Prosedur Diagnostik untuk Mendeteksi Infeksi Chlamydia trachomatis

Abstrak

Gaya hidup intraseluler chlamydia dan kemampuannya untuk menyebabkan infeksi persisten dengan replikasi tingkat rendah memerlukan uji diagnostik dengan sensitivitas analitik tinggi untuk mendeteksi Chlamydia trachomatis (CT) secara langsung pada sampel medis. Tes amplifikasi asam nukleat (Nucleic Acid Amplification Tests atau NAAT) merupakan metode paling sensitif dengan spesifikasi yang setara dengan kultur sel dan dianggap sebagai metode pilihan untuk deteksi CT. Selain itu, NAAT dapat dilakukan pada berbagai jenis spesimen klinis yang tidak bergantung pada kondisi transportasi dan penyimpanan khusus, karena NAAT tidak memerlukan bakteri yang infeksius.

 

Dalam kasus infeksi saluran genital bawah, urin pertama (first void urine) dan usap vagina direkomendasikan sebagai spesimen untuk pengujian pada pria dan wanita, masing-masing. Infeksi pada epitel anorektal, orofaring, dan okular juga harus diuji menggunakan analisis NAAT pada usap mukosa yang sesuai. Secara khusus, infeksi anorektal pada pria yang berhubungan seks dengan pria (MSM) harus mencakup evaluasi lymphogranuloma venereum (LGV) dengan mengidentifikasi genotipe L1, L2, atau L3.

 

Deteksi antigen CT melalui enzyme immunoassay (EIA) atau tes diagnostik cepat (rapid diagnostic tests atau RDT) tidak cocok digunakan karena sensitivitas dan spesifisitasnya yang rendah. Namun, RDT berbasis PCR terbaru tidak kalah dengan NAAT standar dan dapat digunakan di tempat pelayanan kesehatan (point-of-care). Serologi memiliki peran dalam proses diagnostik pada kasus infeksi CT kronis yang dicurigai, tetapi tidak sesuai untuk mendiagnosis infeksi akut.

 

                                                          Abstrak Grafis

 

1. Pendahuluan

 

Laporan dari WHO menunjukkan peningkatan infeksi menular seksual (IMS) di seluruh dunia dalam beberapa tahun terakhir. Chlamydia trachomatis (CT) dan Neisseria gonorrhoeae merupakan patogen bakteri IMS yang paling sering dilaporkan, masing-masing menyebabkan sekitar 106 juta infeksi baru setiap tahun [1]. Di Amerika Serikat, terdapat 1.441.789 kasus infeksi Chlamydia yang dilaporkan pada tahun 2014, jumlah tertinggi sejak pencatatan dimulai pada tahun 1984. Pada periode 2004 hingga 2014, angka kasus yang dilaporkan meningkat dari 316,5 menjadi 456,1 kasus per 100.000 penduduk [2]. Data terkini dari ECDC juga menunjukkan peningkatan jumlah infeksi CT yang dilaporkan di Eropa, dari 191.000 kasus pada tahun 2004 menjadi 385.000 pada tahun 2013, dengan insiden masing-masing 162,8 dan 181,8 per 100.000 penduduk [3].

 

Kemungkinan jumlah infeksi baru sebenarnya lebih tinggi, karena banyak infeksi yang asimtomatik dan tidak terdeteksi. Beberapa faktor yang dapat menjelaskan peningkatan ini meliputi perubahan perilaku seksual, kurangnya pencegahan dan edukasi, serta peningkatan frekuensi pengujian dengan sistem deteksi yang lebih baik. Secara khusus, sensitivitas dan spesifisitas pengujian IMS telah meningkat secara signifikan dengan penerapan teknik molekuler seperti tes amplifikasi asam nukleat (nucleic acid amplification test—NAAT).

 

Ulasan ini memberikan gambaran umum tentang tes laboratorium yang digunakan untuk mendeteksi infeksi CT. Pemilihan tes dan nilai diagnostik prosedur yang dipilih bergantung pada karakteristik biologis patogen dan manifestasi klinis infeksi CT, yang akan dibahas secara singkat terlebih dahulu.

 

2. Patogenesis, Genotipe, dan Manifestasi Klinis

 

Chlamydia adalah bakteri intraseluler obligat yang memiliki beberapa karakteristik unik terkait gaya hidup intraseluler dan replikasinya di dalam sel inang [4]. Bentuk retikulat intraseluler (reticulate bodies atau RB) merupakan bentuk replikasi, sedangkan bentuk elemen ekstraseluler (elementary bodies atau EB) bertindak sebagai partikel infeksius yang menargetkan sel inang melalui interaksi antara protein membran luar bakteri (MOMP, OmcB, PmpD) dengan reseptor sel inang, seperti proteoglikan heparan sulfat, reseptor mannose-6-phosphate, dan reseptor faktor pertumbuhan.

 

Setelah internalisasi, EB terlokalisasi dalam inklusi yang terikat membran yang mengekspresikan protein inklusi bakteri untuk mencegah fusi dengan lisosom. Inklusi ini diangkut melalui mikrotubulus ke pusat pengorganisasian mikrotubulus (microtubule organizing centers atau MTOC), di mana mereka berdiferensiasi menjadi RB. RB bereplikasi melalui pembelahan biner dan kembali berdiferensiasi menjadi EB yang akan dilepaskan dari inklusi melalui lisis sel atau ekstrusi, sehingga dapat menginfeksi sel inang lainnya [5].

 

Kehadiran chlamydia dikenali oleh organisme inang melalui reseptor sistem kekebalan bawaan yang disebut reseptor pengenalan pola patogen (pathogen/pattern recognition receptors atau PRR). PRR mengenali struktur spesifik patogen (pathogen-associated molecular pattern atau PAMP) dan menginduksi reaksi kekebalan bawaan serta adaptif untuk mengeliminasi patogen. Karena peradangan yang terkait dengan respons kekebalan biasanya kurang menonjol, sebagian besar infeksi tetap asimtomatik.

 

Namun, melalui modifikasi dan subversi berbagai mekanisme pertahanan (seperti penurunan penyajian antigen dan penghambatan ekspresi gen yang terlibat dalam kekebalan seluler) serta efek anti-apoptosis pada sel inang yang terinfeksi, chlamydia berpotensi menyebabkan infeksi persisten. Selama reaksi kekebalan seluler, kadar triptofan intraseluler menurun akibat enzim indol dioxigenase yang diinduksi oleh IFN-γ. Karena chlamydia bersifat autotrofik untuk triptofan, mereka merespons situasi stres ini dengan menghasilkan bentuk persisten yang morfologinya abnormal dan tidak bereplikasi. Bentuk ini kemungkinan besar akan kembali menjadi bentuk replikasi ketika kondisi lingkungan membaik [4].

