Waspadai Racun Mematikan dari Ikan Buntal

Ikan buntal dikenal sebagai salah satu hewan laut yang memiliki tampilan unik dan menarik. Namun, di balik bentuknya yang menggemaskan, ikan ini menyimpan ancaman yang sangat berbahaya. Racun yang terkandung dalam tubuh ikan buntal, yang dikenal sebagai tetrodotoksin (TTX), merupakan salah satu racun paling mematikan di dunia. Konsumsi ikan buntal yang tidak diolah dengan benar bisa berakibat fatal, bahkan menimbulkan kematian.

 

Apa Itu Tetrodotoksin dan Mengapa Berbahaya?

Tetrodotoksin adalah senyawa racun saraf yang bekerja dengan cara menghambat sinyal dari saraf ke otot. Ketika seseorang terpapar racun ini, gejala awal seperti mati rasa pada bibir dan lidah dapat muncul hanya dalam hitungan menit. Selanjutnya, penderita bisa mengalami mual, muntah, nyeri perut, dan gangguan saraf lainnya. Dalam kasus yang lebih parah, racun ini menyebabkan kelumpuhan otot, termasuk otot pernapasan, yang dapat menyebabkan gagal napas dan akhirnya kematian.

 

Organ Beracun yang Perlu Diwaspadai

Racun TTX pada ikan buntal umumnya terkonsentrasi di organ-organ tertentu seperti hati, ovarium, usus, dan kulit. Namun, dalam beberapa kasus, racun ini juga bisa menyebar ke bagian daging ikan, terutama jika proses pengolahannya tidak dilakukan dengan benar. Karena itu, sangat penting untuk berhati-hati dalam mengonsumsi ikan buntal, terutama jika tidak yakin akan keamanannya.

 

Tidak Ada Obat, Hanya Pencegahan

Salah satu hal yang paling mengkhawatirkan dari racun tetrodotoksin adalah belum adanya penawar atau pengobatan khusus untuk mengatasi keracunan ini. Penanganan medis hanya bersifat suportif, seperti bantuan pernapasan, dan waktu sangat menentukan peluang keselamatan korban. Oleh karena itu, pencegahan adalah kunci utama. Hindari mengonsumsi ikan buntal sembarangan, apalagi jika tidak yakin cara pengolahannya aman.

 

Edukasi dan Sertifikasi Sangat Penting

Di beberapa negara seperti Jepang, pengolahan dan penyajian ikan buntal hanya boleh dilakukan oleh koki bersertifikat yang telah menjalani pelatihan khusus. Langkah ini diambil demi menjaga keselamatan konsumen. Di Indonesia, penting untuk meningkatkan edukasi kepada masyarakat mengenai bahaya racun ikan buntal dan cara pengolahan yang aman. Para pedagang ikan dan juru masak juga perlu memiliki pengetahuan yang memadai agar tidak membahayakan nyawa orang lain secara tidak sengaja.

 

Kesimpulan: Jangan Anggap Remeh Bahayanya

Meskipun ikan buntal masih dikonsumsi di beberapa tempat sebagai makanan eksotis, risiko yang ditimbulkannya tidak bisa dianggap sepele. Tanpa pengolahan yang benar, ikan ini bisa menjadi makanan terakhir yang dikonsumsi seseorang. Edukasi, kewaspadaan, dan kesadaran adalah langkah penting untuk mencegah kejadian keracunan ikan buntal di masyarakat.

TERUNGKAP! Bahaya Virus Mematikan dari Makanan, Air, dan Lingkungan yang Diam-Diam Mengintai Kita!

Bahaya Virus dari Makanan, Air, dan Lingkungan yang Terkontaminasi

 

RINGKASAN

 

Banyak virus yang berasal dari manusia atau hewan dapat menyebar di lingkungan dan menginfeksi manusia melalui air dan makanan, sebagian besar melalui konsumsi dan kadang-kadang melalui kontak kulit. Virus ini dilepaskan ke lingkungan melalui berbagai rute termasuk limbah air dan udara tercemar. Selanjutnya, virus zoonosis dapat menginfeksi manusia yang terpapar air permukaan yang terkontaminasi. Bahan makanan yang berasal dari hewan dapat terkontaminasi, dan konsumsinya dapat menyebabkan infeksi pada manusia jika virus tidak dinonaktifkan selama pemrosesan makanan. Epidemiologi molekuler dan pengawasan sampel lingkungan diperlukan untuk menjelaskan bahaya kesehatan masyarakat yang terkait dengan paparan virus dari lingkungan. Sedangkan pemantauan asam nukleat virus dengan metode PCR relatif mudah dan dapat didokumentasikan dengan baik, deteksi partikel virus menular secara teknis lebih menuntut (sulit) dan tidak selalu memungkinkan (misalnya norovirus manusia atau virus hepatitis E). Virus patogen manusia yang paling relevan dalam konteks ini tidak berselubung,  termasuk famili Caliciviridae, Adenoviridae, Hepeviridae, Picornaviridae dan Reoviridae. Telah dilakukan kajian terhadap metode dan strategi pengambilan sampel, metode deteksi pilihan pertama, dan kriteria evaluasi.

 

Pendahuluan

 

Bahaya utama virus dari makanan dan lingkungan

 

Virologi makanan dan lingkungan sebagian besar mempelajari virus yang dapat ditularkan melalui air, limbah, tanah, udara, fomites (benda yang mampu menularkan patogen mikroba) atau makanan (Bidawid dkk., 2009). Sebagian besar virus tersebut adalah virus enterik yang ditularkan melalui rute fekal-oral. Manusia yang terinfeksi dapat mengeluarkan sejumlah besar virus patogen manusia; bahan hewan dan tumbuhan serta kotoran dan sekret lainnya juga dapat membawa virus kandungan yang tinggi (Breitbart dkk., 2003; Zhang dkk., 2006; de Roda Husman & Bartram, 2008). Virus yang ditularkan melalui rute fekal-oral umumnya tidak berselubung dan dengan demikian sangat stabil di lingkungan (Rzez˙utka & Cook, 2004) dan termasuk agen etiologi utama, beberapa di antaranya dianggap sebagai patogen zoonosis yang muncul. Virus ini tidak selalu dapat dihilangkan secara efektif dengan metode pengolahan limbah saat ini (Vantarakis & Papapetropoulou, 1999; Thompson dkk., 2003; Van Heerden dkk., 2003; Van den Berg dkk., 2005) dan akibatnya menyebabkan kontaminasi virus pada lingkungan dari air limbah yang diolah maupun yang tidak diolah. Contoh lain dari rute tidak langsung adalah limbah dari kotoran yang digunakan dalam pertanian.

