becker E, Hegemann JH. All subtypes of the Pmp adhesin family are implicated in chlamydial virulence and show species-specific function. Microbiologyopen. 2014;3:544–556.

33.Molleken K, Becker E, Hegemann JH. The Chlamydia pneumoniae invasin protein Pmp21 recruits the EGF receptor for host cell entry. PLoS Pathog. 2013;9:e1003325.

34.Elwell CA, Ceesay A, Kim JH, Kalman D, Engel JN. RNA interference screen identifies Abl kinase and PDGFR signaling in Chlamydia trachomatis entry. PLoS Pathog. 2008;4:e1000021.

35.Kim JH, Jiang S, Elwell CA, Engel JN. Chlamydia trachomatis co-opts the FGF2 signaling pathway to enhance infection. PLoS Pathog. 2011;7:e1002285. doi: 10.1371/journal.ppat.1002285.

36.Subbarayal P, et al. EphrinA2 receptor (EphA2) is an invasion and intracellular signaling receptor for Chlamydia trachomatis. PLoS Pathog. 2015;11:e1004846.

37.Gerard HC, Fomicheva E, Whittum-Hudson JA, Hudson AP. Apolipoprotein E4 enhances attachment of Chlamydophila (Chlamydia) pneumoniae elementary bodies to host cells. Microb. Pathog. 2008;44:279–285.

38.Ferrell JC, Fields KA. A working model for the type III secretion mechanism in Chlamydia. Microbes Infect. 2015;18:84–92.

39.Nans A, Saibil HR, Hayward RD. Pathogen–host reorganization during Chlamydia invasion revealed by cryo-electron tomography. Cell. Microbiol. 2014;16:1457–1472.

40.Dumoux M, Nans A, Saibil HR, Hayward RD. Making connections: snapshots of chlamydial type III secretion systems in contact with host membranes. Curr. Opin. Microbiol. 2015;23:1–7.

41.Korhonen JT, et al. Chlamydia pneumoniae entry into epithelial cells by clathrin-independent endocytosis. Microb. Pathog. 2012;52:157–164.

42.Dai W, Li Z. Conserved type III secretion system exerts important roles in Chlamydia trachomatis. Int. J. Clin. Exp. Pathol. 2014;7:5404–5414.

43.Jiwani S, et al. Chlamydia trachomatis TarP harbors distinct G and F actin binding domains that bundle actin filaments. J. Bacteriol. 2013;195:708–716.

44.Thwaites T, et al. The Chlamydia effector TarP mimics the mammalian leucine–aspartic acid motif of paxillin to subvert the focal adhesion kinase during invasion. J. Biol. Chem. 2014;289:30426–30442.

45.Chen YS, et al. The Chlamydia trachomatis type III secretion chaperone Slc1 engages multiple early effectors, including TepP, a tyrosine-phosphorylated protein required for the recruitment of CrkI-II to nascent inclusions and innate immune signaling. PLoS Pathog. 2014;10:e1003954.

46.Pais SV, Milho C, Almeida F, Mota LJ. Identification of novel type III secretion chaperone–substrate complexes of Chlamydia trachomatis. PLoS ONE. 2013;8:e56292.

47.Bullock HD, Hower S, Fields KA. Domain analyses reveal that Chlamydia trachomatis CT694 protein belongs to the membrane-localized family of type III effector proteins. J. Biol. Chem. 2012;287:28078–28086.

48.Mojica SA, et al. SINC, a type III secreted protein of Chlamydia psittaci, targets the inner nuclear membrane of infected cells and uninfected neighbors. Mol. Biol. Cell. 2015;26:1918–1934.

49.Kokes M, Valdivia RH. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 170–191.

50.Richards TS, Knowlton AE, Grieshaber SS. Chlamydia trachomatis homotypic inclusion fusion is promoted by host microtubule trafficking. BMC Microbiol. 2013;13:185.

51.Mital J, Lutter EI, Barger AC, Dooley CA, Hackstadt T. Chlamydia trachomatis inclusion membrane protein CT850 interacts with the dynein light chain DYNLT1 (Tctex1) Biochem. Biophys. Res. Commun. 2015;462:165–170.