 

CT dibagi menjadi beberapa serovar atau genotipe yang berhubungan dengan manifestasi klinis yang berbeda.

Genotipe A–C merupakan genotipe dominan pada infeksi okular. Infeksi akut biasanya muncul sebagai konjungtivitis yang, jika tidak diobati, dapat menjadi kronis dan menyebabkan trakoma. Infeksi ini jarang ditemukan di Eropa dan Amerika Utara tetapi cukup umum di Afrika dan Asia, di mana trakoma menjadi salah satu penyebab utama kebutaan [6]. Genotipe D–K terutama menyebabkan infeksi pada saluran urogenital, rektum, faring, dan konjungtiva [7]. Selain itu, penularan perinatal dapat menyebabkan konjungtivitis, faringitis, dan pneumonia pada bayi baru lahir [8].

 

Sebagian besar infeksi rektal dan faring, serta banyak infeksi pada saluran genital bagian bawah, tidak menunjukkan gejala. Namun, baik infeksi yang bergejala maupun yang tidak bergejala dapat menyebabkan komplikasi, terutama pada perempuan. Bakteri dapat naik ke saluran genital bagian atas dan memicu peradangan kronis, yang berpotensi menyebabkan penyakit radang panggul (pelvic inflammatory disease atau PID), dengan risiko kehamilan ektopik dan infertilitas karena faktor tuba (tubal factor infertility atau TFI) [9]. Untuk mengurangi angka infeksi CT dan komplikasinya, banyak negara telah menerapkan program skrining untuk mengidentifikasi infeksi tanpa gejala melalui pengujian rutin serta mengobati pasien yang terinfeksi dan pasangan mereka [10].

 

Infeksi dengan genotipe A–K biasanya terbatas pada epitel mukosa, sedangkan genotipe L1, L2, dan L3 dapat melintasi epitel, menyebar melalui sistem limfatik, dan menyebabkan infeksi invasif yang disebut lymphogranuloma venereum (LGV). LGV merupakan penyakit endemik di beberapa wilayah Afrika, Asia, Amerika Selatan, dan Karibia, tetapi jarang ditemukan di negara industri. Sejak tahun 2003, beberapa wabah dengan genotipe L2 dilaporkan di antara pria yang berhubungan seks dengan pria (MSM) di Eropa, Amerika Utara, dan Australia [11]. Pasien ini sebagian besar mengalami gejala anorektal, berbeda dengan sindrom inguinal klasik pada kasus LGV sporadis [12]. Pada tahun 2013, lebih dari 1.000 kasus dilaporkan ke European Centre for Disease Prevention and Control (ECDC), sekitar 50% di antaranya berasal dari Inggris [3]. Jumlah sebenarnya kemungkinan lebih tinggi karena di banyak negara Eropa LGV tidak tercatat secara rutin. Selain itu, tidak semua infeksi LGV menunjukkan gejala, yang turut berkontribusi pada tingkat insiden yang tetap tinggi [13].

 

3. Prosedur Diagnostik

 

Pengujian chlamydia diindikasikan pada pasien dengan gejala urogenital, anorektal, dan okular, pasien dengan IMS lain, kontak seksual dari orang dengan IMS, serta individu yang menjalani skrining chlamydia [7]. Prosedur diagnostik untuk mendeteksi infeksi CT mencakup metode langsung dan tidak langsung. Secara umum, infeksi lokal diperiksa menggunakan uji deteksi patogen langsung seperti kultur, tes antigen (EIA, antibodi fluoresens langsung (DFA), dan RDT imunokromatografi), hibridisasi asam nukleat, dan tes amplifikasi asam nukleat.

 

Metode tidak langsung bergantung pada deteksi antibodi terhadap C. trachomatis, yang dapat digunakan untuk evaluasi diagnostik infeksi kronis/invasif (PID, LGV) dan komplikasi pasca-infeksi, seperti radang sendi reaktif akibat infeksi seksual (sexually acquired reactive arthritis atau SARA). Dalam kondisi ini, patogen telah melintasi epitel dan mungkin tidak lagi terdeteksi dalam swab. Namun, serologi tidak cocok untuk mendiagnosis infeksi akut pada saluran genital dan anus bagian bawah, karena respons antibodi baru dapat terdeteksi setelah beberapa minggu hingga bulan dan seringkali kurang menonjol.

 

4. Isolasi C. trachomatis dalam Kultur Sel

 

Garis sel yang digunakan untuk isolasi C. trachomatis mencakup McCoy, HeLa 229, atau sel ginjal monyet hijau Buffalo. Swab dari berbagai lokasi anatomis (endoserviks, uretra, kanal anal, konjungtiva) adalah spesimen yang sesuai untuk kultur, tetapi harus dikumpulkan menggunakan perangkat dan media transportasi khusus [14]. Spesimen disentrifugasi ke lapisan monolayer sel konfluens, lalu dianalisis untuk pengembangan inklusi intrasitoplasmik yang khas setelah 48–72 jam dengan pewarnaan Giemsa, yodium, atau antibodi berlabel fluoresens terhadap antigen chlamydia (LPS atau MOMP).

 

Ketika menggunakan antibodi spesifik MOMP untuk pewarnaan kultur sel, deteksi menjadi sangat spesifik [15], sehingga metode ini lama dianggap sebagai tes referensi untuk deteksi CT. Namun, karena kultur bergantung pada organisme yang masih hidup, tingkat deteksinya terbaik hanya 60%–80%, bahkan ketika dilakukan di laboratorium dengan teknisi berpengalaman [16]. Sensitivitas kultur dapat terganggu oleh pengambilan spesimen yang tidak memadai, penyimpanan dan transportasi yang buruk, zat toksik dalam spesimen klinis, serta pertumbuhan berlebih mikroba komensal pada kultur sel.

 

Kelemahan lainnya termasuk waktu penyelesaian yang lama, intensitas kerja, dan kesulitan dalam standarisasi. Oleh karena itu, kultur sel jarang digunakan saat ini di laboratorium diagnostik. Namun, metode ini masih diperlukan, setidaknya di beberapa laboratorium referensi, untuk memantau resistensi antibiotik dan perubahan virulensi, atau ketika diperlukan tes dengan spesifisitas tertinggi, seperti pada kasus dugaan kekerasan seksual.