 

Ada juga kontaminasi tinja langsung terhadap lingkungan dari manusia dan hewan, misalnya oleh orang yang mandi atau buang air besar dari hewan liar ke tanah atau air permukaan. Kontaminasi virus yang dihasilkan dari air laut dan pantai, sungai dan air permukaan lainnya, air tanah, dan sayuran dan buah beririgasi dikaitkan dengan risiko paparan kembali patogen virus ke populasi manusia dan hewan (Yates dkk., 1985; Metcalf dkk. ., 1995; Muscillo dkk., 1997; Koopmans dkk., 2002; La Rosa dkk., 2007). Paparan manusia terhadap virus patogen tingkat rendah ini di lingkungan, seperti Norovirus (NoV), dapat menyebabkan infeksi dan penyakit (Lindesmith dkk., 2003; Teunis dkk., 2008). Individu dengan sistem kekebalan yang terganggu, termasuk anak-anak, orang tua, wanita hamil dan orang dengan HIV/AIDS, lebih rentan terhadap infeksi tersebut, dan dapat menimbulkan penyakit lebih parah. Hal ini terjadi, misalnya, untuk Rotavirus (RV), yang merupakan masalah yang lebih serius bagi anak kecil di negara berkembang daripada di negara maju (Havelaar & Melse, 2003). Kerentanan genetik mungkin juga berperan dalam kerentanan terhadap infeksi, seperti dalam kasus NoV dan genotipe reseptor golongan darah histo-ABO (Hutson dkk., 2002).

 

Virus yang ditularkan melalui lingkungan termasuk agen penyebab utama penyakit ringan seperti gastroenteritis serta agen penyakit yang lebih parah seperti meningitis dan hepatitis. Sebagian besar virus ini termasuk dalam famili Adenoviridae, Caliciviridae, Hepeviridae Picornaviridae dan Reoviridae (Dubois dkk., 1997; Muscillo dkk., 2001; Lodder & de Roda Husman, 2005). Famili virus enterik utama mencakup satu atau beberapa jenis dan varian virus; kelompok yang berbeda mungkin berbeda dalam hal persistensi, patogenisitas dan infektivitas. Beberapa dari virus ini, seperti virus hepatitis E (HEV) (satu-satunya anggota Hepeviridae), dianggap sebagai patogen zoonosis. Virus patogen manusia baru yang juga dapat ditularkan melalui lingkungan sering muncul (McKinney dkk., 2006). Virus enterik sebagian besar ditularkan melalui rute fekal-oral dan terdapat dalam air limbah; oleh karena itu, air tersebut berpotensi menjadi sumber infeksi jika tidak ditangani atau digunakan dengan tepat (Gantzer dkk., 1998; Baggi dkk., 2001; Asano & Cotruvo, 2004). Agen ini beradaptasi dengan lingkungan usus yang tidak bersahabat dan dalam banyak kasus, dapat bertahan untuk waktu yang sangat lama di media air, tanah atau makanan (Raphael dkk., 1985; Richards, 2001; Le Cann dkk., 2004; Van Zyl dkk., 2006; Espinosa dkk., 2008; Hansman dkk., 2008).

 

Caliciviruses: virus penyebab utama gastroenteritis

 

NoV dan Sapovirus (SaV) adalah agen diare manusia yang paling penting di seluruh dunia (Patel dkk., 2009). NoVs adalah penyebab utama wabah gastroenteritis akut yang ditularkan melalui makanan dan penyebab paling umum dari gastroenteritis menular sporadis yang mempengaruhi orang-orang dari semua kelompok umur (Green, 2007; Patel dkk., 2008, 2009). SaVs terutama terkait dengan gastroenteritis akut sporadis pada anak kecil (Hansman dkk., 2007a; Khamrin dkk., 2007; Monica dkk., 2007) dan lebih jarang terlibat daripada NoV pada epidemik gastroenteritis (Green, 2007), meskipun beberapa wabah telah dijelaskan (Johansson dkk., 2005; Hansman dkk., 2007b, c). Beban calicivirus (termasuk NoV) telah didokumentasikan dengan jelas di berbagai wilayah geografis di seluruh dunia (Hall dkk., 2005; EFSA, 2009; Scallan dkk., 2011).

 

NoVs dan SaVs adalah virus tidak berselubung icosaedric dengan genom ssRNA (+) antara 7,3 dan 8,3 kb. Kedua virus tersebut diklasifikasikan dalam famili Caliciviridae, sebagai genus Norovirus dan Sapovirus, masing-masing dibagi menjadi lima genogroup (Karst dkk., 2003) dan beberapa serotipe. Tiga genogroup (GI, GII dan GIV) yang mengandung lebih dari 20 genotipe NoV diketahui menginfeksi manusia, dan keragaman nukleotida intra-genotipe dapat mencapai 15% (Zheng dkk., 2006). Sebagian besar infeksi pada manusia disebabkan oleh GI dan GII, sedangkan GIII menyerang babi. Dalam kasus SaV, setidaknya empat genogroup berbeda yang mengandung sejumlah genotipe dan varian dapat menginfeksi manusia (Farkas dkk., 2004). Dengan demikian, deteksi NoV dan SaV dapat menjadi sulit karena banyaknya jumlah genogroup dan genotipe; lebih lanjut, metode deteksi yang tersedia saat ini tidak cukup kuat, dan memang, prevalensi varian NoV yang tidak umum mungkin diremehkan (La Rosa dkk., 2008).