52.Bocker S, et al. Chlamydia psittaci inclusion membrane protein IncB associates with host protein Snapin. Int. J. Med. Microbiol. 2014;304:542–553.

53.Damiani MT, Gambarte Tudela J, Capmany A. Targeting eukaryotic Rab proteins: a smart strategy for chlamydial survival and replication. Cell. Microbiol. 2014;16:1329–1338.

54.Gambarte Tudela J, et al. The late endocytic Rab39a GTPase regulates multivesicular bodies–chlamydial inclusion interaction and bacterial growth. J. Cell Sci. 2015;128:3068–3081.

55.Leiva N, Capmany A, Damiani MT. Rab11-family of interacting protein 2 associates with chlamydial inclusions through its Rab-binding domain and promotes bacterial multiplication. Cell. Microbiol. 2013;15:114–129.

56.Schlager MA, et al. Bicaudal D family adaptor proteins control the velocity of Dynein-based movements. Cell Rep. 2014;8:1248–1256.

57.Moorhead AM, Jung JY, Smirnov A, Kaufer S, Scidmore MA. Multiple host proteins that function in phosphatidylinositol-4-phosphate metabolism are recruited to the chlamydial inclusion. Infect. Immun. 2010;78:1990–2007.

58.Moore ER, Mead DJ, Dooley CA, Sager J, Hackstadt T. The trans-Golgi SNARE syntaxin 6 is recruited to the chlamydial inclusion membrane. Microbiology. 2011;157:830–838.

59.Kabeiseman EJ, Cichos KH, Moore ER. The eukaryotic signal sequence, YGRL, targets the chlamydial inclusion. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2014;4:129.

60.Lucas AL, Ouellette SP, Kabeiseman EJ, Cichos KH, Rucks EA. The trans-Golgi SNARE syntaxin 10 is required for optimal development of Chlamydia trachomatis. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2015;5:68.

61.Kabeiseman EJ, Cichos K, Hackstadt T, Lucas A, Moore ER. Vesicle-associated membrane protein 4 and syntaxin 6 interactions at the chlamydial inclusion. Infect. Immun. 2013;81:3326–3337.

62.Pokrovskaya ID, et al. Chlamydia trachomatis hijacks intra-Golgi COG complex-dependent vesicle trafficking pathway. Cell. Microbiol. 2012;14:656–668.

63.Ronzone E, Paumet F. Two coiled-coil domains of Chlamydia trachomatis IncA affect membrane fusion events during infection. PLoS ONE. 2013;8:e69769.

64.Ronzone E, et al. An α-helical core encodes the dual functions of the chlamydial protein IncA. J. Biol. Chem. 2014;289:33469–33480.

65.Gauliard E, Ouellette SP, Rueden KJ, Ladant D. Characterization of interactions between inclusion membrane proteins from Chlamydia trachomatis. Front. Cell. Infect. Microbiol. 2015;5:13.

66.Geisler WM, Suchland RJ, Rockey DD, Stamm WE. Epidemiology and clinical manifestations of unique Chlamydia trachomatis isolates that occupy nonfusogenic inclusions. J. Infect. Dis. 2001;184:879–884.

67.Mirrashidi KM, et al. Global mapping of the Inc–human interactome reveals that retromer restricts Chlamydia infection. Cell Host Microbe. 2015;18:109–121.

68.Aeberhard L, et al. The proteome of the isolated Chlamydia trachomatis containing vacuole reveals a complex trafficking platform enriched for retromer components. PLoS Pathog. 2015;11:e1004883.

69.Seaman MN. The retromer complex — endosomal protein recycling and beyond. J. Cell Sci. 2012;125:4693–4702.

70.Fisher DJ, Fernandez RE, Maurelli AT. Chlamydia trachomatis transports NAD via the Npt1 ATP/ADP translocase. J. Bacteriol. 2013;195:3381–3386.

71.Gurumurthy RK, et al. Dynamin-mediated lipid acquisition is essential for Chlamydia trachomatis development. Mol. Microbiol. 2014;94:186–201.

72.Reiling JH, et al. A CREB3–ARF4 signalling pathway mediates the response to Golgi stress and susceptibility to pathogens. Nat. Cell Biol. 2013;15:1473–1485.

