RSS Feed (xml)
Adjuvant Baru ISPA Meningkatkan Perlindungan Vaksin Penyakit Mulut dan Kuku
RINGKASAN
Penyakit Mulut dan Kuku (FMD) adalah penyakit virus akut yang menyebabkan kerugian ekonomi yang banyak. Vaksin dengan adjuvant murah baru yang menstimulasi respon imun protektif diperlukan dan dapat diuji pada tikus model untuk memprediksi keefektifannya pada sapi. Immunostimulant Particle Adjuvant (ISPA), juga dikenal sebagai adjuvant partikel seperti sangkar (cage-like particle), terdiri dari kotak lipid dipalmitoyl-phosphatidylcholine, kolesterol, sterylamine, alpha-tocopherol, dan saponin QuilA, terbukti meningkatkan perlindungan vaksin rekombinan terhadap Trypanosoma cruzi di tikus model. Dengan demikian, dalam penelitian ini, kami mempelajari efek pada besarnya dan jenis kekebalan yang ditimbulkan pada tikus dan sapi sebagai respons terhadap vaksin berdasarkan virus FMD inaktif (iFMDV) yang diformulasikan dengan ISPA. Ditunjukkan bahwa iFMDV-ISPA menginduksi perlindungan pada tikus terhadap tantangan dan memunculkan respons antibodi spesifik dalam serum, ditandai dengan profil Th1/Th2 yang seimbang.
Pada sapi, titer antibodi mencapai persentase perlindungan yang diharapkan (EPP) lebih tinggi dari 80%. EPP menghitung probabilitas bahwa hewan ternak akan terlindungi terhadap tantangan 10.000 dosis menular sapi setelah vaksinasi. Selain itu, dibandingkan dengan vaksin iFMDV non-adjuvan, iFMDV-ISPA menimbulkan peningkatan respons sel-T spesifik terhadap virus, termasuk produksi limfosit interferon gamma (IFNγ)+/CD8+ yang lebih tinggi pada sapi.
Dalam penelitian ini, kami melaporkan untuk pertama kalinya bahwa vaksin inaktif serotipe A FMDV yang diajukan dengan ISPA mampu menginduksi perlindungan terhadap tantangan dalam tikus model dan meningkatkan respons imun spesifik terhadap virus pada sapi.
PENGANTAR
Foot-and-Mouth Disease (FMD) adalah penyakit vesikel virus akut yang sangat menular, yang menginfeksi hewan berkuku belah termasuk ternak—sapi, babi, domba, kambing, dan kerbau—serta spesies liar—rusa, kijang, liar babi, gajah, jerapah, dan unta (1).
Kerugian ekonomi akibat infeksi Foot-and-Mouth Disease Virus (FMDV) pada sapi dan babi lebih disebabkan oleh kerusakan fisik dan produktif daripada kematian. Memang, tingkat kematian rendah pada hewan dewasa, meskipun seringkali tinggi pada hewan muda karena miokarditis. Namun, bagi negara-negara yang mengekspor hewan dan produknya, sangat terdampak secara ekonomi akibat adanya pembatasan perdagangan internasional (1). Vaksinasi rutin dengan FMDV inaktif (iFMDV) dapat secara signifikan mengurangi dampak ekonomi dari penyakit ini.
FMDV memiliki tujuh serotipe, yang dikenal sebagai A, C, O, Asia, SAT 1, SAT 2, dan SAT 3. Strain yang berbeda digunakan di berbagai negara untuk formulasi vaksin. Serotipe A/Argentina/2001 (A2001), diisolasi pada wabah PMK di Argentina pada tahun 2000, digunakan dalam penelitian ini sebagai pembuktian konsep (2).
Dalam kajian sebelumnya, kami mengembangkan mencit sebagai model percobaan menggunakan FMDV O1 Campos yang terbukti bermanfaat untuk mengevaluasi potensi vaksin FMDV. Meskipun mencit tidak terinfeksi secara alami oleh FMDV, infeksi secara eksperimen dapat dilakukan dengan inokulasi intraperitoneal (ip). Terdapat korelasi antara mencit model dan sapi dalam merespon humoral dan protektif terhadap virus FMD. (3-6)
Vaksin komersial mengandung virus inaktif dan adjuvant untuk meningkatkan respons kekebalan. Adjuvant meningkatkan respons imun yang ditimbulkan terhadap antigen inaktif, mengarahkan respons imun ke profil tertentu, meningkatkan jumlah individu yang merespons, mengurangi jumlah dosis vaksin, dan/atau memungkinkan pencapaian respons imun yang homogen (7).
Sangat penting untuk menemukan adjuvant baru yang memungkinkan pengurangan jumlah virus dalam vaksin dan yang menginduksi respons Th1/Th2. Karakteristik lain yang diinginkan termasuk stabilitas dan biaya rendah. Perangsang kekebalan kompleks (ISCOM) mampu mengembangkan respons imun seimbang Th1/Th2, selain meningkatkan respons sitotoksik (8-11).
ISCOM adalah partikel bulat dengan diameter ~40 nm, terdiri dari fosfolipid, kolesterol, dan saponin, yang dapat mempertahankan antigen melalui interaksi hidrofobik (8, 12). Partikel tersebut telah diterapkan pada pengembangan beberapa vaksin terdaftar untuk aplikasi veteriner (10). Baru-baru ini, telah dijelaskan formulasi partikel seperti sangkar yang mirip dengan salah satu jenis adjuvant ini, ISCOMATRIX®. Partikel itu bernama Immunostimulating Particle Adjuvant (ISPA) dan mengandung dipalmitoyl-phosphatidylcholine (DPPC), kolesterol (CHO), stearylamine (STEA), alpha-tocopherol (TOCO), dan saponin Quil A (11, 13).
Adjuvant ini terbukti melampaui bahan pembantu konvensional dengan meningkatkan respons CD4/CD8 humoral dan seluler (11). Khususnya, telah ditunjukkan bahwa vaksinasi dengan protein transialidase dari Trypanosoma cruzi (mTS) yang diformulasikan dengan ISPA menginduksi peningkatan respon imun humoral dan seluler yang melindungi mencit melawan parasit ini (11, 13). Yang terpenting, persiapan ISPA dapat dengan mudah ditingkatkan.
Dalam penelitian ini, kami melaporkan efek ISPA sebagai adjuvant untuk vaksin FMDV inaktif baik pada tikus model maupun pada sapi.
BAHAN DAN METODE
Hewan
Semua percobaan yang melibatkan penggunaan hewan dilakukan sesuai dengan Manual Etika Institut Teknologi Pertanian Nasional (INTA) “Panduan Penggunaan dan Perawatan Hewan Percobaan,” di bawah protokol nomor 24/2016.
Dalam penelitian ini telah digunakan tikus BALB / c jantan, berusia 8-12 minggu dari Universitas La Plata, Argentina dan anak sapi seronegatif terhadap FMDV dengan uji ELISA, berumur 8-10 bulan.
Virus
Binary ethylenimine (BEI)-iFMDV A/Argentina/2001 serotipe (disediakan oleh Biogenesis Bago, Buenos Aires, Argentina) digunakan untuk uji ELISA dan formulasi vaksin percobaan. Serotipe A/Argentina/2001 yang menular, yang diperoleh dari Layanan Kesehatan Hewan Nasional Argentina (SENASA), digunakan untuk virus tantang. Semua percobaan yang menggunakan “virus yang bisa menular” dilakukan di fasilitas BSL-4 WOAH (Organisasi Kesehatan Hewan Dunia) di Institut Virologi, INTA.