 

NoV diyakini ditularkan terutama melalui kontak orang-ke-orang atau aerosol setelah muntah proyektil (Marks dkk., 2000, 2003). Konsumsi makanan atau air yang terkontaminasi oleh kotoran atau muntahan (Marks dkk., 2000, 2003; Rutjes dkk., 2006), dan paparan pada permukaan atau benda yang terkontaminasi, juga merupakan sumber infeksi (Wu dkk., 2005; D'Souza dkk., 2006). Mudahnya penularan dan penyebaran NoV terutama karena dosis infeksinya yang rendah – kurang dari 10 partikel virus diperlukan untuk infeksi (Teunis dkk., 2008) – resistensi yang tinggi terhadap desinfeksi (Duizer dkk., 2004a; Jimenez & Chiang, 2006; Whitehead & McCue, 2009) dan kemungkinan stabilitas jangka panjang dan tahan dalam lingkungan (Wu dkk., 2005; D'Souza dkk., 2006).

 

Penyebab paling umum dari wabah foodborne (bawaan makanan) NoV adalah konsumsi kerang, produk segar dan makanan siap saji yang terkontaminasi oleh penjamah makanan yang terinfeksi, tetapi mungkin tanpa gejala (Daniels dkk., 2000; Cannon & Vinje, 2008; Lamhoujeb dkk., 2008). Stabilitas jangka panjang dan persistensi NoV pada permukaan yang terkontaminasi yang digunakan di area persiapan makanan juga memberikan kontribusi besar terhadap penularan penyakit (Cheesbrough dkk., 2000; Evans dkk., 2002; Kuusi dkk., 2002; Taku dkk., 2002; Clay dkk., 2006; D'Souza dkk., 2006; Mattison dkk., 2007; Lamhoujeb dkk., 2008, 2009). Selain itu, NoV tahan terhadap banyak metode pengawetan makanan industri dan dapat bertahan dari pendinginan, pembekuan, pengasaman, pengurangan aktivitas air, dan pengemasan atmosfer yang dimodifikasi (Baert dkk., 2009).

 

NoV juga telah didokumentasikan sebagai patogen yang terbawa air, dan banyak wabah berasal dari air minum yang tercemar limbah (Nygard dkk., 2003; Maunula dkk., 2005; Hewitt dkk., 2007; ter Waarbeek dkk. al., 2010) dan air pemandian rekreasi (Hoebe dkk., 2004; Maunula dkk., 2004; Sartorius dkk., 2007). Ini mungkin merupakan konsekuensi dari dugaan resistensi terhadap pengolahan air limbah (Lodder & de Roda Husman, 2005; Van den Berg dkk., 2005; da Silva dkk., 2007; La Rosa dkk., 2009; Nordgren dkk. , 2009; Skraber dkk., 2009) selain kemampuan bertahan hidup dalam pengaturan perairan (Kadoi & Kadoi, 2001; Allwood dkk., 2003; Bae & Schwab, 2008). Selain itu, kerang yang dibudayakan dan dipanen dalam air yang tercemar air limbah dapat mengkonsentrasikan NoV, yang mungkin tidak cukup dihilangkan dengan prosedur pembersihan standar (Muniain-Mujika dkk., 2002): akibatnya adalah wabah gastroenteritis setelah konsumsi kerang (Le Guyader dkk., 2006a; Le Guyader dkk., 2008; Webby dkk., 2007).

 

Virus Hepatitis A: lazim di negara berkembang

 

Virus Hepatitis A (HAV) adalah spesies virus icosaedric nonenveloped dengan genom ssRNA (+) sekitar 7,5 kb dan diklasifikasikan dalam famili Picornaviridae, genus Hepatovirus. Sekitar 1,4 juta orang di seluruh dunia terinfeksi HAV setiap tahun (Issa & Mourad, 2001). Insiden infeksi bervariasi antar wilayah di dunia, dengan tingkat tertinggi di negara berkembang di mana pengolahan limbah dan praktik kebersihannya buruk. Sebaliknya, jumlah kasus infeksi HAV yang dilaporkan telah menurun secara substansial di negara-negara dengan program imunisasi yang efektif dengan vaksin berlisensi. Misalnya, di Amerika Serikat, jumlah kasus telah berkurang 92% menjadi tingkat infeksi serendah satu kasus per 100.000 orang per tahun (Daniels dkk., 2009); situasi serupa sekarang juga berlaku untuk negara-negara lain termasuk Kanada, Australia, Jepang dan Selandia Baru (Jacobsen & Koopman, 2004).

 

HAV dapat diperoleh dari pembuangan limbah, cemaran tanah, tanaman pangan dan aliran air alami (Bosch, 1998; Cook & Rzez˙utka, 2006). Akibatnya, makanan (Pebody dkk., 1998; Hutin dkk., 1999; Lees, 2000; Dentinger dkk., 2001; Nyga˚rd dkk., 2001; Greening, 2006) dan air minum (Divizia dkk. , 2004; Tallon dkk., 2008) dianggap sebagai pembawa utama penularan HAV ke manusia. Dalam penyelidikan epidemiologis, 6,5% kasus akut hepatitis A diidentifikasi sebagai bawaan makanan atau air; namun, angka ini mungkin terlalu rendah, karena sebagian besar kasus (~68%) tetap tidak terkarakterisasi (Daniels dkk., 2009).

 

HAV mampu bertahan di beberapa lingkungan, terutama di air, makanan dan tanah (Rzez˙utka & Cook, 2004). Air dianggap sebagai sumber virus menular yang paling penting karena dapat bertahan lama di lingkungan ini. Misalnya, virus dapat bertahan hingga 60 hari di air keran (Enriquez dkk., 1995), lebih dari 6 minggu di air sungai (Springthorpe dkk., 1993), lebih dari 8 minggu di air tanah (Sobsey dkk., 1989) dan bahkan hingga 30 minggu di air laut (Crance dkk., 1998). HAV juga mampu bertahan di berbagai jenis tanah dan tetap menular setelah 12 minggu (Sobsey dkk., 1989).