 

5. Uji Amplifikasi Asam Nukleat (NAAT)

 

NAAT adalah metode yang paling sensitif untuk mendeteksi Chlamydia. Uji ini juga memiliki spesifisitas tinggi yang sebanding dengan kultur, tetapi berbeda dengan kultur karena tidak memerlukan patogen yang masih hidup, sehingga mempermudah transportasi spesimen. Oleh karena itu, NAAT secara umum dianggap sebagai metode pilihan untuk mendeteksi Chlamydia dan telah menggantikan kultur sebagai standar emas dalam diagnosis [14,17]. Tes antigen (EIA, DFA, RDT) tidak lagi direkomendasikan untuk pengujian Chlamydia karena akurasi diagnostiknya yang tidak memadai [14,17].

 

Sebagian besar NAAT berbasis polymerase chain reaction (PCR) dan menggunakan probe berlabel fluoresen untuk mendeteksi produk amplifikasi secara real-time, sehingga secara signifikan mengurangi durasi pengujian. Dikombinasikan dengan ekstraksi asam nukleat otomatis, hasil dapat diperoleh dalam beberapa jam. Dalam sejumlah penelitian, hasil dari berbagai NAAT menunjukkan tingkat kesesuaian yang tinggi [18,19]. Ketidaksesuaian hasil yang jarang diamati mungkin berkaitan dengan sensitivitas analitik yang berbeda, efisiensi isolasi asam nukleat yang beragam, dan variabilitas genom Chlamydia [20]. Pentingnya variasi genetik menjadi jelas dengan munculnya varian Swedia (C. trachomatis strain E/SW2) yang tidak terdeteksi oleh beberapa NAAT komersial karena adanya penghapusan di wilayah target pengujian ini [21]. Selain itu, wilayah gen dapat ditukar melalui rekombinasi ketika sel inang terinfeksi secara bersamaan oleh lebih dari satu strain CT [22,23]. Meskipun gaya hidup intraseluler Chlamydia menjadi hambatan tinggi bagi rekombinasi genetik, pengurutan genom dari beberapa strain CT menunjukkan bahwa transfer gen horizontal bukanlah kejadian langka. Rekombinasi terutama mencerminkan adaptasi terhadap perubahan kondisi lingkungan tetapi juga dapat menghasilkan varian baru dengan virulensi yang meningkat [23]. Selain itu, rekombinasi relevan dalam diagnostik laboratorium, terutama saat menggunakan pengujian berbasis deteksi asam nukleat. Implementasi wilayah target kedua dalam NAAT (dual-target assays) merupakan peningkatan penting dalam NAAT, memungkinkan deteksi varian baru dengan penghapusan atau rekombinasi di salah satu wilayah target [24].

 

Sensitivitas diagnostik juga ditingkatkan melalui langkah pra-analitik yang lebih baik. Dengan menggunakan manik-manik magnetik berlapis, asam nukleat diisolasi dalam jumlah dan kualitas yang lebih tinggi [20]. Sistem ekstraksi berbasis manik-manik ini dapat diotomatisasi dan digunakan dalam beberapa sistem throughput tinggi yang memungkinkan pengujian Chlamydia dan gonococcus secara bersamaan dengan sensitivitas dan spesifisitas tinggi [25].

 

Pada populasi dengan prevalensi rendah Chlamydia, nilai prediktif hasil positif rendah, bahkan ketika menggunakan uji dengan spesifisitas tinggi. Oleh karena itu, pada tahun 2002 Centers for Disease Control and Prevention (CDC) merekomendasikan untuk mengonfirmasi hasil NAAT positif dengan tes kedua guna mencegah pengobatan yang tidak perlu dan dampak psikososial. Studi lanjutan dengan NAAT yang telah disempurnakan menunjukkan bahwa hasil positif NAAT yang tidak dikonfirmasi tidak selalu merupakan positif palsu, tetapi juga dapat menunjukkan negatif palsu dari tes konfirmasi, terutama jika tes konfirmasi memiliki sensitivitas analitik lebih rendah [26]. Pada sampel dengan jumlah Chlamydia yang rendah, distribusi stokastik DNA target dapat menghasilkan beberapa alikuot dengan konsentrasi di bawah batas deteksi (LOD). Secara umum, konfirmasi hasil NAAT positif tidak diperlukan dan tidak lagi direkomendasikan oleh CDC. Pengecualian penting adalah dalam investigasi hukum terkait kekerasan seksual. Untuk menghindari konsekuensi serius dari hasil positif palsu dalam kasus semacam itu, diperlukan uji dengan spesifisitas tertinggi. NAAT terbukti lebih sensitif daripada kultur untuk mendeteksi infeksi CT pada korban kekerasan seksual [27], tetapi ketika digunakan untuk evaluasi pelecehan seksual, hasil positif harus dikonfirmasi dengan NAAT lain yang menggunakan wilayah target berbeda [28].

 

6. Spesimen Klinis untuk Pengujian CT

 

Pada prinsipnya, semua bahan klinis yang relevan dapat dianalisis menggunakan NAAT, termasuk usap uretra, serviks, vulvo-vagina, anorektal, dan okular, urin aliran pertama (first void urine - FVU), sperma, atau jaringan. NAAT komersial yang disetujui oleh FDA (Food and Drug Administration) telah diotorisasi untuk digunakan pada urin aliran pertama, usap uretra, dan serviks, serta sebagian besar untuk usap vagina [14]. Spesimen non-invasif menjadi pilihan utama, terutama untuk skrining individu tanpa gejala. FVU dan usap uretra pada pasien pria memiliki performa yang setara untuk pengujian CT menggunakan NAAT. Namun, pengumpulan urin jauh lebih diterima dan oleh karena itu menjadi tipe sampel yang direkomendasikan pada pria [17,29,30]. Karena konsentrasi Chlamydia menurun tajam selama buang air kecil, penting untuk menggunakan bagian pertama urin (sekitar 20 mL) [31].