Dosis Infeksi FMDV untuk Uji Tantang
Untuk memilih dosis infektif FMDV, serotipe A, 4 kelompok tikus masing-masing diinokulasi secara intraperitoneal (ip) dengan 500 μL 101,5 TCID50/mL, 102,5 TCID50/mL, atau 103,5 TCID50/mL kemudian dipantau adanya viremia pada 24, 48, dan 72 jam pasca infeksi (hpi) seperti yang dijelaskan dalam Quattrocchi dkk. (5). Secara singkat, sampel darah heparin yang diambil pada hpi yang berbeda dituangkan ke sel BHK-21 monolayer yang tumbuh pada pelat 48-sumur dan diinkubasi pada suhu 37 ° C dalam atmosfer 5% CO2. Kemudian, sel monolayer dicuci dua kali dengan saline fosfat-buffered (PBS) steril. D-MEM segar ditambah dengan 2% fetal calf serum (FCS) ditambahkan dan sel diinkubasi selama 48 jam pada suhu 37°C dalam 5% CO2. Hewan dianggap terinfeksi jika lapisan sel monoleyer menunjukkan efek sitopatik setelah dipasase secara buta. Tanda-tanda klinis, termasuk apatis, bulu acak-acakan, gangguan pernapasan, mata berair, dan penurunan berat badan, dipantau setiap hari dari 0 hingga 96 hpi. Dosis infektif 10 2,5 TCID50 dipilih dari hasil percobaan ini.
Dosis FMDV yang Dinonaktifkan untuk Formulasi Vaksin
Untuk memilih dosis vaksin iFMDV, disiapkan pengenceran FMDV yang tidak aktif dalam PBS yang mengandung 1, 0,5, 0,3, atau 0,1 μg dalam volume akhir 0,2 mL. Kelompok mencit (n = 8) diinokulasi secara subkutan (sc) dengan formulasi ini dan ditantang dengan injeksi ip 10 2,5 TCID50/mL FMDV menular, serotipe A2001, setelah 21 hari pascavaksinasi (dpv). Dua puluh empat jam kemudian, adanya viremia dievaluasi seperti yang dijelaskan sebelumnya. Hewan dianggap terlindungi jika viremia tidak ada pada saat diuji, seperti yang ditetapkan dalam penelitian sebelumnya (4-6, 14-16). Persentase perlindungan dihitung sebagai 100x (mencit yang dilindungi/ditantang). Dosis 0,3 μg iFMDV dipilih dari hasil yang diperoleh karena induksi 50% perlindungan dan efek tambahan dapat dideteksi.
Produksi ISPA
Adjuvant ISPA terdiri dari alpha-tocopherol (TOCOP), phosphatidylcholine (DPPC), sterylamine (STEA), kolesterol (CHOL), dan QuilA saponin. Partikel ISPA memiliki struktur seperti sangkar dengan ukuran 73,0 ± 1,5 nm yang dinilai dengan hamburan cahaya dinamis. Pertama, liposom disiapkan dengan proporsi akhir TOCOP: 0,00074% (0,017 mM), DPPC: 0,320% (4,35 mM), STEA: 0,0216% (0,8 mM), dan CHOL: 0,143% (3,70 mM). Suspensi kemudian diekstrusi melalui membran berpori 50 nm dan larutan saponin QuilA dalam buffer asetat ditambahkan ke liposom (6,5 mg/300 μL per mL liposom) dan diekstrusi melalui membran berpori 50 nm (11, 13 ).
Formulasi Vaksin dan Eksperimen Vaksinasi
Vaksin yang akan diterapkan pada tikus diformulasikan dengan (1) 0,3 μg iFMDV dalam PBS (iFMDV) atau (2) 0,3 μg iFMDV dalam PBS dicampur dengan 6 μL ISPA (iFMDV–ISPA), dalam volume akhir 0,2 ml/dosis. Mencit BALB/c diimunisasi dengan (1) iFMDV (n = 5), (2) iFMDV–ISPA (n = 5), (3) vaksin komersial (n = 5), (4) 6 μL ISPA (n = 2), atau (5) PBS (n = 2) dengan rute sc. Mencit ditantang pada 21 dpv seperti yang dijelaskan sebelumnya.
Vaksin yang digunakan pada sapi diformulasikan dengan (1) 12 μg iFMDV dalam PBS, menurut Mattion et al. (2), atau (2) formulasi yang sama dengan 1 mL ISPA, dalam volume akhir 2 mL/dosis. Sapi (n = 4, per kelompok) divaksinasi sc pada hari ke 0 dan 48 sebagai berikut: (1) iFMDV, (2) ISPA–iFMDV, atau (3) vaksin komersial. Vaksin komersial terdiri dari emulsi tunggal air dalam minyak yang mengandung O1/Campos, A24/Cruzeiro, A/Arg/2000, dan A/Arg/2001 iFMDV dan disediakan oleh Biogénesis Bagó.
Pengukuran Total IgG dan Isotipe Terhadap FMDV dengan Sandwich ELISA
Total antibodi (Ab) terhadap FMDV dinilai dengan ELISA seperti yang dijelaskan sebelumnya. (3-5) Secara singkat, pelat Greiner Microlon® dilapisi ON pada suhu 4°C dengan serum kelinci anti-FMDV dalam buffer karbonat-bikarbonat, pH 9,6. Setelah tiga langkah pencucian, pelat diblokir selama 30 menit pada suhu 37°C dengan larutan penghambat polivinilpirolidon dalam kasus serum tikus (0,5 M NaCl/0,01 M penyangga fosfat/0,05% Tween-20/1 mM EDTA/1% polivinilpirolidon 30– 40 K, pH 7,2) atau dengan PBS/10% FCS dalam kasus serum sapi. Pengenceran optimal FMDV yang tidak aktif ditambahkan dalam larutan pemblokiran. Pelat diinkubasi pada suhu 37 ° C selama 30 menit.
Kemudian, sera tikus yang diencerkan secara seri (1:4) atau sera sapi (1:5) dalam larutan pemblokiran ditambahkan. Setelah 1 jam 20 menit inkubasi pada suhu kamar, piring dicuci dan pengenceran optimal horseradish peroxidase (HRP)-conjugated anti-mouse IgG (H+L) (KPL®), HRP-conjugated anti-mouse isotypes (Southern Biotech, Birmingham, AL, USA), antibodi IgG anti-sapi kambing berlabel HRP (KPL®), atau antibodi IgG1 atau IgG2 anti-sapi kambing berlabel HRP (KPL®) ditambahkan. Pelat diinkubasi selama 1 jam pada suhu kamar dan kemudian dicuci. Ortho-phenylene-diamine (1,2-benzenediamine) dihydrochloride (Sigma Aldrich, St. Louis, MO, USA) (OPD)/H2O2 digunakan sebagai substrat peroksidase. Reaksi dihentikan dengan menggunakan 1,25 M H2SO4 dan A492 diukur dalam microplate reader absorbansi. Sera kontrol positif dan negatif dimasukkan ke dalam setiap cawan. Cut-off ditetapkan sebagai rata-rata nilai sera negatif (n = 10) ditambah dua standar deviasi.
Pengukuran Total Antibodi Spesifik FMDV dengan Liquid-Phase ELISA
Tes ELISA fase cair digunakan menurut Hamblin dkk. (17), dengan modifikasi (1). Secara singkat, pelat Greiner Microlon® dilapisi semalaman pada suhu 4°C dengan serum kelinci anti-FMDV yang diencerkan hingga konsentrasi optimal dalam buffer karbonat-bikarbonat, pH 9,6. Setelah dicuci dengan 0,05% Tween-20/phosphate buffered saline (PBST), pelat diblokir dengan PBST/1% ovalbumin (blocking buffer) selama 30 menit pada suhu 37°C. Sera mencit atau sapi diencerkan secara serial (1:10) dalam buffer pemblokiran dalam tabung terpisah dan sejumlah FMDV inaktif ditambahkan. Setelah 1 jam inkubasi pada suhu 37°C dengan pengocokan, campuran virus-antibodi dipindahkan ke pelat tersebut, dan diinkubasi selama 1 jam pada suhu 37°C.