 

Adenovirus: beberapa serotipe menyebabkan gastroenteritis pada anak-anak

 

Adenovirus (AdV) adalah virus nonenveloped icosaedric dengan genom dsDNA sepanjang 28–45 kb. Mereka diklasifikasikan sebagai anggota famili Adenoviridae, genus Mastadenovirus, yang mencakup 20 spesies yang dikenal: tiga sapi, lima manusia, dan tiga babi. Lima puluh satu serotipe AdV manusia (hAdV) dalam enam subkelompok (A-F) telah dijelaskan (Wold & Horwitz, 2007). Serotipe hAdV 40/41, termasuk dalam Grup F, adalah penyebab utama gastroenteritis pada anak kecil dan mudah menyebar melalui rute fekal-oral. Virus ini sensitif terhadap desinfeksi kimia tetapi lebih tahan terhadap efek sinar UV daripada virus enterik lainnya (Thurston-Enriquez dkk., 2003). hAdV dilepaskan dari usus dalam jangka panjang terlepas dari lokasi infeksi awal, meskipun mekanismenya belum sepenuhnya diklarifikasi pada manusia (Calcedo dkk., 2009; Echavarria, 2009; Roy dkk., 2009). Sejumlah kecil kemungkinan wabah hAdV yang terbawa air telah dilaporkan, terutama yang berhubungan dengan konjungtivitis dan kolam renang (Martone dkk., 1980). Kegagalan klorinasi sering disebut sebagai faktor utama dalam wabah.

 

Enterovirus: virus penyebab umum gastroenteritis

 

Genus Enterovirus (EV) terdiri dari virus tidak berselubung bulat, dengan genom ssRNA (+) sebesar 7,2–8,5 kb, dalam famili Picornaviridae. Empat spesies telah dibedakan (A, B, C dan D) di mana serotipe dikenal dengan nama tradisionalnya: EV manusia (hEV) A mencakup beberapa strain coxsackievirus A; hEV B mengandung coxsackievirus A9, coxsackievirus B1-6 dan sebagian besar echovirus; dan hEV C mengandung virus polio 1-3 dan beberapa strain coxsackievirus A. hEV yang lebih baru diidentifikasi telah diberi nomor individu, dari EV68, dan diklasifikasikan di antara keempat spesies (Stanway dkk., 2005).

 

Virus ini dapat bereplikasi di saluran pernapasan dan usus dan dapat ditularkan melalui aerosol dan melalui rute pernapasan atau melalui rute fekal-oral. Banyak infeksi tidak menunjukkan gejala, dan sedikitnya satu dari 100 dapat menyebabkan penyakit klinis. Berbagai macam penyakit termasuk poliomielitis klasik, meningitis aseptik, penyakit jantung, penyakit tangan, kaki dan mulut, konjungtivitis dan ruam. Gambaran klinis yang umum adalah demam yang sembuh sendiri, malaise, nyeri otot dan sakit kepala; diare dan muntah hanya muncul sebagai bagian dari penyakit sistemik yang lebih umum. Penyakit klinis di daerah beriklim sedang lebih sering terjadi pada bulan-bulan musim panas; semua kelompok umur dapat terkena, dan kekebalan terhadap satu serotipe tidak melindungi terhadap infeksi dengan serotipe lain (Moore dkk., 1984). Serotipe dari echovirus dan coxsackievirus kemudian bersirkulasi dan mendominasi dalam komunitas berubah dari waktu ke waktu, dan ada pergeseran molekul dalam serotipe (Savolainen dkk., 2001). hEVs dapat ditemukan di semua media air yang mencerminkan kemunculannya yang tersebar luas dalam populasi (Sellwood dkk., 1981; Hovi dkk., 1996; Sedmark dkk., 2003). Namun, penularan infeksi hEV melalui jalur perairan sulit dipastikan karena jumlah infeksi tanpa gejala sangat besar dan penularan melalui kontak pribadi yang dekat sangat umum terjadi.

 

HEV: penularan zoonosis sebagai masalah yang muncul

 

HEV adalah virus ssRNA (+) kecil, bulat dan tidak berselubung dengan ukuran sekitar 7,2 kb. Ini diklasifikasikan dalam famili Hepeviridae, genus Hepevirus. HEV adalah penyebab utama hepatitis manusia akut di daerah dengan persediaan air yang tidak memadai dan kondisi sanitasi yang buruk (Purcell & Emerson, 2001; Guthmann dkk., 2006), dan ada bukti yang meningkat dari infeksi HEV yang didapat secara lokal di negara-negara industri (Zanetti). dkk., 1999; Widdowson dkk., 2003; Buti dkk., 2004; Mansuy dkk., 2004; Ijaz dkk., 2005; Waar dkk., 2005).

 

Urutan HEV di seluruh dunia dapat diklasifikasikan menjadi empat genotipe utama (1-4) (Lu dkk., 2006). Genotipe 1 dan 2 yang relatif terlestarikan beredar terutama pada manusia yang menyebabkan sebagian besar infeksi HEV termasuk semua epidemi di negara-negara Asia dan Afrika dan juga di Meksiko. Sebaliknya, untuk genotipe 3 dan 4, hanya kasus infeksi manusia yang terisolasi yang telah dijelaskan dan hanya di negara-negara yang lebih maju termasuk Amerika Serikat, Jepang, Cina dan negara-negara di Eropa.

 

Meskipun ada empat genotipe HEV, tampaknya hanya ada satu serotipe (Zhou dkk., 2003; Herremans dkk., 2007; Mushahwar, 2008). Sebelumnya, infeksi HEV di negara-negara industri diyakini terkait perjalanan, tetapi baru-baru ini peningkatan jumlah kasus HEV asli telah dilaporkan (Zanetti dkk., 1999; Widdowson dkk., 2003; Mansuy dkk., 2004; Lu dkk. al., 2006; Borgen dkk., 2008). Studi serologis telah melaporkan adanya antibodi HEV pada berbagai spesies hewan, terutama sapi, kucing, anjing, dan hewan pengerat. Namun, RNA HEV belum terdeteksi pada spesies ini, dan validitas tes yang digunakan jarang ditetapkan dengan baik karena kurangnya sampel referensi positif: akibatnya, hasil ini harus ditafsirkan dengan hati-hati (Bouwknegt dkk., 2007). Kehadiran HEV telah dilaporkan dalam makanan, air dan hewan termasuk babi (Rutjes dkk., 2009a).