73.Elwell CA, et al. Chlamydia trachomatis co-opts GBF1 and CERT to acquire host sphingomyelin for distinct roles during intracellular development. PLoS Pathog. 2011;7:e1002198.

74.Derre I, Swiss R, Agaisse H. The lipid transfer protein CERT interacts with the Chlamydia inclusion protein IncD and participates to ER–Chlamydia inclusion membrane contact sites. PLoS Pathog. 2011;7:e1002092.

75.Agaisse H, Derre I. Expression of the effector protein IncD in Chlamydia trachomatis mediates recruitment of the lipid transfer protein CERT and the endoplasmic reticulum-resident protein VAPB to the inclusion membrane. Infect. Immun. 2014;82:2037–2047.

76.Cox JV, Naher N, Abdelrahman YM, Belland RJ. Host HDL biogenesis machinery is recruited to the inclusion of Chlamydia trachomatis-infected cells and regulates chlamydial growth. Cell. Microbiol. 2012;14:1497–1512.

77.Yao J, Dodson VJ, Frank MW, Rock CO. Chlamydia trachomatis scavenges host fatty acids for phospholipid synthesis via an acyl-acyl carrier protein synthetase. J. Biol. Chem. 2015;290:22163–22173.

78.Yao J, Cherian PT, Frank MW, Rock CO. Chlamydia trachomatis relies on autonomous phospholipid synthesis for membrane biogenesis. J. Biol. Chem. 2015;290:18874–18888.

79.Yao J, et al. Type II fatty acid synthesis is essential for the replication of Chlamydia trachomatis. J. Biol. Chem. 2014;289:22365–22376.

80.Heuer D, et al. Chlamydia causes fragmentation of the Golgi compartment to ensure reproduction. Nature. 2009;457:731–735.

81.Kokes M, et al. Integrating chemical mutagenesis and whole-genome sequencing as a platform for forward and reverse genetic analysis of Chlamydia. Cell Host Microbe. 2015;17:716–725.

82.Al-Zeer MA, et al. Chlamydia trachomatis remodels stable microtubules to coordinate Golgi stack recruitment to the chlamydial inclusion surface. Mol. Microbiol. 2014;94:1285–1297.

83.Kokes M, Valdivia RH. Differential translocation of host cellular materials into the Chlamydia trachomatis inclusion lumen during chemical fixation. PLoS ONE. 2015;10:e0139153.

84.Boncompain G, et al. The intracellular bacteria Chlamydia hijack peroxisomes and utilize their enzymatic capacity to produce bacteria-specific phospholipids. PLoS ONE. 2014;9:e86196.

85.Saka HA, et al. Chlamydia trachomatis infection leads to defined alterations to the lipid droplet proteome in epithelial cells. PLoS ONE. 2015;10:e0124630.

86.Soupene E, Rothschild J, Kuypers FA, Dean D. Eukaryotic protein recruitment into the Chlamydia inclusion: implications for survival and growth. PLoS ONE. 2012;7:e36843.

87.Soupene E, Wang D, Kuypers FA. Remodeling of host phosphatidylcholine by Chlamydia acyltransferase is regulated by acyl-CoA binding protein ACBD6 associated with lipid droplets. Microbiologyopen. 2015;4:235–251.

88.Derre I. Chlamydiae interaction with the endoplasmic reticulum: contact, function and consequences. Cell. Microbiol. 2015;17:959–966.

89.Agaisse H, Derre I. STIM1 is a novel component of ER–Chlamydia trachomatis inclusion membrane contact sites. PLoS ONE. 2015;10:e0125671.

90.Barker JR, et al. STING-dependent recognition of cyclic di-AMP mediates type I interferon responses during Chlamydia trachomatis infection. mBio. 2013;4:e00018–13.

91.Shima K, et al. The role of endoplasmic reticulum-related BiP/GRP78 in interferon-γ-induced persistent Chlamydia pneumoniae infection. Cell. Microbiol. 2015;17:923–934.

92.Mehlitz A, et al. The chlamydial organism Simkania negevensis forms ER vacuole contact sites and inhibits ER-stress. Cell. Microbiol. 2014;16:1224–1243.

93.Dumoux M, Clare DK, Saibil HR, Hayward RD. Chlamydiae assemble a pathogen synapse to hijack the host endoplasmic reticulum. Traffic. 2012;13:1612–1627.