Pengenceran serum anti-FMDV marmot yang optimal dalam PBS/2% serum sapi normal/2% serum kelinci normal ditambahkan untuk deteksi, diikuti dengan 1 jam inkubasi pada suhu 37°C. Pelat dicuci dan serum IgG (Jackson ImmunoResearch, West Grove, PA, USA) terkonjugasi peroksidase yang diencerkan dalam buffer yang sama ditambahkan, diikuti dengan 1 jam inkubasi pada suhu 37°C. OPD/H2O2 digunakan sebagai substrat peroksidase seperti yang dijelaskan sebelumnya dan A492 diukur dalam pembaca pelat mikro. Sera referensi sapi positif kuat, positif lemah, dan negatif dimasukkan dalam setiap tes untuk validasi. Titer antibodi dinyatakan sebagai logaritma negatif dari pengenceran serum tertinggi yang menyebabkan penghambatan perkembangan warna lebih tinggi dari 50% pada nilai rata-rata sampel kontrol.
Titer Antibodi Netralisasi
Sampel serum diperiksa untuk antibodi netralisasi anti-FMDV seperti yang dijelaskan sebelumnya (16). Secara singkat, seri pengenceran komplemen serum yang tidak aktif diinkubasi selama 1 jam pada suhu 37°C dengan 100 TCID50 FMDV infektif. Kemudian campuran virus-serum dituangkan pada monoleyer sel BHK-21. Setelah 40 menit pada suhu 37°C, DMEM/2% FCS (baru) ditambahkan ke sel monoleyer, yang diinkubasi pada suhu 37°C, dalam atmosfer 5% CO2. Efek sitopatik diamati setelah 48 jam.
Uji Limfoproliferasi
Splenosit mencit diperoleh 21 hari setelah imunisasi. Hewan dibius dan ditidurkan dengan dislokasi serviks dan limpa diangkat.
Sel Mononuklear Darah Perifer Sapi (PBMC) diperoleh seperti yang dijelaskan sebelumnya (18) dengan sentrifugasi darah sapi dalam gradien Ficoll-Paque ™ plus (GE Healthcare, Chicago, IL, USA).
Splenosit mencit atau PBMC diberi label dengan 3 μM carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester (CFSE) dalam PBS selama 30 menit pada suhu 37°C. Sel berlabel ditambahkan ke pelat 96-sumur (5 × 105 sel/sumur) dalam media RPMI 1640 lengkap yang ditambah dengan 10% FCS dan 50 mM 2-mercaptoethanol dan distimulasi dengan (1) tiruan, (2) 2,5 μg/mL iFMDV, atau (3) 5 μg/mL concanavalin A (Sigma Aldrich) sebagai kontrol positif. Sel diinkubasi pada suhu 37 ° C dalam atmosfer 5% CO2 selama 4 hari, kemudian ditambahkan paraformaldehyde 0,2% dan proliferasi sel dianalisis dengan flow cytometry menggunakan FACSCalibur® (Becton Dickinson, San Jose, CA, USA) dan Flowing Software (Turku Pusat Bioteknologi, Finlandia). Hasil dinyatakan sebagai proliferasi delta dan dihitung sebagai perbedaan antara persentase sel yang berproliferasi yang dirangsang dengan virus yang tidak aktif dan persentase sel yang berproliferasi tanpa rangsangan.
Pewarnaan Permukaan dan Intracytoplasmatic untuk Deteksi Sel Penghasil IFN-γ
PBMC diinkubasi dalam media RPMI 1640 lengkap yang dilengkapi dengan 10% FCS dan 50 mM 2-mercaptoethanol dan distimulasi dengan (1) mock, (2) 2,5 μg/mL iFMDV, atau (3) 5 μg/mL concanavalin A ( Sigma Aldrich, St. Louis, MO, USA) sebagai kontrol positif. Sel diinkubasi selama 18 jam di hadapan brefeldin A (BD GolgiPlug ™) (sesuai dengan rekomendasi pabrikan). Setelah dicuci, sel difiksasi dalam 0,5% paraformaldehida dan diserap dengan saponin (0,1% dalam PBS). Sel yang meresap diinkubasi selama 20 menit di RT dengan Alexa Flour 647 anti-bovine interferon gamma (INF-γ; clone CC302, AbD Serotec, Oxford, UK) atau antibodi kontrol yang cocok dengan isotipe. Setelah 20 menit, sel dicuci dua kali dan diwarnai selama 30 menit pada suhu 4 ° C dengan anti-bovine CD4, clone CC8 (AbD Serotec) plus FITC anti-bovine IgG (polyclonal, Jackson ImmunoResearch); PE anti sapi CD 8 (klon CC63, Bio-Rad) atau FITC anti sapi WC1 (klon CC15, AbD Serotec). Sel kemudian dicuci dan difiksasi dengan paraformaldehyde 0,2%. Flow cytometry dilakukan dalam BD FacsCalibur dan dianalisis dengan Flowing Software (Pusat Bioteknologi Turku, Finlandia).
Analisis statistik
Program GraphPad InStat® (GraphPad, San Diego, AS) digunakan. Perbedaan antar kelompok dianalisis dengan menggunakan uji non-parametrik Kruskal-Wallis, diikuti dengan uji Mann-Whitney U untuk perbandingan antara dua kelompok. A p <0,05 dianggap sebagai indikator perbedaan yang signifikan.
HASIL-HASIL
Pemilihan Dosis Infektif untuk Viral Challenge pada Tikus
Model murine yang dikembangkan sebelumnya untuk pengujian vaksin FMDV serotipe O disesuaikan dalam penelitian ini menjadi serotipe A (3-5,19). Dengan tujuan memilih dosis tantangan virus, tikus yang tidak divaksinasi diinokulasi dengan dosis infektif virus FMDV yang berbeda (101,5, 102,5, atau 103,5 TCID50 FMDV infeksius/mL) dan viremia dinilai pada 24, 48, dan 72 hpi. Mencit juga diperiksa tanda klinisnya sampai 96 hpi. Semua tikus yang diinokulasi dengan 102,5 atau 103,5 TCID50 FMDV/mL menular, tetapi hanya 80% dari mereka yang diinokulasi dengan 101,5 TCID50 FMDV/mL menular, menunjukkan viremia positif pada semua titik waktu yang diteliti (Gambar 1A). Kelangsungan hidup adalah 100% pada 24 dan 48 hpi dengan semua dosis yang digunakan. Pada 72 hpi, satu tikus dari kelompok yang diinokulasi dengan 103,5 TCID50/mL mati, dan pada 96 hpi, masing-masing satu tikus dari kelompok 102,5 TICD50/mL dan 103,5 TICD50/mL mati (Gambar 1B). Seperti yang ditunjukkan pada Tabel 1, tanda-tanda klinis mulai muncul pada 24 hpi pada tikus yang diinokulasi dengan 102,5 TCID50/mL dan 103,5 TCID50/mL dan pada 48 hpi, semua hewan dalam kelompok ini menunjukkan tanda-tanda, termasuk apatis, bulu acak-acakan, dan lain-lain. Sebaliknya, tidak ada tikus yang terinfeksi 101,5 TCID50/mL yang menunjukkan tanda-tanda klinis yang dapat diamati setiap saat pada percobaan.
GAMBAR 1
TABEL 1
Tabel 1. Tanda-tanda klinis pada mencit yang diinokulasi dengan dosis serotipe FMDV A/Argentina/2001 yang berbeda.
Mempertimbangkan hasil ini, dosis 102,5 TICD50/mL infeksius FMDV serotipe A dan titik waktu 24 hpi yang dipilih, masing-masing, untuk melakukan dan menilai uji tantangan virus.
Pemilihan Dosis iFMDV untuk Formulasi Vaksin Dengan ISPA Sebagai Adjuvant
Untuk menganalisis efek modulasi adjuvant ISPA pada respons imun, pertama kali dipilih dosis FMDV yang tidak aktif yang mampu menginduksi perlindungan 50%. Untuk tujuan ini, tikus divaksinasi dengan 1, 0,5, 0,3, atau 0,1 μg iFMDV di PBS dan pada 21 dpv ditantang dengan FMDV yang menular, serotipe A. Efek perlindungan yang bergantung pada dosis diamati (Gambar 2A), serta a seiring penurunan titer antibodi dengan penurunan jumlah virus (Gambar 2B). Lima puluh persen tikus yang divaksinasi dengan 0,3 μg iFMDV terlindungi dari tantangan virus, jadi dosis ini dipilih untuk formulasi vaksin.