 

Pada beberapa spesies hewan, sekuens HEV genotipe 3 dan 4 telah terdeteksi, dengan babi menjadi hewan yang paling sering terlibat di negara-negara yang sebelumnya ditetapkan sebagai non-endemik untuk HEV.  RNA HEV juga telah terdeteksi pada babi hutan di beberapa negara (Takahashi dkk., 2004; de Deus dkk., 2008; Martelli dkk., 2008; Adlhoch dkk., 2009), pada rusa Sika (Tei dkk., 2003), pada rusa roe (Reuter dkk., 2009), pada rusa merah (Rutjes dkk., 2010) dan pada luwak (Nakamura dkk., 2006). Selanjutnya, strain genotipe 1 HEV manusia terdeteksi pada kuda pekerja di Mesir (Saad dkk., 2007).

 

Infeksi HEV yang tidak berhubungan dengan perjalanan di negara-negara industri mungkin berasal dari zoonosis. Urutan galur babi HEV genotipe 3 dan 4 yang terkait erat dengan galur manusia telah diisolasi di banyak negara di seluruh dunia (van der Poel dkk., 2001; Huang dkk., 2002; Clemente-Casares dkk., 2003; Lu dkk. al., 2006; Rutjes dkk., 2007; Reuter dkk., 2009), menunjukkan bahwa babi mungkin merupakan reservoir infeksi asli di negara-negara ini. Bukti lebih langsung dari transmisi zoonosis genotipe 3 melalui makanan diperoleh ketika empat kasus hepatitis E dapat dikaitkan langsung dengan makan daging rusa mentah: strain HEV identik ditemukan pada daging rusa yang dikonsumsi dan pasien (Tei dkk., 2003; Li dkk., 2005).

 

RV, astrovirus, dan agen gastroenteritis lainnya: patogen yang terbawa air yang kebanyakan menyerang anak-anak

 

Virus dari genus Rotavirus adalah virion tak berselubung ikosahedral dengan struktur kapsid rangkap tiga dan genom dsRNA tersegmentasi kira-kira 18,5 kb. Virus ini diklasifikasikan dalam famili Reoviridae, dan ada lima kelompok besar (A-E) (Estes & Kapikian, 2007). Grup A RV (GARV) dikaitkan dengan sebagian besar infeksi RV manusia dan merupakan penyebab utama kematian anak karena diare di seluruh dunia (Parashar dkk., 2006; Sa´nchez-Padilla dkk., 2009). GARV juga tersebar luas pada spesies hewan liar dan domestik, dan diduga bahwa transmisi zoonosis memainkan peran penting dalam introduksi strain baru ke dalam populasi manusia (Cook dkk., 2004; Ba´nyai dkk., 2009).

 

Dalam GARV, setidaknya 19 Gand 27 tipe-P dapat dibedakan berdasarkan keragaman urutan gen yang mengkode dua protein kapsid luar (VP7 dan VP4) (Matthijnssens dkk., 2008; Van Doorn dkk., 2009). . Pengenalan vaksin baru-baru ini yang digunaan untuk manusia dapat menyebabkan munculnya genotipe RV baru atau munculnya kembali strain yang lebih tua, terutama dari reservoir hewan, dan strain tersebut dapat menggantikan yang saat ini mendominasi (Cook dkk., 2004; Iturriza-Go mara dkk., 2004; Kang dkk., 2005; Steyer dkk., 2008).

 

RV bertahan dengan cara yang sama di air tawar yang tercemar dan tidak tercemar (Hurst & Gerba, 1980) dan bahkan ketika terkena paparan cahaya, yang dapat secara serius mempengaruhi stabilitas dan kelangsungan hidup virus RNA enterik lainnya, misalnya astrovirus (Fujioka & Yoneyama, 2002; Lytle & Sagripanti, 2005). Inaktivasi infektivitas virus dalam berbagai jenis air telah secara konsisten ditemukan berkorelasi dengan suhu yang lebih tinggi (John & Rose, 2005).

 

Genus Mamastrovirus (AstV) termasuk virus tidak berselubung bulat dengan genom ssRNA (+) antara 6,8 dan 7 kb. Mereka adalah anggota famili Astroviridae. Ada enam spesies yang mempengaruhi bovines, felines, mink, ovines, porcines and human (HAstV). HAstV adalah penyebab umum gastroenteritis pada anak-anak dan juga pada orang tua dan individu dengan gangguan kekebalan (Herrmann dkk., 1991; Guix dkk., 2002; Mendez & Arias, 2007). Delapan genotipe HAstV telah dideskripsikan hingga saat ini dan diklasifikasikan ke dalam genogroup A (HAstV-1 hingga 5 dan HAstV-8) dan genogroup B (HAstV-6 dan 7) (Gabbay dkk., 2007). HAstV kadang-kadang ditemukan terkait dengan wabah gastroenteritis yang melibatkan kemungkinan penularan melalui air atau makanan (Leclerc dkk., 2002; Maunula dkk., 2004; Smith dkk., 2006; Domı´nguez dkk., 2008; Scarcella dkk., 2009), dan kehadirannya dalam makanan laut telah dibahas dan mungkin tergantung pada kondisi curah hujan (Le Cann dkk., 2004; Riou dkk., 2007). Baru-baru ini, telah diusulkan kemungkinan transmisi zoonosis astrovirus dari sapi (Kapoor dkk., 2009).

 

Virus lain, seperti kobuvirus, aichivirus, picobirnavirus dan torovirus, juga ditemukan di lingkungan, tetapi studi epidemiologi lebih lanjut dan penyelidikan spektrum diagnostik yang luas diperlukan untuk mendokumentasikan distribusinya di lingkungan dan dampaknya terhadap keamanan dan kesehatan pangan.