 

Sebaliknya, konsentrasi Chlamydia pada wanita dengan infeksi urogenital secara komparatif lebih tinggi pada usap genital dibandingkan urin [32]. Sebuah studi yang menganalisis urin, usap vagina, dan serviks yang diambil secara bersamaan dari wanita tanpa gejala menunjukkan bahwa tingkat deteksi NAAT tertinggi pada usap vagina yang dikumpulkan sendiri [33]. Oleh karena itu, usap vagina (dikumpulkan sendiri atau oleh klinisi) menjadi tipe sampel yang direkomendasikan untuk wanita. Usap endoserviks juga dapat digunakan, terutama jika pemeriksaan panggul diindikasikan. FVU kurang cocok untuk pengujian CT pada wanita, dan ketika digunakan untuk skrining menggunakan NAAT, perlu dipertimbangkan bahwa tingkat deteksinya hingga 10% lebih rendah dibandingkan usap vagina dan endoserviks [14].

 

Untuk mendeteksi infeksi CT ekstra-genital (konjungtivitis, infeksi anorektal atau faring, termasuk LGV), diperlukan pengujian swab atau sampel jaringan yang sesuai. Infeksi CT pada pria yang berhubungan seks dengan pria (MSM) sering kali terlokalisasi di rektum atau faring tanpa gejala. Mayoritas infeksi ini tidak terdeteksi jika hanya menggunakan sampel urin [34,35] dan memerlukan pengujian swab oral dan anal yang sesuai untuk diagnosis. Umumnya, NAAT komersial tidak disetujui untuk pengujian pada jenis sampel non-genital, tetapi beberapa penelitian menunjukkan bahwa deteksi CT menggunakan NAAT pada sampel tersebut lebih unggul dibandingkan kultur atau tes antigen [36,37,38,39]. Pengujian sampel di luar persetujuan tes komersial memerlukan evaluasi karakteristik kinerja tes sesuai dengan jaminan kualitas diagnostik mikrobiologi, seperti yang diatur dalam CLIA (Clinical Laboratory Improvement Amendments). Hal ini juga berlaku untuk pengujian sampel jaringan menggunakan NAAT, misalnya pada sampel endometrium atau biopsi kelenjar getah bening yang dapat dipertimbangkan pada pasien dengan PID atau LGV. Selain itu, konfirmasi LGV memerlukan identifikasi genotipe L1, L2, atau L3. Penentuan genotipe LGV penting karena pengobatan antibiotik yang direkomendasikan lebih lama (doksisiklin 200 mg/hari selama setidaknya 3 minggu dibandingkan 1 minggu untuk kasus non-LGV) [40].

 

Metode penentuan genotipe mencakup PCR spesifik genotipe dan analisis RFLP atau sekuens gen omp1 yang sesuai [11,41,42]. Strain LGV dan non-LGV juga dapat dibedakan menggunakan tes PCR berbasis gen pmpH, yang pada semua strain LGV mengandung delesi 30bp [42,43]. Tes PCR pmpH tidak memungkinkan deteksi genotipe spesifik. Sensitivitas tes ini untuk LGV tinggi, tetapi kehilangan sekitar 25% infeksi non-LGV [44]. Oleh karena itu, tes ini cocok sebagai tes tambahan untuk mengidentifikasi LGV pada sampel positif CT, tetapi tidak boleh digunakan sebagai tes utama [44].

 

7. Tes Diagnostik Cepat (Rapid Diagnostic Test/RDT)

 

Selain akurasi diagnostik yang cukup pada tes klamidia, waktu untuk menghasilkan dan melaporkan hasil tes juga penting untuk inisiasi pengobatan yang tepat waktu. Biasanya, NAAT dilakukan di laboratorium pusat dan memerlukan transportasi sampel serta pengiriman hasil tes ke klinisi. Oleh karena itu, diagnostik berbasis NAAT memerlukan kunjungan kedua pasien, yang berpotensi menyebabkan penundaan atau tidak adanya pengobatan jika pasien tidak kembali, sehingga berkontribusi pada tingginya insiden infeksi.

 

RDT tidak memerlukan logistik tersebut, karena memungkinkan pengujian di dekat pasien (titik perawatan / point-of-care) dan memberikan hasil dalam beberapa menit, sehingga pasien dapat menerima terapi antibiotik segera setelah dinyatakan positif. Sebagian besar RDT adalah tes imunokromatografi berbasis teknologi lateral-flow yang mendeteksi antigen LPS klamidia pada swab genital atau urin. Dibandingkan dengan kultur dan PCR, RDT berbasis antigen ini memiliki sensitivitas dan spesifisitas yang jauh lebih rendah.

 

Dalam sebuah penelitian di Maastricht (Belanda) dengan 772 pasien yang menggunakan swab vagina yang dikumpulkan sendiri, sensitivitas 3 RDT klamidia adalah 11,6%-27,3% dibandingkan PCR sebagai tes referensi [45]. Sensitivitas rendah ini dapat disebabkan oleh beban bakteri yang rendah pada pasien tanpa gejala, tetapi bahkan pada swab endoserviks pasien bergejala, sensitivitas RDT hanya 22,7%-37,7% [46].

 

Hasil lebih baik dilaporkan pada RDT klamidia lain yang dikembangkan di Universitas Cambridge (CRT, Diagnostics for the Real World). Berdasarkan data gabungan dari 4 studi, sensitivitas untuk urin porsi pertama dan swab vagina masing-masing adalah 77% dan 80%, dengan spesifisitas 99% [47]. Namun, data ini tidak dikonfirmasi dalam studi berikutnya yang melaporkan sensitivitas 41,2% dan 74,2% untuk swab vagina [48,49], serta 41,4% dan 20% untuk urin porsi pertama pria [49,50]. Oleh karena itu, RDT berbasis antigen tidak direkomendasikan untuk pengujian CT pada pasien tanpa gejala (skrining) maupun bergejala.

 

Sebaliknya, RDT molekuler yang menggunakan teknik amplifikasi asam nukleat memiliki akurasi diagnostik tinggi, sebanding dengan NAAT standar [51]. Assay Xpert dari Cepheid adalah NAAT cepat komersial pertama yang tersedia untuk pengujian point-of-care pada sampel individu untuk CT dan gonokokus dalam waktu sekitar 90 menit. Assay ini berbasis PCR real-time yang dilakukan dalam sistem tertutup. Setelah aplikasi sampel klinis ke dalam cartridge, langkah-langkah isolasi asam nukleat, amplifikasi, dan deteksi produk PCR dilakukan secara otomatis penuh. Untuk mencapai tingkat tinggi inisiasi pengobatan segera, pasien harus bersedia menunggu 90 menit [51].