GAMBAR 2
Kelompok tikus (n = 8) divaksinasi dengan 1, 0,5, 0,3, atau 0,1 μg iFMDV dalam PBS dan ditantang dengan virus infektif setelah 21 dpv. ( A ) Persentase hewan yang dilindungi pada tantangan virus. Grup 0 sesuai dengan hewan yang diinokulasi dengan PBS. Hewan dianggap terlindungi jika viremia tidak ada pada 24 jam pasca tantangan. Persentase perlindungan dihitung sebagai 100x (jumlah hewan yang divaksinasi tanpa viremia/jumlah hewan yang divaksinasi). (B) Antibodi terhadap FMDV yang ditimbulkan oleh vaksinasi dengan jumlah iFMDV berbeda yang diukur dengan ELISA pada 21 dpv.
Vaksin iFMDV–ISPA Memberikan Perlindungan Total Terhadap FMDV pada Tikus Dengan Imunisasi Dosis Tunggal
Kemanjuran (efikasi) perlindungan dari dimasukkannya ISPA sebagai adjuvant dalam vaksin iFMDV (iFMDV-ISPA) diuji pada tikus. Kelompok tikus divaksinasi dengan iFMDV, iFMDV-ISPA, vaksin komersial (Biogénesis Bagó), ISPA, atau PBS (kontrol negatif) dan ditantang dengan FMDV infektif pada 21 dpv (Gambar 3). Khususnya, sementara perlindungan dengan iFMDV saja dicapai pada 40% tikus, penyertaan ISPA dalam formulasi meningkatkan tingkat perlindungan hingga 100% seperti halnya vaksin komersial. Hewan dalam kelompok yang divaksinasi tiruan yang diinokulasi dengan ISPA atau PBS tidak terlindungi, menunjukkan bahwa tantangan virus dilakukan dengan benar.
GAMBAR 3
Antibodi FMDV Spesifik Murine dan Antibodi Penetralisasi Meningkat Saat ISPA Digunakan sebagai Adjuvant.
Respons antibodi (Ab) yang ditimbulkan oleh iFMDV, iFMDV-ISPA, vaksin komersial, ISPA, dan PBS dievaluasi pada 14 dan 21 dpv. Total titer FMDV Abs spesifik secara signifikan lebih tinggi (p <0,001) yang diukur dengan ELISA fase cair pada kelompok iFMDV-ISPA dibandingkan dengan kelompok iFMDV (Gambar 4A). Yang penting, ketika tes netralisasi virus (VNT) diterapkan, titer antibodi penawar pada 21 dpv secara signifikan lebih tinggi pada kelompok iFMDV-ISPA dibandingkan dengan kelompok iFMDV (1,6 ± 0,1 vs 0,95 ± 0,05, p <0,001). Titer Ab penetral pada kelompok iFMDV-ISPA mirip dengan yang ada pada kelompok vaksin komersial (Tabel 2). Kadar ab pada kelompok iFMDV-ISPA serupa dengan yang ada pada kelompok vaksin komersial.
GAMBAR 4
Titer antibodi spesifik FMDV diukur dengan (A) ELISA fase cair pada 14 dan 21 dpv. Setiap bilah mewakili rata-rata (n = 5) Ab titer ± SD di setiap kelompok. ( B ) Profil isotipe hewan yang divaksinasi pada 21 dpv. Data dinyatakan sebagai mean Ab titer ± SD. *** p <0,001; ** p <0,01; * p <0,05.
Tabel 2
Tabel 2. Titer antibodi penetral virus (VNT) pada tikus pada 21 dpv dengan vaksin berbeda.
Analisis profil isotipe pada 21 dpv menunjukkan bahwa kelompok iFMDV-ISPA mencapai titer IgG1 dan IgG2a yang lebih tinggi (masing-masing p <0,05 dan p <0,001) daripada kelompok iFMDV, dan profilnya serupa dengan kelompok vaksin komersial (Gambar 4B). Titer IgG2b juga lebih tinggi pada kelompok iFMDV-ISPA dibandingkan pada kelompok iFMDV (p <0,001). Akhirnya, terdapat titer IgG3 yang secara signifikan lebih tinggi (p <0,001) pada kelompok iFMDV-ISPA dibandingkan pada kelompok iFMDV dan kelompok vaksin komersial.
Imunisasi Dengan iFMDV–ISPA Menginduksi Respon Imun Seluler Spesifik Terhadap FMDV pada Mencit
Pada 21 dpv, tingkat stimulasi sel T spesifik FMDV secara signifikan lebih tinggi pada splenosit yang berasal dari mencit yang diimunisasi dengan iFMDV-ISPA (p <0,01) atau dengan vaksin komersial (p <0,05) daripada yang berasal dari iFMDV, ISPA, atau PBS mencit yang diinokulasi (Gambar 5).
GAMBAR 5
Hewan divaksinasi dengan iFMDV, ISPA-iFMDV, ISPA, atau PBS. Respons proliferatif splenosit setelah stimulasi dengan iFMDV diukur dengan hilangnya CFSE. Hasil dinyatakan sebagai perbedaan (Δ%) antara persentase splenosit yang berproliferasi yang distimulasi dengan virus yang tidak aktif dan persentase splenosit yang berproliferasi tanpa rangsangan. ** p <0,01; * p <0,05.
Vaksin iFMDV–ISPA Menginduksi Peningkatan Abs FMDV pada Sapi
Setelah hasil yang menjanjikan diperoleh dalam tikus model, kemanjuran kekebalan dari vaksin iFMDV-ISPA dipelajari pada sapi, inang alami dari virus tersebut.
Anak sapi negatif serologis FMDV (n = 4 per kelompok) diinokulasi (pada hari ke 0 dan 48) dengan iFMDV (12 μg) atau iFMDV (12 μg) -ISPA, vaksin komersial (pada hari ke 0) atau PBS (kontrol negatif).
Pada 30 dpv, anak sapi yang divaksinasi dengan iFMDV-ISPA menunjukkan peningkatan respons humoral spesifik yang ditimbulkan dibandingkan dengan individu yang divaksinasi dengan iFMDV saja (p <0,05), ketika diukur dengan ELISA fase cair (Gambar 6A).
GAMBAR 6
Gambar 6. Respon humoral yang ditimbulkan pada sapi dengan berbagai vaksin.
Titer antibodi spesifik FMDV diukur dengan ELISA fase cair. ( A ) Setiap bilah mewakili rata-rata Ab titer ± SEM (n = 4) pada 15, 30, 48, dan 76 dpv. (B) Profil isotipe pada 30 dpv, dinyatakan sebagai titer Ab rata-rata ± SD. * p <0,05.
Seperti yang ditunjukkan pada Gambar 6B, pada 30 dpv, vaksin iFMDV-ISPA menginduksi tingkat antibodi isotipe IgG1 yang jauh lebih tinggi terhadap FMDV daripada vaksin iFMDV (p <0,05). Selain itu, titer IgG2 juga menunjukkan perbedaan yang signifikan (p <0,05) antar kelompok. Tidak ada perbedaan yang signifikan secara statistik dalam profil isotipe pada iFMDV-ISPA dan kelompok vaksin komersial.
Hasil VNT pada 30 dpv juga menunjukkan peningkatan yang signifikan (p <0,05) pada titer Ab pada kelompok iFMDV-ISPA dibandingkan dengan kelompok iFMDV (Tabel 3). Namun, pada 48 dpv, penurunan titer Ab total dan penetral diamati pada kelompok iFMDV-ISPA. Karena penurunan VNT, dosis kedua diberikan pada sapi, yang menghasilkan peningkatan (p <0,05) pada 76 dpv dalam titer Abs seroneutralisasi pada kelompok iFMDV-ISPA dibandingkan dengan kelompok iFMDV. Hebatnya, nilai VNT ini serupa dengan VNT yang diinduksi oleh kelompok vaksin komersial. Nilai-nilai ini dikaitkan dengan 80% Persentase yang Diharapkan os Perlindungan (20). EPP menghitung probabilitas bahwa ternak akan terlindungi dari tantangan 10.000 dosis infeksi sapi setelah vaksinasi (1).