 

PELEPASAN VIRUS PATOGEN KE LINGKUNGAN

 

Penularan zoonosis

 

Salah satu jalur utama penularan virus ke manusia adalah zoonosis, terkait dengan konsumsi produk hewani yang terkontaminasi, atau selama manipulasi makanan oleh penjamah yang terinfeksi. Penyebab lain yang paling sering dari makanan yang terkontaminasi virus adalah kontak dengan air yang tercemar feses (Gbr. 1). Air minum yang tidak diolah dengan baik, konsumsi tanaman yang terkontaminasi setelah diairi dengan air limbah atau dipupuk dengan limbah dan konsumsi kerang yang tumbuh di perairan yang tercemar, oleh karena itu, merupakan penyebab umum infeksi virus yang ditularkan melalui makanan pada manusia (Bosch, 1998). Beberapa faktor mempengaruhi kontaminasi kerang, sayuran, berry, buah-buahan dan rempah-rempah. Variabel iklim seperti musim, siklus pasang surut, curah hujan dan banjir semuanya telah terlibat dalam kontaminasi virus terhadap lingkungan (Le Guyader dkk., 2000; Griffin dkk., 2003; Suffredini dkk., 2008; Guillois-Be´cel dkk., 2009).

 

Demikian pula, praktik peternakan, pertanian, dan manufaktur yang baik mutlak diperlukan untuk meminimalkan risiko kontaminasi virus pada makanan. Praktek irigasi yang tidak tepat, pengolahan dan penggunaan kembali air limbah, pembuangan limbah, dan pelepasan air limbah dari sumber yang tercemar adalah penyebab langsung dari kontaminasi lingkungan virus dan wabah yang ditularkan melalui makanan (Le Guyader dkk., 2000; Griffin dkk., 2003; Jime´nez. -Clavero dkk., 2003; Choi dkk., 2004; Suffredini dkk., 2008; Guillois-Be´cel dkk., 2009) (Gbr. 1). Kerang yang tumbuh di daerah yang dekat dengan pertanian intensif, atau pabrik pengolahan limbah, menyebabkan risiko tinggi pembawa virus enterik (Le Guyader dkk., 2000; Ley dkk., 2002).

 

Ada peningkatan kekhawatiran tentang efek pada kesehatan manusia dan hewan dari virus patogen dalam kotoran hewan. Dalam beberapa tahun terakhir, wabah penyakit bawaan makanan yang terkait dengan konsumsi produk hewani telah mendapat banyak perhatian, yang menyebabkan kekhawatiran konsumen tentang keamanan pasokan makanan. Risiko kesehatan yang terkait dengan operasi hewan tergantung pada beragam faktor. Yang paling penting adalah terkait dengan spesies hewan yang dipelihara dan konsentrasi mikroorganisme patogen dalam kotoran hewan.

 

Beberapa virus bertahan baik untuk waktu yang lama dan meskipun telah diobati, dan kemampuannya untuk tetap menular di lingkungan sampai tertelan oleh inang manusia atau hewan menjadi perhatian tambahan. Namun, sulit untuk menentukan peran ternak dalam sebagian besar wabah virus yang terbawa air karena manusia dan berbagai spesies satwa liar dapat menyebarkan virus yang sama dan dengan demikian menjadi sumber infeksi atau kontaminasi.

 

EV ditumpahkan dalam kotoran dan, akibatnya, disebarkan melalui tanah dan air yang terkontaminasi; oleh karena itu, spesies hewan lain yang merumput di padang rumput yang sama dan/atau minum dari sumber air yang sama dengan ternak yang terinfeksi kemungkinan besar akan terpapar. Akibatnya, ternak mungkin terkontaminasi oleh varian virus yang sama atau terkait erat dan oleh karena itu menimbulkan risiko tinggi penyebaran virus lebih lanjut (Ley dkk., 2002; Jime´nez-Clavero dkk., 2005).

Gambar 1. Rute kontaminasi untuk bahaya virus lingkungan (a) yang berasal dari hewan dan (b) dalam makanan. (a) Rute kontaminasi bahaya virus lingkungan yang berasal dari hewan. Rute kontaminasi zoonosis dari sumber aslinya (hewan) ke manusia. (b) Kontaminasi virus lingkungan pada makanan. Kontaminasi dari sumber aslinya ke manusia menggunakan makanan dan air sebagai jalur penularan.

 

Sebagian besar virus patogen yang muncul pada populasi manusia berasal dari hewan (Taylor dkk., 2001). Ada spektrum besar mode penularan untuk virus zoonosis dengan hewan domestik atau reservoir satwa liar. Mereka bisa langsung atau tidak langsung (Kruse dkk., 2004) dan termasuk penularan melalui makanan, air, udara dan tanah yang terkontaminasi (Gbr. 1). Daging dapat terkontaminasi oleh kotoran selama pemrosesan, tetapi mungkin juga telah terkontaminasi sebelumnya karena infeksi hewan hidup. Risiko infeksi bawaan makanan tergantung pada rute infeksi virus, tingkat kontaminasi dan tingkat inaktivasi selama pemrosesan makanan. Industri peternakan menghasilkan residu dalam jumlah besar yang dapat menyebabkan masalah lingkungan yang substansial. Memang, tumpahan yang tidak disengaja atau disengaja, penggunaan pupuk yang berlebihan dan emisi kotoran hewan yang tidak diolah dengan benar, atau tidak lengkap adalah risiko lingkungan utama (Jongbloed & Lenis, 1998; Jime´nez-Clavero dkk., 2005).

 

Cook dkk. (2004) memperkirakan bahwa kontaminasi tanah yang subur dengan RV hewan dalam penyebaran kotoran hewan yang digunakan sebagai pupuk mungkin cukup besar, dan kontaminasi substansial yang sama masuk akal atau bahkan mungkin untuk virus lain yang ditumpahkan dalam jumlah besar di kotoran hewan. Seperti yang diharapkan, deteksi virus hewan di perairan yang terkontaminasi (air tanah, danau, sungai, muara, limpasan dan tangki air hewan dari peternakan, dll.) jauh lebih sering di daerah intensif daripada pertanian yang kurang aktif (Jime´nez-Clavero dkk. ., 2005). Modus dan tingkat pencemaran lingkungan dengan virus berbeda untuk berbagai jenis virus dan spesies hewan.