 

RDT molekuler lainnya, seperti Io POC-test Chlamydia (Atlas Genetics), menggunakan PCR dalam sistem mikrofluidik dan deteksi elektrokimia dari produk PCR, menghasilkan hasil dalam waktu sekitar 30 menit [52,53] dan telah disetujui di Eropa sejak Februari 2016. Teknik amplifikasi isothermal, seperti loop-mediated isothermal amplification (LAMP) atau recombinase polymerase amplification (RPA), lebih cepat daripada PCR dan dapat meningkatkan penggunaan NAAT di lokasi perawatan [54]. Penting untuk dicatat bahwa tes diagnostik cepat berbasis NAAT harus memenuhi jaminan kualitas diagnostik mikrobiologi yang biasanya dipenuhi oleh laboratorium bersertifikat, tetapi sulit diterapkan dalam kondisi titik perawatan.

 

8. Serologi

 

Pemeriksaan antibodi terhadap Chlamydia tidak berguna untuk mendiagnosis infeksi epitel lokal pada saluran genital bawah, karena antibodi terdeteksi dengan keterlambatan beberapa minggu, kadar antibodi mungkin rendah, dan banyak tes serologi tidak dapat membedakan antibodi terhadap berbagai spesies Chlamydia. Sebaliknya, serologi dapat membantu dalam diagnosis infeksi kronis dan invasif (PID, LGV, SARA). Dalam banyak kasus ini, bakteri tidak terdeteksi dalam usap anogenital atau urin, dan data serologi dapat digunakan untuk mengevaluasi infeksi Chlamydia sebagai penyebab. Karena infeksi CT persisten dan komplikasi infeksi yang menyebar biasanya terkait dengan respons antibodi positif, serologi negatif kemungkinan besar menyingkirkan keterlibatan Chlamydia. Namun, serologi positif bukan merupakan bukti pasti dari infeksi Chlamydia yang terkait.

 

Tes mikroimunofluoresensi (MIF) telah lama dianggap sebagai metode referensi untuk pengujian antibodi terhadap Chlamydia. Tes MIF telah digunakan untuk mendiagnosis pneumonia neonatal akibat C. trachomatis. Titer IgM serum sebesar 1:32 atau lebih tinggi dianggap diagnostik untuk infeksi. Sebaliknya, pengujian IgG tidak berguna karena antibodi ini mungkin merupakan antibodi maternal yang ditransfer secara pasif. Pedoman terbaru dari Centers for Disease Control and Prevention (CDC, AS), British Association of Sexual Health and HIV (BASHH), dan International Union Against STI (IUSTI) tidak merekomendasikan pengujian serologi untuk mendiagnosis pneumonia pada bayi. Selain itu, tes MIF memerlukan waktu dan tenaga yang besar, serta pembacaan sinyal fluoresensi cenderung subjektif [55]. Oleh karena itu, enzim immunoassays (EIA) dan immunoblots atau line assays saat ini lebih sering digunakan untuk mendeteksi antibodi terhadap Chlamydia [55,56].

 

Interpretasi hasil serologi dipengaruhi oleh reaktivitas silang dalam spesies Chlamydia yang patogen bagi manusia serta spesies lingkungan yang tidak patogen. Beberapa EIA berbasis deteksi antigen LPS tidak dapat membedakan antara spesies Chlamydia yang berbeda. LPS Chlamydia umumnya dianggap sebagai antigen genus-spesifik, tetapi reaktivitas silang dengan antibodi terhadap LPS dari bakteri Gram-negatif lain telah diamati [57,58]. Kinerja diagnostik pengujian antibodi Chlamydia meningkat dengan menggunakan protein atau peptida spesifik spesies. Protein imunogenik dari C. trachomatis yang diidentifikasi dengan 2D PAGE [56] digunakan bersama dengan protein serupa dari C. pneumoniae dan C. psittaci dalam sebuah line assay komersial untuk memungkinkan evaluasi diferensial reaktivitas antibodi terhadap Chlamydia.

 

Baru-baru ini, sebuah proteome array telah dikembangkan, berisi protein fusi GST yang mewakili 908 dari 918 ORF yang diketahui dalam genom CT. Dengan menggunakan array ini, 27 protein imunodominan diidentifikasi yang reaktif dengan lebih dari 50% serum manusia dari pasien dengan infeksi CT yang terkonfirmasi [59]. Dalam studi lain, proteome array digunakan untuk membandingkan profil antibodi dari pasien dengan infertilitas akibat kerusakan tuba (TFI) dan kesuburan normal [60]. Lima protein diidentifikasi yang hanya reaktif dengan serum dari pasien TFI. Reaktivitas terhadap protein ini juga terdeteksi pada beberapa serum dari pasien dengan infeksi akut, tetapi serum ini menunjukkan reaktivitas tambahan terhadap protein lain yang tidak diamati pada serum dari pasien dengan infeksi kronis. Hasil ini menjanjikan, menunjukkan perbedaan reaktivitas antibodi pada infeksi CT akut dan kronis yang dapat digunakan untuk mencirikan panel antibodi tertentu sebagai penanda potensial untuk berbagai tahap infeksi [60].

 

9. Kesimpulan

 

Chlamydia trachomatis adalah bakteri intraseluler obligat yang menginfeksi sel epitel dan fibroblas. Karena interaksi dengan berbagai faktor inang dan mikroba komensal, replikasi dalam sel inang yang terinfeksi bervariasi secara signifikan dan mungkin sangat rendah pada infeksi asimtomatik dan persisten. Oleh karena itu, deteksi langsung C. trachomatis memerlukan uji dengan sensitivitas tinggi. Di antara semua teknik diagnostik, NAAT (nucleic acid amplification tests) adalah tes paling sensitif. NAAT juga memiliki spesifisitas tinggi yang sebanding dengan kultur, sehingga menjadi metode pilihan untuk deteksi C. trachomatis.

 

Banyak jenis NAAT (uji komersial dan protokol laboratorium) dapat digunakan di laboratorium, dan pemilihan metode harus disesuaikan dengan jumlah sampel, tingkat otomatisasi, dan biaya. Bagaimanapun, karakteristik kinerja uji harus dievaluasi sesuai dengan jaminan mutu diagnostik mikrobiologi. Karena NAAT biasanya dilakukan di laboratorium pusat, sampel harus dikirimkan, dan komunikasi hasilnya tertunda, sehingga memerlukan kunjungan kedua pasien untuk menerima terapi antibiotik.