TABEL 3
Imunisasi Dengan iFMDV–ISPA Menginduksi Respon Imun Seluler Spesifik Terhadap FMDV pada Sapi
Ketika PBMC dari anak sapi yang divaksinasi distimulasi dengan iFMDV, respon limfoproliferatif yang meningkat secara signifikan (p <0,001) terbukti pada iFMDV-ISPA dibandingkan dengan iFMDV (Gambar 7A). Tidak ada perbedaan signifikan yang terdeteksi antara kelompok iFMDV-ISPA dan kelompok vaksin komersial (p = 0,075).
GAMBAR 7
(A) Respons proliferatif limfosit setelah stimulasi dengan serotipe iFMDV, A / Arg / 2001, diukur dengan hilangnya CFSE. Perbedaan (Δ%) dihitung sebagai (% PBMC yang berkembang biak distimulasi dengan virus yang tidak aktif—% PBMC yang berkembang biak tanpa rangsangan).
(B) Persentase sel T CD8+/IFNγ+ atau CD4+/IFNγ+ dalam PBMC sapi yang diimunisasi dengan iFMDV atau iFMDV–ISPA, pada 76 dpv. *** p <0,001; ** p <0,01; * p <0,05.
Di sisi lain, ketika limfosit diwarnai dengan anti-bovine CD4, anti-bovine CD8, dan anti-bovine INF-γ dan kemudian dipelajari dengan flow cytometry, persentase limfosit IFNγ+/CD8+ dari anak sapi yang divaksinasi iFMDV–ISPA lebih tinggi daripada pada hewan yang divaksinasi dengan iFMDV saja (p <0,05) (Gambar 7B). Mengenai limfosit CD4+, kecenderungan peningkatan produksi IFNy juga diamati pada kelompok iFMDV-ISPA dibandingkan dengan kelompok iFMDV, walaupun perbedaannya tidak signifikan secara statistik (p = 0,72).
Di sisi lain, pada 76 dpv, tidak ada perbedaan yang signifikan secara statistik dalam jumlah sel T γδ atau sel T IFN+/γδ dalam imunisasi iFMDV–ISPA sehubungan dengan anak sapi yang diimunisasi iFMDV (data tidak ditampilkan).
DISKUSI
Dalam penelitian ini, kami menggunakan model tikus untuk menguji kapasitas formulasi iFMDV yang mengandung partikel mirip sangkar baru (ISPA), sebagai adjuvan generasi baru, untuk memperoleh respons imun protektif dan spesifik terhadap FMDV. Hasil profil respon imun imunologi yang diperoleh pada model murine dikonfirmasi pada pedet.
Dalam Tikus model, semua hewan yang divaksinasi dengan iFMDV-ISPA dilindungi dari tantangan virus homolog sementara persentase perlindungan yang diinduksi oleh vaksin iFMDV yang tidak disesuaikan lebih rendah. Individu yang divaksinasi dengan ISPA saja tidak terlindungi dari tantangan virus, menunjukkan bahwa respons protektif sesuai dengan respons adaptif terhadap virus dan bukan karena mekanisme kekebalan bawaan yang diinduksi oleh adjuvant.
Total antibodi dan seronetralisasi terhadap FMDV meningkat secara signifikan pada mencit yang menerima iFMDV-ISPA dibandingkan dengan kelompok yang divaksinasi dengan iFMDV saja. Hasil ini berkorelasi dengan perlindungan yang diinduksi pada tantangan. Patut dicatat bahwa titer antibodi netralisasi menunjukkan korelasi yang baik dengan tingkat perlindungan, memperkuat gagasan bahwa mereka adalah refleksi in vitro dari respon imun yang terjadi secara in vivo (1, 21, 22).
Selain itu, semua isotipe IgG spesifik meningkat pada kelompok iFMDV-ISPA dibandingkan dengan kelompok yang divaksinasi dengan iFMDV saja, rasio IgG2a-b/IgG1 juga lebih tinggi. Telah dilaporkan bahwa makrofag murine dapat memiliki aksi klarifikasi virus dengan melengkapi isotipe IgG2a, IgG2b, dan IgG3 (5, 21, 23). Reseptor FcγI (FcγRI), diekspresikan dalam sel dendritik, monosit dan makrofag berikatan dengan isotipe ini (24, 25). Menurut Klaus et al. (26) dan Kipps dkk. (27), IgG2a dan IgG2b adalah isotipe yang paling efektif dalam aktivasi komplemen serta dalam respons imun seluler yang dimediasi antibodi. Menggunakan model murine untuk mengevaluasi kualitas vaksin FMDV, Gnazzo et al. (6) melaporkan bahwa perlindungan vaksin dikaitkan tidak hanya dengan tingkat antibodi FMDV total tetapi juga dengan rasio IgG2b/IgG1 dan aviditas sera. Selain itu, telah dilaporkan bahwa mencit yang diinokulasi dengan iFMDV ditambah beberapa adjuvant menghasilkan profil IgG pelengkap yang berkorelasi dengan perlindungan pada tantangan FMDV (3, 28).
Ketika respons seluler spesifik terhadap virus dipelajari, respons limfoproliferatif yang meningkat terbukti pada mencit yang diimunisasi dengan iFMDV-ISPA. Hasil ini menunjukkan bahwa adjuvant ISPA meningkatkan respon imun adaptif terhadap FMDV, mencapai hasil yang serupa dengan yang diperoleh dengan vaksin komersial. Ostrowski dkk. (29) dan Langellotti et al. (30) melaporkan bahwa vaksinasi mencit dengan FMDV yang tidak aktif menginduksi respons sel-T dan telah terbukti meningkatkan jumlah CD8+ di limpa. Selain itu, formulasi ISPA-iFMDV memicu proliferasi dan produksi IFNγ dalam limfosit T CD4+ dan CD8+ spesifik FMDV (data tidak ditampilkan). Telah dijelaskan dengan baik bahwa IFN-γ terlibat dalam saklar isotipe imunoglobulin, yang menyebabkan peningkatan tipe IgG2a dan IgG2b (31). Hasil ini sesuai dengan tingginya tingkat IgG2a dan IgG2b yang diperoleh dan tingkat perlindungan yang diamati pada kelompok iFMDV-ISPA. Penelitian sebelumnya menjelaskan bahwa ISCOM meningkatkan presentasi silang dendritik (9, 32-34). Data ini menunjukkan bahwa iFMDV yang diajukan dengan ISPA menghasilkan respons seluler yang kuat, sesuai dengan laporan penelitian sebelumnya yang menggunakan partikel mirip sangkar.
Mirip dengan apa yang diamati pada mencit, formulasi iFMDV-ISPA menghasilkan peningkatan titer antibodi anti-FMDV pada anak sapi dibandingkan dengan vaksin iFMDV saja. Selain itu, hewan yang diimunisasi dengan iFMDV–ISPA menunjukkan titer VNT yang serupa dengan hewan yang diimunisasi dengan vaksin komersial yang disetujui oleh SENASA untuk vaksinasi di Argentina. Patut diperhatikan, vaksin komersial mengandung FMDV serotipe A24/Cruzeiro, A/A2001, O1 Campos, dan A/Arg2000, yang semuanya mengandung epitop yang berpartisipasi dalam respons imun terhadap FMDV.