94.Volceanov L, et al. Septins arrange F-actin-containing fibers on the Chlamydia trachomatis inclusion and are required for normal release of the inclusion by extrusion. mBio. 2014;5:e01802–14.

95.Patel AL, et al. Activation of epidermal growth factor receptor is required for Chlamydia trachomatis development. BMC Microbiol. 2014;14:277.

96.Dumoux M, Menny A, Delacour D, Hayward RD. A Chlamydia effector recruits CEP170 to reprogram host microtubule organization. J. Cell Sci. 2015;128:3420–3434.

97.Hybiske K, Stephens RS. Mechanisms of host cell exit by the intracellular bacterium Chlamydia. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2007;104:11430–11435.

98.Snavely EA, et al. Reassessing the role of the secreted protease CPAF in Chlamydia trachomatis infection through genetic approaches. Pathog. Dis. 2014;71:336–351.

99.Yang Z, Tang L, Sun X, Chai J, Zhong G. Characterization of CPAF critical residues and secretion during Chlamydia trachomatis infection. Infect. Immun. 2015;83:2234–2241.

100.Lutter EI, Barger AC, Nair V, Hackstadt T. Chlamydia trachomatis inclusion membrane protein CT228 recruits elements of the myosin phosphatase pathway to regulate release mechanisms. Cell Rep. 2013;3:1921–1931.

101.Chin E, Kirker K, Zuck M, James G, Hybiske K. Actin recruitment to the Chlamydia inclusion is spatiotemporally regulated by a mechanism that requires host and bacterial factors. PLoS ONE. 2012;7:e46949.

102.Karunakaran K, Subbarayal P, Vollmuth N, Rudel T. Chlamydia-infected cells shed Gp96 to prevent chlamydial re-infection. Mol. Microbiol. 2015;98:694–711.

103.Flores R, Zhong G. The Chlamydia pneumoniae inclusion membrane protein Cpn1027 interacts with host cell Wnt signaling pathway regulator cytoplasmic activation/proliferation-associated protein 2 (Caprin2) PLoS ONE. 2015;10:e0127909.

104.Sharma M, Rudel T. Apoptosis resistance in Chlamydia-infected cells: a fate worse than death? FEMS Immunol. Med. Microbiol. 2009;55:154–161.

105.Gonzalez E, et al. Chlamydia infection depends on a functional MDM2–p53 axis. Nat. Commun. 2014;5:5201. doi: 10.1038/ncomms6201.

106.Siegl C, Prusty BK, Karunakaran K, Wischhusen J, Rudel T. Tumor suppressor p53 alters host cell metabolism to limit Chlamydia trachomatis infection. Cell Rep. 2014;9:918–929.

107.Kun D, Xiang-Lin C, Ming Z, Qi L. Chlamydia inhibit host cell apoptosis by inducing Bag-1 via the MAPK/ERK survival pathway. Apoptosis. 2013;18:1083–1092.

108.Bohme L, Albrecht M, Riede O, Rudel T. Chlamydia trachomatis-infected host cells resist dsRNA-induced apoptosis. Cell. Microbiol. 2010;12:1340–1351.

109.Chen AL, Johnson KA, Lee JK, Sutterlin C, Tan M. CPAF: a chlamydial protease in search of an authentic substrate. PLoS Pathog. 2012;8:e1002842.

110.Bothe M, Dutow P, Pich A, Genth H, Klos A. DXD motif-dependent and -independent effects of the Chlamydia trachomatis cytotoxin CT166. Toxins (Basel) 2015;7:621–637.

111.Brown HM, et al. Multinucleation during C. trachomatis infections is caused by the contribution of two effector pathways. PLoS ONE. 2014;9:e100763.

112.Huang J, Lesser CF, Lory S. The essential role of the CopN protein in Chlamydia pneumoniae intracellular growth. Nature. 2008;456:112–115.

113.Nawrotek A, et al. Biochemical and structural insights into microtubule perturbation by CopN from Chlamydia pneumoniae. J. Biol. Chem. 2014;289:25199–25210.