 

Paparan pekerjaan

 

Lingkungan dan prosedur kerja dapat menjadi sumber penyebaran virus. Namun, kesulitan yang terkait dengan pembuktian kasus dan menghubungkannya dengan kemungkinan paparan membuatnya sangat kompleks untuk menilai risiko infeksi. Fasilitas perawatan kesehatan adalah pengaturan pekerjaan yang paling banyak dipelajari. Di fasilitas tersebut, virus yang ditularkan melalui darah, termasuk human immunodeficiency virus (HIV), virus hepatitis B dan virus hepatitis C, dapat ditularkan terutama melalui kecelakaan dengan jarum atau benda tajam yang terinfeksi (Davanzo dkk., 2008). Virus yang ditularkan melalui udara seperti virus influenza, virus pernapasan syncytial, AdV, rhinovirus, coronavirus, campak, rubella, virus gondongan dan parvovirus B19 juga mudah menyebar (Aitken & Jeffries, 2001). Agen virus yang ditularkan melalui rute fekal-oral, seperti RV, hAdV 40 dan 41 dan NoV, sering dikaitkan dengan infeksi nosokomial dan terkait perawatan kesehatan yang disebarkan melalui kontaminasi udara, tangan dan permukaan (Lopman dkk., 2004).

 

Pekerja yang terlibat dalam pengolahan limbah dan penggunaan kembali untuk keperluan pertanian dan industri dapat terkena virus enterik. Survei seroepidemiologi menunjukkan bahwa pekerja di instalasi pengolahan air limbah (Clark dkk., 1985; Heng dkk., 1994; De Serres & Laliberte, 1997; Weldon dkk., 2000; Divizia dkk., 2008) dan dalam kegiatan irigasi penyemprotan / spray irrigation (Katzenelson dkk., 1976; WHO, 2006) berada pada risiko yang lebih tinggi daripada populasi umum, dalam hal infeksi usus dan hati.

 

Pekerjaan veteriner dan zootechnical juga dapat membuat pekerja terpapar virus zoonosis melalui kontak dengan kotoran hewan dan menghirup aerosol yang dihasilkan oleh aktivitas seperti mencuci dan membersihkan (Cook dkk., 2004). Studi serologis menunjukkan bahwa pekerja di sektor peternakan intensif dapat terpapar virus zoonosis, terutama virus influenza babi H1 (Olsen dkk., 2002). Oleh karena itu, pekerja di bidang aktivitas ini mungkin memiliki peran dalam lompatan spesies dari populasi hewan ke manusia (Baker & Gray, 2009).

 

Media lingkungan yang mengandung virus patogen manusia

 

Virus patogen manusia diekskresikan dan disekresikan oleh manusia ke dalam lingkungannya melalui feses, urin, air liur, keringat dan air mata (de Roda Husman & Bartram, 2008). Media utama, yang dapat terkontaminasi dengan virus manusia dan mewakili sumber infeksi potensial, adalah air, limbah, lumpur, pupuk kandang, udara, permukaan keras, tanaman seperti buah dan sayuran, kerang dan produk hewani.

 

Kisaran kompleksitas dalam struktur dan muatan elektrostatik dari media ini dan virus sedemikian rupa sehingga interaksinya sangat beragam, dengan perbedaan yang sesuai terkait dengan inaktivasi dan penghapusan virus. Secara umum, kelangsungan hidup virus dipengaruhi oleh parameter seperti kelembaban, suhu, asosiasi dengan padatan dan paparan sinar UV.

 

Air dan limbah

 

Air permukaan dapat dengan mudah terkontaminasi virus. Di Uni Eropa, pedoman untuk pembuangan limbah (Petunjuk 91/271/EEC) tentang pengolahan air limbah perkotaan diadopsi pada tahun 1991 untuk melindungi lingkungan air dari efek buruk dari pembuangan air limbah perkotaan dan dari pembuangan industri tertentu. Ini merupakan standar penting karena tidak hanya mengatur kondisi pembuangan menurut kesetaraan penduduk, tetapi juga menetapkan persyaratan untuk fasilitas pengumpulan dan pengolahan yang sesuai. Namun, nilai pengurangan yang diperlukan untuk pembuangan dari instalasi pengolahan air limbah perkotaan dievaluasi menurut parameter kimia dan biokimia, termasuk kebutuhan oksigen biokimia, kebutuhan oksigen kimia, total padatan tersuspensi dan total fosfor dan nitrogen; mereka tidak menangani patogen yang sangat stabil, seperti virus. Dalam lumpur (padatan yang tersisa setelah pengolahan air limbah), virus mungkin ada dan merupakan potensi bahaya.

 

Air minum diambil dari air permukaan di banyak negara dan diolah dengan sedimentasi, filtrasi dan/atau desinfeksi, yang jika dilakukan secara efektif, dapat menghasilkan produk akhir yang bebas virus, meskipun hal ini mungkin tergantung pada kualitas sumber air (Rutjes dkk., 2009b; Teunis dkk., 2009; Lodder dkk., 2010). Petunjuk Eropa tentang kualitas air yang ditujukan untuk konsumsi manusia adalah Petunjuk 98/83/EC. Pemantauan harus memberikan informasi tentang kualitas organoleptik dan mikrobiologis air yang dipasok serta informasi mengenai efektivitas pengolahan air minum (khususnya desinfeksi). Arahan ini mencakup batas mikrobiologis berdasarkan standar bakteri, tetapi virus tidak dipertimbangkan dalam arahan saat ini.

 

Pupuk Kandang

Kotoran dapat didefinisikan sebagai bahan urin dan feses yang dihasilkan oleh hewan yang ditempatkan di lingkungan buatan, seperti peternakan dan kebun binatang. Mungkin juga mengandung lapisan jerami, sering disimpan untuk waktu yang lama dan digunakan sebagai pupuk kandang di lahan pertanian. Secara umum, virus enterik termasuk calicivirus, HAV dan HEV dianggap stabil dalam tinja (Rzez˙utka & Cook, 2004). Setelah penyebaran virus ke lingkungan, tingkat inaktivasi berbeda secara substansial antara jenis virus dan inaktivasi lebih cepat dalam pupuk cair (campuran urin dan air dengan bahan alas tidur lebih sedikit) daripada pupuk padat. Virus enterik dapat bertahan untuk waktu yang sangat lama (bahkan bertahun-tahun) pada suhu di bawah 5 °C dan terutama tanpa adanya sinar UV. Ada bukti yang baik bahwa inaktivasi virus di lingkungan kurang efektif jika mereka diserap ke atau tertanam dalam bahan padat tersuspensi yang tidak dikeringkan. Virus seperti HAV, NoV dan HEV dapat menahan inaktivasi lengkap di lingkungan untuk waktu yang sangat lama (Pesaro dkk., 1995).