Pada sapi, banyak penelitian menunjukkan korelasi antara titer antibodi terhadap FMDV yang ditimbulkan oleh vaksinasi dan perlindungan in vitro dan in vivo pada tantangan virus eksperimental. Korelasi ini telah memungkinkan estimasi Perlindungan Persentase yang Diharapkan untuk infeksi homolog menggunakan titer α-FMDV Ab sistemik yang diukur dengan ELISA fase cair atau seroneutralisasi virus (19; 21; 1). Titer Ab anti-FMDV total dan penetral yang dicapai dalam kelompok iFMDV-ISPA sesuai dengan EPP di atas 80% (35, 36). Yang penting, vaksin inaktif yang dapat diterima harus menginduksi 75% perlindungan pada sapi (1). Selain itu, pada sapi, titer isotipe IgG1 dan IgG2 lebih tinggi ketika ISPA dimasukkan sebagai adjuvant dalam vaksin iFMDV. Makrofag dan neutrofil sapi memiliki reseptor imunoglobulin yang dapat diikat oleh IgG2 (37). Namun, terdapat laporan di mana titer IgG1 yang tinggi terkait dengan perlindungan yang tinggi terhadap tantangan FMDV (38, 39). IgG1 terlibat dalam opsonisasi patogen dan seronetralisasi pada sapi. Peran khusus dari masing-masing isotipe IgG sapi dalam respons terhadap FMDV belum dikarakterisasi secara mendalam. Selain itu, rasio IgG1/IgG2 > 1 terkait dengan proteksi FMDV dan digunakan sebagai parameter proteksi ketika VNT rendah (39, 40).
Mengenai respons seluler, stimulasi sel T in vitro secara signifikan lebih tinggi pada PBMC sapi dari kelompok iFMDV-ISPA daripada kelompok iFMDV. Selain itu, produksi IFNγ meningkat pada PBMC CD8+ yang berasal dari sapi yang diimunisasi iFMDV–ISPA. Jadi, kami di sini menunjukkan bahwa vaksin ISPA-FMDV menginduksi respon imun seluler pada sapi ini dengan menginduksi sekresi IFNγ dan meningkatkan proliferasi PBMC spesifik virus. Selain itu, IgG1 biasanya diambil sebagai parameter aktivasi respon imun seluler (41, 42).
Peran respons imunitas seluler FMDV pada spesies target, seperti sapi, masih belum jelas, walaupun banyak laporan menunjukkan relevansinya untuk melawan infeksi. Dengan cara ini, respons antivirus yang dimediasi sel-T spesifik telah diamati pada sapi setelah infeksi atau vaksinasi (43-45). Selain itu, vaksinasi FMDV menginduksi respons sel T yang cepat, dan proliferasi sel T CD4+ spesifik FMDV telah terdeteksi sejak 7 dpv (46). Sel-sel T-helper diperlukan untuk induksi peralihan isotipe untuk menghasilkan antibodi berafinitas tinggi dan untuk mencapai respons penetralan protektif terhadap vaksinasi dengan iFMDV (47). Di sisi lain, respon imun yang dimediasi sel T CD8+ terhadap FMDV telah dilaporkan pada babi (45, 48, 49) dan sapi (43, 50, 51).
Vaksinasi dengan vaksin iFMDV konvensional menginduksi sirkulasi memori sel T CD8+ yang, dengan stimulus yang tepat, dapat diperluas dan bersifat sitotoksik (51). Stenfeld dkk. (52) mendemonstrasikan peran respons CTL dalam mencegah status pembawa FMDV pada sapi yang divaksinasi. Selain itu, persentase limfosit CD4+ dan rasio CD4/CD8 setelah vaksinasi dapat menjadi parameter untuk memilih pejantan muda dengan respon imun yang tinggi terhadap FMDV (53). Selain itu, IFN-γ menampilkan aktivitas melawan FMDV (54), dengan mengendalikan replikasi virus dan menyebar di dalam inang melalui aktivasi sel pembunuh alami dan makrofag (55). Dengan demikian, korelasi positif antara respon IFN-γ dan perlindungan yang diinduksi vaksin serta pengurangan persistensi FMDV jangka panjang telah diamati pada sapi (56).
Jumlah sapi yang dimasukkan dalam studi percontohan ini sama dengan yang digunakan dalam studi pendahuluan lainnya tentang kandidat vaksin (48, 57–59), meskipun tidak cukup untuk analisis statistik (60). Namun, hasil yang diperoleh menjadi pembuktian konsep kegunaan ISPA sebagai adjuvant untuk vaksin FMDV.
Penelitian di masa depan akan dikhususkan untuk memeriksa apakah formulasi vaksin yang mengandung ISPA mempromosikan presentasi virus ke efektor kekebalan, dan dengan cara ini meningkatkan respons kekebalan yang dihasilkan dan perlindungan yang diperoleh. Beberapa penulis telah melaporkan bahwa ISCOM menginduksi perekrutan lokal, aktivasi, dan pematangan sel imun, seperti sel dendritik; granulosit; sel int F4/80; dan sel T, B, dan NK (10, 61, 62), dengan cara ini meningkatkan peluang antigen untuk bersentuhan dengan sel imun. Tambahan, Brok dkk. (34) membuktikan bahwa adjuvant berbasis saponin meningkatkan presentasi silang antigen oleh sel dendritik dan aktivasi sel T. Selain itu, Prochetto dkk. telah membuktikan bahwa vaksin untuk Trypanosoma cruzi yang diformulasikan dengan ISPA dan fraksi trans-sialidase rekombinan dengan baik memodulasi lengan pengatur sistem kekebalan untuk mencapai perlindungan kekebalan terhadap parasit (13).
Sebagai kesimpulan, ISPA menampilkan aktivitas tambahan yang penting untuk vaksin FMDV, meningkatkan dan memodulasi respons humoral dan seluler pada tikus dan sapi yang divaksinasi dan menghasilkan peningkatan perlindungan terhadap tantangan.
DAFTAR PUSTAKA
1. OIE (World Organisation for Animal Health). Foot and Mouth Disease (infection with FMDV). In OIE, editor. OIE Terrestrial Manual. Paris: OIE (2012). p. 1–32. Available at:
2. Mattion N, Konig G, Seki C, Smitsaart E, Maradei E, Robiolo B, et al. Reintroduction of foot-and-mouth disease in Argentina: characterisation of the isolates and development of tools for the control and eradication of the disease. Vaccine. (2004) 22:4149–62. doi: 10.1016/j.vaccine.2004.06.040
3. Batista A, Quattrocchi V, Olivera V, Langellotti C, Pappalardo JS, Di Giacomo S, et al. Adjuvant effect of CliptoxTM on the protective immune response induced by an inactivated vaccine against foot and mouth disease virus in mice. Vaccine. (2010) 28:6361–6. doi: 10.1016/j.vaccine.2010.06.098
4. Zamorano P, Decheneux C, Quattrocchi V, Olivera V, Langellotti C, DiGiacomo S, et al. Vaccination against Foot-and-Mouth Disease, association between humoral immune response in cattle and mice. In: OIE-IABS, editor. Practical Alternatives to Reduce Animal Testing in Quality Control of Veterinary Biologicals in the Americas. Buenos Aires: OIE-IABS (2010). p. 100–11.
5. Quattrocchi V, Langellotti C, Pappalardo JS, Olivera V, Di Giacomo S, van Rooijen N, et al. Role of macrophages in early protective immune responses induced by two vaccines against foot and mouth disease. Antiviral Res. (2011) 92:262–70. doi: 10.1016/j.antiviral.2011.08.007
6. Gnazzo V, Quattrocchi V, Soria I, Pereyra E, Langellotti C, Pedemonte A, et al. Mouse model as an efficacy test for foot-and-mouth disease vaccines. Transbound Emerg Dis. (2020) doi: 10.1111/tbed.13591. [Epub ahead of print].
7. Mohan T, Verma P, Rao DN. Novel adjuvants & delivery vehicles for vaccines development: a road ahead. Indian J Med Res. (2013). 138:779–95.