114.Sun HS, Sin AT, Poirier M, Harrison RE. Chlamydia trachomatis inclusion disrupts host cell cytokinesis to enhance its growth in multinuclear cells. J. Cell Biochem. 2015;117:132–143.

115.Knowlton AE, et al. Chlamydia trachomatis infection causes mitotic spindle pole defects independently from its effects on centrosome amplification. Traffic. 2011;12:854–866.

116.Mital J, Miller NJ, Fischer ER, Hackstadt T. Specific chlamydial inclusion membrane proteins associate with active Src family kinases in microdomains that interact with the host microtubule network. Cell. Microbiol. 2010;12:1235–1249.

117.Chumduri C, Gurumurthy RK, Zadora PK, Mi Y, Meyer TF. Chlamydia infection promotes host DNA damage and proliferation but impairs the DNA damage response. Cell Host Microbe. 2013;13:746–758.

118.Fukasawa K, Choi T, Kuriyama R, Rulong S, Vande Woude GF. Abnormal centrosome amplification in the absence of p53. Science. 1996;271:1744–1747.

119.Knowlton AE, Fowler LJ, Patel RK, Wallet SM, Grieshaber SS. Chlamydia induces anchorage independence in 3T3 cells and detrimental cytological defects in an infection model. PLoS ONE. 2013;8:e54022.

120.Padberg I, Janssen S, Meyer TF. Chlamydia trachomatis inhibits telomeric DNA damage signaling via transient hTERT upregulation. Int. J. Med. Microbiol. 2013;303:463–474.

121.Nagarajan U. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 217–239.

122.Darville T, O'Connell C. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. ASM press; 2012. pp. 240–264.

123.Shimada K, Crother TR, Arditi M. Innate immune responses to Chlamydia pneumoniae infection: role of TLRs, NLRs, and the inflammasome. Microbes Infect. 2012;14:1301–1307.

124.Najarajan U. In: Bacterial Activation of Type I Interferons. Parker D, editor. Springer; 2014. pp. 101–102.

125.Zhang Y, et al. The DNA sensor, cyclic GMP–AMP synthase, is essential for induction of IFN-β during Chlamydia trachomatis infection. J. Immunol. 2014;193:2394–2404.

126.Abdul-Sater AA, et al. Enhancement of reactive oxygen species production and chlamydial infection by the mitochondrial Nod-like family member NLRX1. J. Biol. Chem. 2010;285:41637–41645.

127.Itoh R, et al. Chlamydia pneumoniae harness host NLRP3 inflammasome-mediated caspase-1 activation for optimal intracellular growth in murine macrophages. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2014;452:689–694.

128.Wolf K, Fields KA. Chlamydia pneumoniae impairs the innate immune response in infected epithelial cells by targeting TRAF3. J. Immunol. 2013;190:1695–1701.

129.Abu-Lubad M, Meyer TF, Al-Zeer MA. Chlamydia trachomatis inhibits inducible NO synthase in human mesenchymal stem cells by stimulating polyamine synthesis. J. Immunol. 2014;193:2941–2951.

130.Al-Zeer MA, Al-Younes HM, Lauster D, Abu Lubad M, Meyer TF. Autophagy restricts Chlamydia trachomatis growth in human macrophages via IFNγ-inducible guanylate binding proteins. Autophagy. 2013;9:50–62.

131.Haldar AK, et al. Ubiquitin systems mark pathogen-containing vacuoles as targets for host defense by guanylate binding proteins. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2015;112:E5628–E5637.

132.Haldar AK, Piro AS, Pilla DM, Yamamoto M, Coers J. The E2-like conjugation enzyme Atg3 promotes binding of IRG and Gbp proteins to Chlamydia- and Toxoplasma-containing vacuoles and host resistance. PLoS ONE. 2014;9:e86684.

133.Finethy R, et al. Guanylate binding proteins enable rapid activation of canonical and noncanonical inflammasomes in Chlamydia-infected macrophages. Infect. Immun. 2015;83:4740–4749.

134.Haldar AK, et al. IRG and GBP host resistance factors target aberrant, “non-self” vacuoles characterized by the missing of “self” IRGM proteins. PLoS Pathog. 2013;9:e1003414.

135.Wolf K, Plano GV, Fields KA. A protein secreted by the respiratory pathogen Chlamydia pneumoniae impairs IL-17 signalling via interaction with human Act1. Cell. Microbiol. 2009;11:769–779.