 

Untuk segera memulai pengobatan pada pasien positif, tes diagnostik cepat telah dikembangkan yang memberikan hasil dalam waktu singkat, mudah dilakukan, dan dapat digunakan sebagai tes di tempat perawatan (point-of-care). Namun, tes cepat yang mendeteksi antigen Chlamydia memiliki sensitivitas dan spesifisitas yang tidak mencukupi. Tes cepat terbaru berbasis NAAT memiliki kinerja yang jauh lebih baik, sebanding dengan NAAT standar. Sistem yang sepenuhnya otomatis ini tidak bergantung pada laboratorium pusat dan dapat meningkatkan pengujian titik perawatan untuk infeksi Chlamydia trachomatis di masa depan.

 

REFERENSI

1.       Global Incidence and Prevalence of Selected Curable Sexually Transmitted Infections—2008. Available online: http://apps.who.int/iris/bitstream/10665/75181/1/9789241503839_eng.pdf (accessed on 15 June 2016).

2.       2014 Sexually Transmitted Diseases Surveillance. Available online: http://www.cdc.gov/std/stats14/chlamydia.htm (accessed on 15 June 2016).

3.       European Centre for Disease Prevention and Control. Sexually Transmitted Infections in Europe 2013; European Centre for Disease Prevention and Control: Stockholm, Sweden, 2015.

4.       Bastidas, R.J.; Elwell, C.A.; Engel, J.N.; Valdivia, R.H. Chlamydia intracellular survival strategies. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2013, 3, a010256.

5.       Hybiske, K.; Stephens, R.S. Mechanisms of host cell exit by the intracellular bacterium Chlamydia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2007, 104, 11430–11435.

6.       Taylor, H.R.; Burton, M.J.; Haddad, D.; West, S.; Wright, H.  Trachoma. Lancet 2014, 384, 2142–2152.

7.       Lanjouw, E.; Ouburg, S.; de Vries, H.J.; Stary, A.; Radcliffe, K.; Unemo, M. 2015 European guideline on the management of Chlamydia trachomatis infections. Int. J. STD AIDS 2016, 27, 333–348.

8.       Darville, T. Chlamydia trachomatis infections in neonates and young children. Semin. Pediatr. Infect. Dis 2005, 16, 235–244.

9.       Haggerty, C.L.; Gottlieb, S.L.; Taylor, B.D. Risk of sequelae after Chlamydia trachomatis genital infection in women. J. Infect. Dis. 2010, 201, S134–S155.

10.  European Centre for Disease Prevention and Control. Chlamydia Control in Europe: Literature Review; European Centre for Disease Prevention and Control: Stockholm, Sweden, 2014.

11.  White, J.A. Manifestations and management of lymphogranuloma venereum. Curr. Opin. Infect. Dis. 2009, 22, 57–66.

12.  De Vrieze, N.H.; de Vries, H.J. Lymphogranuloma venereum among men who have sex with men. An epidemiological and clinical review. Expert Rev. Anti. Infect. Ther. 2014, 12, 697–704.

13.  De Vrieze, N.H.; van Rooijen, M.; Schim van der Loeff, M.F.; de Vries, H.J. Anorectal and inguinal lymphogranuloma venereum among men who have sex with men in Amsterdam, The Netherlands: Trends over time, symptomatology and concurrent infections. Sex. Transm. Infect. 2013, 89, 548–552.

14.  Papp, J.R.; Schachter, J.; Gaydos, C.A.; van der Pol, B. Recommendations for the laboratory-based detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae—2014. MMWR Recomm. Rep. 2014, 63, 1–19.

15.  Johnson, R.E.; Newhall, W.J.; Papp, J.R.; Knapp, J.S.; Black, C.M.; Gift, T.L.; Steece, R.; Markowitz, L.E.; Devine, O.J.; Walsh, C.M.; et al. Screening tests to detect Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae infections—2002. MMRW Recomm. Rep. 2002, 11, 1–38.

16.  Robinson, A.J.; Ridgway, G.L. Modern diagnosis and management of genital Chlamydia trachomatis infection. Br. J. Hosp. Med. 1996, 55, 388–393.

17.  Nwokolo, N.C.; Dragovic, B.; Patel, S.; Tong, C.Y.; Barker, G.; Radcliffe, K. 2015 UK national guideline for the management of infection with Chlamydia trachomatis. Int. J. STD AIDS 2016, 27, 251–267.

18.  Marshall, R.; Chernesky, M.; Jang, D.; Hook, E.W.; Cartwright, C.P.; Howell-Adams, B.; Ho, S.; Welk, J.; Lai-Zhang, J.; Brashear, J.; et al. Characteristics of the m2000 automated sample preparation and multiplex real-time PCR system for detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae. J. Clin. Microbiol. 2007, 45, 747–751.

19.  Cheng, A.; Qian, Q.; Kirby, J.E. Evaluation of the Abbott RealTime CT/NG assay in comParison to the Roche Cobas AmplicorCT/NG assay. J. Clin. Microbiol. 2011, 49, 1294–1300.

20.  Chernesky, M.A.; Jang, D.A.; Luinstra, K.; Chong, S.; Smieja, M.; Cai, W.J.; Hayhoe, B.; Portillo, E.; MacRitchie, C.; Main, C.; et al. High analytical sensitivity and low rates of inhibition may contribute to detection of Chlamydia trachomatis in significantly more women by the APTIMA Combo 2 assay. J. Clin. Microbiol. 2006, 44, 400–405.

21.  Ripa, T.; Nilsson, P.A. A Chlamydia trachomatis strain with a 377-bp deletion in the cryptic plasmid causing false negative nucleic acid amplification tests. Sex. Transm. Dis. 2007, 34, 255–256.

22.  Harris, S.R.; Clarke, I.N.; Seth-Smith, H.M.B. Whole genome analysis of diverse Chlamydia trachomatis strains identifies phylogenetic relationships masked by current clinical typing. Nat. Genet. 2012, 44, 413–420.

23.  Samboona, N.; Wan, R.; Ojcius, D.M.; Pettengill, M.A.; Joseph, S.J.; Chang, A.; Hsu, R.; Read, T.D.; Dean, D. Hypervirulent Chlamydia trachomatis clinical strain is a recombinant between lymphogranulkoma venereum (L2) and D lineages. MBio 2011, 2, e00045-11.

24.  Möller, J.K.; Pedersen, L.N.; Persson, K. ComParison of the Abbott RealTime CT new formulation assay with two other commercial assays for detection of wild-type and new variant strains of Chlamydia trchomatis. J. Clin. Microbiol. 2010, 48, 440–443.