8. Singh M, (ed.) (2007). Vaccine Adjuvants and Delivery Systems. Emeryville, CA: John Wiley & Sons, Inc. Available online at: https://books.google.com.ar/books?id=7QKRrTPwuDYC doi: 10.1002/9780470134931
9. Maraskovsky E, Schnurr M, Wilson NS, Robson NC, Boyle J, Drane D. Development of prophylactic and therapeutic vaccines using the ISCOMATRIX adjuvant. Immunol Cell Biol. (2009) 87:371–6. doi: 10.1038/icb.2009.21
10. Sun H-X, Xie Y, Ye Y-P. ISCOMs and ISCOMATRIX. Vaccine. (2009) 27:4388–401. doi: 10.1016/j.vaccine.2009.05.032
11. Bertona D, Pujato N, Bontempi I, Gonzalez V, Cabrera G, Gugliotta L, et al. Development and assessment of a new cage-like particle adjuvant. J Pharm Pharmacol. (2017) 69:1293–303. doi: 10.1111/jphp.12768
12. Morein B, Sundquist B, Höglund S, Dalsgaard K, Osterhaus A. Iscom, a novel structure for antigenic presentation of membrane proteins from enveloped viruses. Nature. (1984) 308:457–60. doi: 10.1038/308457a0
13. Prochetto E, Roldán C, Bontempi IA, Bertona D, Peverengo L, Vicco MH, et al. Trans-sialidase-based vaccine candidate protects against Trypanosoma cruzi infection, not only inducing an effector immune response but also affecting cells with regulatory/suppressor phenotype. Oncotarget. (2017) 8:58003–20. doi: 10.18632/oncotarget.18217
14. Fernández FM, Borca MV, Sadir AM, Fondevila N, Mayo J, Schudel AA. Foot-and-mouth disease virus (FMDV) experimental infection: susceptibility and immune response of adult mice. Vet Microbiol. (1986) 12:15–24. doi: 10.1016/0378-1135(86)90037-4
15. D'Antuono A, Laimbacher AS, La Torre J, Tribulatti V, Romanutti C, Zamorano P, et al. HSV-1 amplicon vectors that direct the in situ production of foot-and-mouth disease virus antigens in mammalian cells can be used for genetic immunization. Vaccine. (2010) 28:7363–72. doi: 10.1016/j.vaccine.2010.09.011
16. Quattrocchi V, Pappalardo JS, Langellotti C, Smitsaart E, Fondevila N, Zamorano P. Early protection against foot-and-mouth disease virus in cattle using an inactivated vaccine formulated with Montanide ESSAI IMS D 12802 VG PR adjuvant. Vaccine. (2014) 32:2167–72. doi: 10.1016/j.vaccine.2014.02.061
17. Hamblin C, Barnett ITR, Hedger RS. A new enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for the detection of antibodies against foot-and-mouth disease virus I. Development and method of ELISA. J Immunol Methods. (1986). 93:115–21. doi: 10.1016/0022-1759(86)90441-2
18. Romera SA, Puntel M, Quattrocchi V, Zajac PDM, Zamorano P, Blanco Viera J, et al. Protection induced by a glycoprotein E-deleted bovine herpesvirus type 1 marker strain used either as an inactivated or live attenuated vaccine in cattle. BMC Vet Res. (2014) 10:8. doi: 10.1186/1746-6148-10-8
19. Quattrocchi V, Bianco V, Fondevila N, Pappalardo S, Sadir A, Zamorano P. Use of new adjuvants in an emergency vaccine against foot-and-mouth disease virus: evaluation of conferred immunity. Dev. Biol. (Basel). (2004). 119:481–97. Available at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15742663.s
20. Maradei E, La Torre J, Robiolo B, Esteves J, Seki C, Pedemonte A, et al. Updating of the correlation between lpELISA titers and protection from virus challenge for the assessment of the potency of polyvalent aphtovirus vaccines in Argentina. Vaccine. (2008) 26:6577–86. doi: 10.1016/j.vaccine.2008.09.033
21. McCullough KC, Bruckner L, Schaffner R, Fraefel W, Muller HK, Kihm U. Relationship between the anti-FMD virus antibody reaction as measured by different assays, and protection in vivo against challenge infection. Vet Microbiol. (1992) 30:99–112. doi: 10.1016/0378-1135(92)90106-4
22. Mattion N, Goris N, Willems T, Robiolo B, Maradei E, Beascoechea CP, et al. Some guidelines for determining foot-and-mouth disease vaccine strain matching by serology. Vaccine. (2009) 27:741–7. doi: 10.1016/j.vaccine.2008.11.026
23. Rigden RC, Carrasco CP, Summerfield A, McCullough KC. Macrophage phagocytosis of foot-and-mouth disease virus may create infectious carriers. Immunology. (2002) 106:537–48. doi: 10.1046/j.1365-2567.2002.01460.x
24. van der Poel WH, Hage JJ. Spread of an intramuscularly administered live gE-negative BHV1 marker vaccine in 2 cattle farms. Tijdschr Diergeneeskd. (1998) 123:109–11.
25. Habiela M, Seago J, Perez-Martin E, Waters R, Windsor M, Salguero FJ, et al. Laboratory animal models to study foot-and-mouth disease: a review with emphasis on natural and vaccine-induced immunity. J Gen Virol. (2014) 95:2329–45. doi: 10.1099/vir.0.068270-0
26. Klaus GG, Pepys MB, Kitajima K, Askonas BA. Activation of mouse complement by different classes of mouse antibody. Immunology. (1979). 38:687–95.
27. Kipps TJ, Parham P, Punt J, Herzenberg LA. Importance of immunoglobulin isotype in human antibody-dependent, cell-mediated cytotoxicity directed by murine monoclonal antibodies. J. Exp. Med. (1985). 161:1–17. doi: 10.1084/jem.161.1.1
28. Pérez Filgueira DM, Berinstein A, Smitsaart E, Borca MV, Sadir AM. Isotype profiles induced in Balb/c mice during foot and mouth disease (FMD) virus infection or immunization with different FMD vaccine formulations. Vaccine. (1995) 13:953–60. doi: 10.1016/0264-410X(95)00078-F
29. Ostrowski M, Vermeulen M, Zabal O, Geffner JR, Sadir AM, Lopez OJ. Impairment of thymus-dependent responses by murine dendritic cells infected with foot-and-mouth disease virus. J Immunol. (2005) 175:3971–9. doi: 10.4049/jimmunol.175.6.3971
30. Langellotti C, Quattrocchi V, Alvarez C, Ostrowski M, Gnazzo V, Zamorano P, et al. Foot-and-mouth disease virus causes a decrease in spleen dendritic cells and the early release of IFN-α in the plasma of mice. Differences between infectious and inactivated virus. Antiviral Res. (2012) 94:62–71. doi: 10.1016/j.antiviral.2012.02.009
31. Abbas AK, Lichtman AH, Pillai S. Cellular and Molecular Immunology. 7th ed. Philadelphia, PA: Elsevier/Saunders (2012).
32. Wilson NS, Yang B, Morelli AB, Koernig S, Yang A, Loeser S, et al. ISCOMATRIX vaccines mediate CD8 T-cell cross-priming by a MyD88-dependent signaling pathway. Immunol Cell Biol. (2012) 90:540–52. doi: 10.1038/icb.2011.71
33. Wilson NS, Duewell P, Yang B, Li Y, Marsters S, Koernig S, et al. Inflammasome-615 dependent and -independent IL-18 production mediates immunity to the ISCOMATRIX 616 adjuvant. J. Immunol. (2014). 192:3259–68. doi: 10.4049/jimmunol.1302011
34. Den Brok MH, Büll C, Wassink M, De Graaf AM, Wagenaars JA, Minderman M, et al. Saponin-based adjuvants induce cross-presentation in dendritic cells by intracellular lipid body formation. Nat Commun. (2016) 7:13324. doi: 10.1038/ncomms13324
35. Robiolo B, La Torre J, Maradei E, Beascoechea CP, Perez A, Seki C, et al. Confidence in indirect assessment of foot-and-mouth disease vaccine potency and vaccine matching carried out by liquid phase ELISA and virus neutralization tests. Vaccine. (2010) 28:6235–41. doi: 10.1016/j.vaccine.2010.07.012