136.Kessler M, et al. Chlamydia trachomatis disturbs epithelial tissue homeostasis in fallopian tubes via paracrine Wnt signaling. Am. J. Pathol. 2012;180:186–198.

137.Pennini ME, Perrinet S, Dautry-Varsat A, Subtil A. Histone methylation by NUE, a novel nuclear effector of the intracellular pathogen Chlamydia trachomatis. PLoS Pathog. 2010;6:e1000995.

138.Olive AJ, et al. Chlamydia trachomatis-induced alterations in the host cell proteome are required for intracellular growth. Cell Host Microbe. 2014;15:113–124.

139.Furtado AR, et al. The chlamydial OTU domain-containing protein ChlaOTU is an early type III secretion effector targeting ubiquitin and NDP52. Cell. Microbiol. 2013;15:2064–2079.

140.Misaghi S, et al. Chlamydia trachomatis-derived deubiquitinating enzymes in mammalian cells during infection. Mol. Microbiol. 2006;61:142–150.

141.Claessen JH, et al. Catch-and-release probes applied to semi-intact cells reveal ubiquitin-specific protease expression in Chlamydia trachomatis infection. Chembiochem. 2013;14:343–352.

142.Conrad T, Yang Z, Ojcius D, Zhong G. A path forward for the chlamydial virulence factor CPAF. Microbes Infect. 2013;15:1026–1032.

143.Johnson KA, Lee JK, Chen AL, Tan M, Sutterlin C. Induction and inhibition of CPAF activity during analysis of Chlamydia-infected cells. Pathog. Dis. 2015;73:1–8.

144.Tan M, Sutterlin C. The Chlamydia protease CPAF: caution, precautions and function. Pathog. Dis. 2014;72:7–9.

145.Dille S, et al. Golgi fragmentation and sphingomyelin transport to Chlamydia trachomatis during penicillin- induced persistence do not depend on the cytosolic presence of the chlamydial protease CPAF. PLoS ONE. 2014;9:e103220.

146.Hooppaw AJ, Fisher DJ. A coming of age story: Chlamydia in the post-genetic era. Infect. Immun. 2015;84:612–621.

147.Buckner LR, et al. Innate immune mediator profiles and their regulation in a novel polarized immortalized epithelial cell model derived from human endocervix. J. Reprod. Immunol. 2011;92:8–20.

148.Hall JV, et al. The multifaceted role of oestrogen in enhancing Chlamydia trachomatis infection in polarized human endometrial epithelial cells. Cell. Microbiol. 2011;13:1183–1199.

149.Kintner J, Schoborg RV, Wyrick PB, Hall JV. Progesterone antagonizes the positive influence of estrogen on Chlamydia trachomatis serovar E in an Ishikawa/SHT-290 co-culture model. Pathog. Dis. 2015;73:ftv015.

150.Mueller KE, Plano GV, Fields KA. New frontiers in type III secretion biology: the Chlamydia perspective. Infect. Immun. 2014;82:2–9.

151.Dehoux P, Flores R, Dauga C, Zhong G, Subtil A. Multi-genome identification and characterization of Chlamydiae-specific type III secretion substrates: the Inc proteins. BMC Genomics. 2011;12:109.

152.Lutter EI, Martens C, Hackstadt T. Evolution and conservation of predicted inclusion membrane proteins in Chlamydiae. Comp. Funct. Genomics. 2012;2012:362104.

153.Mital J, Miller NJ, Dorward DW, Dooley CA, Hackstadt T. Role for chlamydial inclusion membrane proteins in inclusion membrane structure and biogenesis. PLoS ONE. 2013;8:e63426.

154.Jeffrey BM, Maurelli AT, Rockey DD. In: Intracellular Pathogens 1: Chlamydiales. Tan M, Bavoil PM, editors. Vol. 1. Washington: 2012. pp. 334–351.

155.Tam JE, Davis CH, Wyrick PB. Expression of recombinant DNA introduced into Chlamydia trachomatis by electroporation. Can. J. Microbiol. 1994;40:583–591.