25.  Levett, P.N.; Brandt, K.; Olenius, K.; Brown, C.; Montgomery, K.; Horsman, G.B. Evaluation of three automated nucleic acid amplification systems for detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in first-void urine specimens. J. Clin. Microbiol. 2008, 46, 2109–2111.

26.  Schachter, J.; Chow, J.M.; Howard, H.; Bolan, G.; Moncada, J. Detection of Chlamydia trachomatis by nucleic acid amplification testing: Our evaluation suggests that CDC-recommended approaches for confirmatory testing are ill-advised. J. Clin. Microbiol. 2006, 44, 2512–2517.

27.  Black, C.M.; Driebe, E.M.; Howard, L.A.; Fajman, N.N.; Sawyer, M.K.; Girardet, R.G.; Sautter, R.L.; Greenwald, E.; Beck-Sague, C.M.; Unger, E.R.; et al. Multicenter study of nucleic acid amplification tests for detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in children being evaluated for sexual abuse. Pediatr. Infect. Dis. J. 2009, 28, 608–613.

28.  United Kingdom National Guideline on the Management of Sexually Transmitted Infections and Related Conditions in Children and Young People—2010. Available online: http://www.bashh.org/documents/2674.pdf (accessed on 15 June 2016).

29.  Gaydos, C.A.; Cartwright, C.P.; Colaninno, P.; Welsch, J.; Holden, J.; Ho, S.Y.; Webb, E.M.; Anderson, C.; Bertuzis, R.; Zhang, L.; et al. Performance of the Abbott RealTime CT/NG for detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae. J. Clin. Microbiol. 2010, 48, 3236–3243.

30.  Van der Pol, B.; Ferrero, D.; Buck-Barrington, L.; Hook, E.W., III; Lenderman, C.; Quinn, T.; Gaydos, C.A.; Lovchik, J.; Schachter, J.; Moncada, J.; et al. Multicenter evaluation of the BD ProbeTec ET system for the detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae in urine specimens, female endocervical swabs, and male urethral swabs. J. Clin. Microbiol. 2001, 39, 1008–1016.

31.  Wisniewski, C.A.; White, J.A.; Michel, C.E.; Mahilum-Tapay, L.; Magbanua, J.P.V.; Nadala, E.C.B., Jr.; Barber, P.J.; Goh, B.T.; Lee, H.H. Optimal method of collection of first-void urine for diagnosis of Chlamydia trachomatis infection in men. J. Clin. Microbiol. 2008, 46, 1466–1469.

32.  Michel, C.E.; Sonnex, C.; Carne, C.A.; White, J.A.; Magbanua, J.P.; Nadala, E.C., Jr.; Lee, H.H. Chlamydia trachomatis load at matched anatomic sites: Implications for screening strategies. J. Clin. Microbiol. 2007, 45, 1395–1402.

33.  Schachter, J.; McCormack, W.M.; Chernesky, M.A.; Martin, D.H.; van der Pol, B.; Rice, P.A.; Hook, E.W., III; Stamm, W.E.; Quinn, T.C.; Chow, J.M. Vaginal swabs are appropriate specimens for diagnosis of genital tract infections with Chlamydia trachomatis. J. Clin. Microbiol. 2003, 41, 3784–3789.

34.  Dudareva Vizule, S.; Haar, K.; Sailer, A.; Flores, J.A.; Silva-Santisteban, A.; Galea, J.T.; Coates, T.J.; Klausner, J.D.; Caceres, C.F. Prevalence of pharyngeal and rectal Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae infections among men who have sex with men in Germany. Sex. Transm. Infect. 2014, 90, 46–51.

35.  Kent, C.K.; Chaw, J.K.; Wong, W.; Liska, S.; Gibson, S.; Hubbard, G.; Klausner, J.D. Prevalence of rectal, urethral, and pharyngeal chlamydia and gonorrhea detected in 2 clinical settings among men who have sex with men: San Francisco, California, 2003. Clin. Infect. Dis. 2005, 41, 67–74.

36.  Schachter, J.; Moncada, J.; Liska, S.; Shayevich, C.; Klausner, J.D. Nucleic acid amplifications tests in the diagnosis of chlamydial and gonococcal infections of the oropharynx and rectum of men who have sex with men. Sex. Transm. Dis. 2008, 35, 637–642.

37.  Ota, K.V.; Tamari, I.E.; Smieja, M.; Jamieson, F.; Jones, K.E.; Towns, L.; Juzkiw, J.; Richardson, S.E. Detection of Neisseria gonorrhoeae and Chlamydia trachomatis in pharyngeal and rectal specimens using the BD ProbeTec ET system, the Gen-Probe Aptima Combo 2 assay and culture. Sex. Transm. Infect. 2009, 85, 182–186.

38.  Hammerschlag, M.R.; Roblin, P.M.; Gelling, M.; Tsumura, N.; Jule, J.E.; Kutlin, A. Use of polymerase chain reaction for the detection of Chlamydia trachomatis in ocular and nasopharyngeal specimens from infants with conjunctivitis. Pediatr. Infect. Dis. J. 1997, 16, 293–297.

39.  Yang, J.L.; Hong, K.C.; Schachter, J.; Moncada, J.; Lekew, T.; House, J.I.; Zhou, Z.; Neuwelt, M.D.; Rutar, T.; Halfpenny, C.; et al. Detection of Chlamydia trachomatis ocular infection in trachoma-endemic communities by rRNA amplification. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 2009, 50, 90–94.

40.  De Vries, H.J.C.; Zingoni, A.; Kreuter, A.; Moi, H.; White, J.A. 2013 European guideline on the management of lymphogranuloma venereum. J. Eur. Acad. Dermatol. Venereol. 2015, 29, 1–6.

41.  Meyer, T.; Arndt, R.; von Krosigk, A.; Plettenberg, A. Repeated detection of lymphogranuloma venereum caused by Chlamydia trachomatis L2 in homosexual men in Hamburg. Sex. Transm. Infect. 2005, 81, 91–92.

42.  Morre, S.A.; Spaargaren, J.; Fennema, J.S.; de Vries, H.J.; Coutinho, R.A.; Peña, A.S. Real-time polymerase chain reaction to diagnose lymphogranuloma venereum. Emerg. Infect. Dis. 2005, 11, 1311–1312.

43.  Chen, C.Y.; Chi, K.H.; Alexander, S.; Martin, I.M.; Liu, H.; Ison, C.A.; Ballard, R.C. The molecular diagnosis of lymphogranuloma venereum : Evaluation of a real time multiplex polymerase chain reaction test using rectal and urethral specimens. Sex. Transm. Dis. 2007, 34, 451–455.