36. Senasa. Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria Res 609/2017. CABA (2017).
37. Tizard I. Inmunologí a Veterinaria. 5th ed. Mexico: McGraw-Hill; Interamericana (1998).
38. Mulcahy G, Gale C, Robertson P, Iyisan S, DiMarchi RD, Doel TR. Isotype responses of infected, virus-vaccinated and peptide-vaccinated cattle to foot-and-mouth disease virus. Vaccine. (1990) 8:249–56. doi: 10.1016/0264-410X(90)90054-P
39. Capozzo AVE, Periolo OH, Robiolo B, Seki C, La Torre JL, Grigera PR. Total and isotype humoral responses in cattle vaccinated with foot and mouth disease virus (FMDV) immunogen produced either in bovine tongue tissue or in BHK-21 cell suspension cultures. Vaccine. (1997) 15:624–30. doi: 10.1016/S0264-410X(96)00284-8
40. Lavoria MA, Di-Giacomo S, Bucafusco D, Franco-Mahecha OL, Pérez-Filgueira DM, Capozzo AV. Avidity and subtyping of specific antibodies applied to the indirect assessment of heterologous protection against Foot-and-Mouth Disease Virus in cattle. Vaccine. (2012) 30:6845–50. doi: 10.1016/j.vaccine.2012.09.011
41. Clerici M, Shearer GM. The Th1-Th2 hypothesis of HIV infection: new insights. Immunol Today. (1994) 15:575–81. doi: 10.1016/0167-5699(94)90220-8
42. Sin JI, Kim JJ, Weiner DB, Arnold RL, Shroff KE, McCallus D, et al. IL-12 gene as a DNA vaccine adjuvant in a herpes mouse model: IL-12 enhances Th1-type CD4+ T cell-mediated protective immunity against herpes simplex virus-2 challenge. J Immunol. (1999) 162:2912–21.
43. Childerstone AJ, Cedillo-Baron L, Foster-Cuevas M, Parkhouse RME. Demonstration of bovine CD8+ T cell responses to foot-and-mouth disease virus. J Gen Virol. (1999) 80:663–9. doi: 10.1099/0022-1317-80-3-663
44. Bautista EM, Ferman GS, Golde WT. Induction of lymphopenia and inhibition of T cell function during acute infection of swine with foot and mouth disease virus (FMDV). Vet Immunol Immunopathol. (2003). doi: 10.1016/S0165-2427(03)00004-7
45. Patch JR, Kenney M, Pacheco JM, Grubman MJ, Golde WT. Characterization of cytotoxic T lymphocyte function after foot-and-mouth disease virus infection and vaccination. Viral Immunol. (2013). 26:239–49. doi: 10.1089/vim.2013.0011
46. Doel TR, Williams L, Barnett PV. Emergency vaccination against foot-and-mouth disease: Rate of development of immunity and its implications for the carrier state. Vaccine. (1994). doi: 10.1016/0264-410X(94)90262-3
47. Carr BV, Lefevre EA, Windsor MA, Inghese C, Gubbins S, Prentice H, et al. CD4+ T-cell responses to foot-and-mouth disease virus in vaccinated cattle. J Gen Virol. (2013) 94:97–107. doi: 10.1099/vir.0.045732-0
48. Blanco E, Garcia-Briones M, Sanz-Parra A, Gomes P, De Oliveira E, Valero ML, et al. Identification of T-cell epitopes in nonstructural proteins of foot-and-mouth disease virus. J Virol. (2001) 75:3164–74. doi: 10.1128/JVI.75.7.3164-3174.2001
49. García-Briones MM, Blanco E, Chiva C, Andreu D, Ley V, Sobrino F. Immunogenicity and T cell recognition in swine of foot-and-mouth disease virus polymerase 3D. Virology. (2004). doi: 10.1016/j.virol.2004.01.027
50. Guzman E, Taylor G, Charleston B, Skinner MA, Ellis SA. An MHC-restricted CD8+ T-cell response is induced in cattle by foot-and-mouth disease virus (FMDV) infection and also following vaccination with inactivated FMDV. J Gen Virol. (2008). 89:667–75. doi: 10.1099/vir.0.83417-0.
51. Guzman E, Taylor G, Charleston B, Ellis SA. Induction of a cross-reactive CD8+ T cell response following foot-and-mouth disease virus vaccination. J Virol. (2010) 84:12375–84. doi: 10.1128/JVI.01545-10
52. Stenfeldt C, Eschbaumer M, Smoliga GR, Rodriguez LL, Zhu J, Arzt J. Clearance of a persistent picornavirus infection is associated with enhanced pro-apoptotic and cellular immune responses. Sci. Rep. (2017). 7:1–15. doi: 10.1038/s41598-017-18112-4
53. Li X, Meng X, Wang S, Li Z, Yang L, Tu L, et al. Virus-like particles of recombinant PCV2b carrying FMDV-VP1 epitopes induce both anti-PCV and anti-FMDV antibody responses. Appl Microbiol Biotechnol. (2018) 102:10541–50. doi: 10.1007/s00253-018-9361-2
54. Summerfield A, Guzylack-Piriou L, Harwood L, McCullough KC. Innate immune responses against foot-and-mouth disease virus: current understanding and future directions. Vet Immunol Immunopathol. (2009) 15:205–10. doi: 10.1016/j.vetimm.2008.10.296
55. Zhang ZD, Hutching G, Kitching P, Alexandersen S. The effects of gamma interferon on replication of foot-and-mouth disease virus in persistently infected bovine cells. Arch Virol. (2002) 147:2157–67. doi: 10.1007/s00705-002-0867-6
56. Oh Y, Fleming L, Statham B, Hamblin P, Barnett P, Paton DJ, et al. Interferon-γ induced by in vitro re-stimulation of CD4+ T-cells correlates with in vivo FMD vaccine induced protection of cattle against disease and persistent infection. PLoS ONE. (2012) 7:e44365. doi: 10.1371/journal.pone.0044365
57. Bittle JL, Houghten RA, Alexander H, Shinnick TM, Sutcliffe JG, Lerner RA, et al. Protection against foot-and-mouth disease by immunization with a chemically synthesized peptide predicted from the viral nucleotide sequence. Nature. (1982) 298:30–3. doi: 10.1038/298030a0
58. Bachmann MF, Zinkernagel RM. Neutralizing antiviral B cell responses. Annu Rev Immunol. (1997) 15:235–70. doi: 10.1146/annurev.immunol.15.1.235
59. Lee BO, Rangel-Moreno J, Moyron-Quiroz JE, Hartson L, Makris M, Sprague F, et al. CD4 T cell-independent antibody response promotes resolution of primary influenza infection and helps to prevent reinfection. J Immunol. (2005) 175:5827–38. doi: 10.4049/jimmunol.175.9.5827
60. Soria I, Quattrocchi V, Langellotti C, Gammella M, Digiacomo S, Garcia de la Torre B, et al. Dendrimeric peptides can confer protection against foot-and-mouth disease virus in cattle. PLoS ONE. (2017) 12:e0185184. doi: 10.1371/journal.pone.0185184
61. Reed SG, Bertholet S, Coler RN, Friede M. New horizons in adjuvants for vaccine development. Trends Immunol. (2009) 30:23–32. doi: 10.1016/j.it.2008.09.006
62. Reimer JM, Karlsson KH, Lövgren-Bengtsson K, Magnusson SE, Fuentes A, Stertman L. Matrix-m™ adjuvant induces local recruitment, activation and maturation of central immune cells in absence of antigen. PLoS ONE. (2012) 7:e41451. doi: 10.1371/journal.pone.0041451
SUMBER
Ivana Soria, Cecilia Langollotti, Claudia Mongini, Roxana Galarza, Luis Calvinho, Guilia Lupi, Valeria Quattocchi, Ivan Marcipar, and Patricia Zamorano. 2022. A New Cage-Like Particle Adjuvant Enhances Protection of Foot-and-Mouth Disease Vaccine. Front. Vet. Sci., 31 July 2020. Sec. Veterinary Infectious Diseases. https://doi.org/10.3389/fvets.2020.00396.
No comments:
Post a Comment