156.Binet R, Maurelli AT. Transformation and isolation of allelic exchange mutants of Chlamydia psittaci using recombinant DNA introduced by electroporation. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2009;106:292–297.

157.Wang Y, et al. Development of a transformation system for Chlamydia trachomatis: restoration of glycogen biosynthesis by acquisition of a plasmid shuttle vector. PLoS Pathog. 2011;7:e1002258.

158.Wickstrum J, Sammons LR, Restivo KN, Hefty PS. Conditional gene expression in Chlamydia trachomatis using the tet system. PLoS ONE. 2013;8:e76743.

159.Agaisse H, Derre IA. C. trachomatis cloning vector and the generation of C. trachomatis strains expressing fluorescent proteins under the control of a C. trachomatis promoter. PLoS ONE. 2013;8:e57090.

160.Bauler LD, Hackstadt T. Expression and targeting of secreted proteins from Chlamydia trachomatis. J. Bacteriol. 2014;196:1325–1334.

161.Weber MM, Bauler LD, Lam J, Hackstadt T. Expression and localization of predicted inclusion membrane proteins in Chlamydia trachomatis. Infect. Immun. 2015;83:4710–4718.

162.Mueller KE, Fields KA. Application of β-lactamase reporter fusions as an indicator of effector protein secretion during infections with the obligate intracellular pathogen Chlamydia trachomatis. PLoS ONE. 2015;10:e0135295.

163.Nguyen BD, Valdivia RH. Virulence determinants in the obligate intracellular pathogen Chlamydia trachomatis revealed by forward genetic approaches. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2012;109:1263–1268.

164.Demars R, Weinfurter J, Guex E, Lin J, Potucek Y. Lateral gene transfer in vitro in the intracellular pathogen Chlamydia trachomatis. J. Bacteriol. 2007;189:991–1003.

165.Rajaram K, et al. Mutational analysis of the Chlamydia muridarum plasticity zone. Infect. Immun. 2015;83:2870–2881.

166.Johnson CM, Fisher DJ. Site-specific, insertional inactivation of incA in Chlamydia trachomatis using a group II intron. PLoS ONE. 2013;8:e83989.

167.Kari L, et al. Generation of targeted Chlamydia trachomatis null mutants. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2011;108:7189–7193.

168.Jacquier N, Viollier PH, Greub G. The role of peptidoglycan in chlamydial cell division: towards resolving the chlamydial anomaly. FEMS Microbiol. Rev. 2015;39:262–275.

169.Pilhofer M, et al. Discovery of chlamydial peptidoglycan reveals bacteria with murein sacculi but without FtsZ. Nat. Commun. 2013;4:2856.

170.Liechti GW, et al. A new metabolic cell-wall labelling method reveals peptidoglycan in Chlamydia trachomatis. Nature. 2014;506:507–510.

171.Ouellette SP, et al. Analysis of MreB interactors in Chlamydia reveals a RodZ homolog but fails to detect an interaction with MraY. Front. Microbiol. 2014;5:279.

172.Kemege KE, et al. Chlamydia trachomatis protein CT009 is a structural and functional homolog to the key morphogenesis component RodZ and interacts with division septal plane localized MreB. Mol. Microbiol. 2015;95:365–382.

173.Jacquier N, Frandi A, Pillonel T, Viollier PH, Greub G. Cell wall precursors are required to organize the chlamydial division septum. Nat. Commun. 2014;5:3578.

174.Packiam M, Weinrick B, Jacobs WR, Maurelli AT. Structural characterization of muropeptides from Chlamydia trachomatis peptidoglycan by mass spectrometry resolves “chlamydial anomaly”. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2015;112:11660–11665.

175.Klockner A, et al. AmiA is a penicillin target enzyme with dual activity in the intracellular pathogen Chlamydia pneumoniae. Nat. Commun. 2014;5:4201.

176.Frandi A, Jacquier N, Theraulaz L, Greub G, Viollier PH. FtsZ-independent septal recruitment and function of cell wall remodelling enzymes in chlamydial pathogens. Nat. Commun. 2014;5:4200.

 

SUMBER:

Cherilyn Ekwell, Kathleen Mirrashidi, Joanne Engel. 2016. Chlamydia cell biology and pathogenesis. Nat Rev Microbiol. 2016 Apr 25;14(6):385–400