44.  Quint, K.D.; Bom, R.J.; Bruisten, S.M.; van Doorn, L.J.; Nassir-Hajipour, N.; Melchers, W.J.; de Vries, H.J.; Morre, S.A.; Quint, W.G. ComParison of three genotyping methods to identify Chlamydia trachomatis genotypes in positive men and women. Mol. Cell. Probes. 2010, 24, 266–270.

45.  Van Dommelen, L.; van Tiel, F.H.; Ouburg, S.; Brouwers, E.E.; Terporten, P.H.; Savelkoul, P.H.; Morré, S.A.; Bruggeman, C.A.; Hoebe, C.J. Alarmingly poor performance in Chlamydia trachomatis point-of-care testing. Sex. Transm. Infect. 2010, 86, 355–359.

46.  Nunez-Foreno, L.; Moyano-Ariza, L.; Gaitan-Duarte, H.; Ángel-Müller, E.; Ruiz-Parra, A.; González, P.; Rodríguez, A.; Tolosa, J.E. Diagnostic accuracy of rapid tests for sexually transmitted infections in symptomatic women. Sex. Transm. Infect. 2016, 92, 24–28.

47.  Hislop, J.; Quayyum, Z.; Flett, G.; Boachie, C.; Fraser, C.; Mowatt, G. Systematic review of the clinical effectiveness and cost-effectiveness of rapid point-of-care tests for the detection of genital chlamydia infection in women and men. Health Technol. Assess. 2010, 14.

48.  Van der Helm, J.J.; Sabajo, L.O.A.; Grunberg, A.W.; Morré, S.A.; Speksnijder, A.G.; de Vries, H.J. Point-of-care test for detection of urogenital Chlamydia in women show low sensitivity. A performance evaluation study in two clinics in Surinam. PLoS ONE 2012, 7, e32122.

49.  Hurly, D.S.; Buhrer-Skinner, M.; Badman, S.G.; Bulu, S.; Tabrizi, S.N.; Tarivonda, L.; Muller, R. Field evaluation of the CRT and ACON chlamydia point-of-care tests in a tropical, low-resource setting. Sex. Transm. Infect. 2014, 90, 179–184.

50.  Abbai Shaik, N.S.; Reddy, T.; Govender, S.; Ramjee, G. Poor performance of the Chlamydia Rapid Test device for the detection of asymptomatic infections in South African men: A pilot study. J. Sex. Transm. Dis. 2016.

51.  Gaydos, C.A.; van der Pol, B.; Jett-Gohenn, M.; Barnes, M.; Quinn, N.; Clark, C.; Daniel, G.E.; Dixon, P.B.; Hook, E.W., III; CT/NG Study Group. Performance of the Cephaid CT/NG Xpert rapid test for detection of Chlamydia trachomatis and Neisseria gonorrhoeae. J. Clin. Microbiol. 2013, 51, 1666–1672.

52.  Huang, W.; Gaydos, C.A.; Barnes, M.R.; Jett-Goheen, M.; Blake, D.R. Comparative effectiveness of a rapid point-of-care test for detection of Chlamydia trachomatis among women in a clinical setting. Sex. Transm. Infect. 2013, 89, 108–114.

53.  Pearce, D.M.; Shenton, D.P.; Holden, J.; Gaydos, C.A. Evaluation of a novel electrochemical detection method for Chlamydia trachomatis: Application for point-of-care diagnostics. IEEE Trans. Biomed. Eng. 2011, 58, 755–758.

54.  Krölov, K.; Frolova, J.; Tudoran, O.; Suhorutsenko, J.; Lehto, T.; Sibul, H.; Mäger, I.; Laanpere, M.; Tulp, I.; Langel, Ü. Sensitive and rapid detection of Chlamydia trachomatis by recombinase polymerase amplification directly from urine samples. J. Mol. Diagn. 2014, 16, 127–135.

55.  Morre, S.A.; Munk, C.; Persson, K.; Krüger-Kjaer, S.; van Dijk, R.; Meijer, C.J.; van den Brule, A.J. ComParison of three commercially available peptide-based immunoglobulin G (IgG) and IgA assays to microimmunofluorescence assay for detection of Chlamydia trachomatis antibodies. J. Clin. Microbiol. 2002, 40, 584–587.

56.  Forsbach-Birk, V.; Simnacher, U.; Pfrepper, K.I.; Soutschek, E.; Kiselev, A.O.; Lampe, M.F.; Meyer, T.; Straube, E.; Essig, A. Identification and evaluation of a combination of Chlamydial antigens to support diagnosis of severe and invasive Chlamydia trachomatis infections. Clin. Microbiol. Infect. 2009, 16, 1237–1244.

57.  Jones, C.S.; Maple, P.A.C.; Andrews, N.J.; Paul, I.D.; Caul, E.O. Measurement of IgG antibodies to Chlamydia trachomatis by commercial enzyme immunoassays and immunofluorescence in sera from pregnant women and patients with infertility, pelvic inflammatory disease, ectopic pregnancy, and laboratory diagnosed Chlamydia psittaci/Chlamydia pneumoniae infection. J. Clin. Pathol. 2003, 56, 225–230.

58.  Haralambieva, I.; Iankov, I.; Petrov, D.; Ivanova, R.; Kamarinchev, B.; Mitov, I. Cross-reaction between the genus-specific lipopolysaccharide antigen of Chlamydia spp. and the lipopolysaccharides of Porphyromonas gingivalis, Escherichia coli O119 and Salmonella newington: Implications for diagnosis. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2001, 41, 99–106.

59.  Wang, J.; Zhang, Y.; Lu, C.; Lei, L.; Yu, P.; Zhong, G. A genome-wide profiling of the humoral immune response to Chlamydia trachomatis infection reveals vaccine candidate antigens expressed in humans. J. Immunol. 2010, 185, 1670–1680.

60.  Budrys, N.M.; Gong, S.; Rodgers, A.K.; Wang, J.; Louden, C.; Shain, R.; Schenken, R.S.; Zhong, G. Chlamydia trachomatis antigens recognized in women with tubal factor infertility, normal fertility, and acute infection. Obstet. Gynecol. 2012, 119, 1009–1016.

 

SUMBER:

Thomas Meyer. 2016. Diagnostic Procedures to Detect Chlamydia trachomatis Infections. Microorganisms 2016, 4(3), 25