 

Udara dan permukaan keras

 

Pentingnya penyebaran virus enterik melalui udara tidak didefinisikan dengan baik, tidak seperti penyebaran yang ditularkan melalui air atau makanan. Hal ini sebagian besar disebabkan oleh kesulitan dalam mengidentifikasi jalur penularan ini untuk kasus tunggal atau wabah. Penularan virus melalui udara tergantung pada kemungkinan bahan yang mengandung virus untuk membentuk aerosol dan pada kelangsungan hidup virus di udara. Virus enterik dapat menjadi aerosol dengan, misalnya, muntah hebat (yang terkait dengan NoV) (Marks dkk., 2000), pembilasan toilet (Barker & Jones, 2005), irigasi semprot (Petterson dkk., 2001) dan berbagai proses di pabrik pengolahan air limbah (Carducci dkk., 1995, 2000).

 

Beberapa virus enterik dapat menyebabkan infeksi melalui kontak mata atau melalui inhalasi dan penyebaran virus melalui lendir dan menelan selanjutnya. Namun demikian, mekanisme penyebaran yang paling umum adalah pengendapan partikel aerosol pada permukaan, terutama makanan, tumbuh-tumbuhan dan pakaian. Permukaan seperti gagang pintu, pegangan tangga untuk tangga, pegangan flushing di toilet, mainan, telepon, gelas minum dan kain semuanya telah terlibat dalam transmisi virus enterik (Barker & Jones, 2005; Gallimore dkk., 2008). Bahan feses atau muntahan dapat mencemari permukaan ini, dan virus yang terkandung kemudian dapat tertelan setelah kontak langsung atau berpindah dari tangan (Boone & Gerba, 2007).

 

Karakteristik bahan dan virus berperan dalam menentukan tingkat kelangsungan hidup (Abad dkk., 1994; Vasickova dkk., 2010). Deteksi virus pada berbagai macam permukaan, seperti meja, kenop pintu, dinding, kursi toilet, termometer, mainan, kain katun, karpet, bed cover, sarung tangan, gelas minum, kertas (Boone & Gerba, 2007) telah membantu untuk menjelaskan rute penularan NoV (Wu dkk., 2005; Boxman dkk., 2009a), RV (Ansari dkk., 1988) dan rhinovirus (Ansari dkk., 1991) dalam kasus dan wabah lokal.

 

Pangan

 

Pangan dan lingkungan merupakan sumber utama penularan virus ke manusia (Koopmans dkk., 2002; Koopmans & Duizer, 2004). Wabah virus yang ditularkan melalui makanan dilaporkan di seluruh dunia setiap tahun dan berhubungan dengan berbagai macam makanan (misalnya Verhoef dkk., 2008; Kuo dkk., 2009; Robesyn dkk., 2009; Vivancos dkk., 2009). Virus yang paling sering terlibat dalam infeksi bawaan makanan adalah NoV dan HAV, tetapi virus lain, terutama RV manusia, hEV, HEV dan AstV, juga ditularkan melalui makanan. Untuk NoV dan HAV, penularan dari orang ke orang adalah rute penularan yang paling umum.

 

Penyebaran sekunder dari virus-virus ini setelah masuk, misalnya, kontaminasi bawaan makanan adalah umum dan sering mengakibatkan wabah yang lebih besar dan berkepanjangan (WHO dan FAO, 2008). Perkiraan proporsi penyakit virus yang dikaitkan dengan makanan berada dalam kisaran sekitar 5% untuk HAV hingga 12-47% untuk NoV. Namun, semua perkiraan penyakit bawaan makanan yang tersedia saat ini membuat asumsi dan menggunakan ekstrapolasi dari sumber data yang berbeda (Scallan dkk., 2011). Namun demikian, semua pada dasarnya menyimpulkan bahwa virus merupakan penyebab penting penyakit bawaan makanan (WHO dan FAO, 2008; Scallan dkk., 2011). Insiden wabah penyakit virus bawaan makanan telah meningkat pesat selama dekade terakhir, mungkin karena globalisasi pasar makanan yang cepat, peningkatan perjalanan pribadi dan transportasi makanan, dan perubahan besar dalam kebiasaan konsumsi makanan (Rodrı´guez-La zaro dkk., 2009).

 

Produk makanan dapat terkontaminasi di berbagai titik di sepanjang rantai pasokan makanan. Hal ini dapat terjadi karena praktik yang buruk dalam produksi primer dan/atau penyalahgunaan sumber daya alam dan lingkungan (Appleton, 2000), mis. irigasi sayuran dengan air yang tercemar – termasuk kontaminasi melalui akar karena irigasi tetes (Urbanucci dkk., 2009) – kontak dengan kotoran manusia atau bahan yang tercemar tinja dan praktik kebersihan yang buruk oleh penjamah makanan selama panen produk segar.

 

Selain itu, kontaminasi dapat timbul karena praktik yang tidak tepat selama pemrosesan atau pada titik penjualan/konsumsi (Boxman dkk., 2009b). Juga, mungkin ada kontaminasi silang dari peralatan atau permukaan kerja yang tercemar, yang sebelumnya telah terkontaminasi oleh penjamah makanan yang terinfeksi atau makanan yang terkontaminasi (D'Souza dkk., 2006; Boxman dkk., 2009b; Dreyfuss, 2009).

 

Selain itu, kerang, produk segar atau makanan siap saji dapat terkontaminasi dengan kotoran manusia, baik secara langsung maupun tidak langsung, dan wabah yang ditularkan melalui makanan dapat juga berasal dari virus zoonosis yang secara intrinsik ada dalam makanan yang dikonsumsi. Hal ini telah dibuktikan untuk HEV pada daging mentah dan hati dari babi hutan dan rusa (Matsuda dkk., 2003; Tei dkk., 2003; Takahashi dkk., 2004).  Selain itu, potensi penularan melalui makanan menjadi perhatian pada setiap infeksi baru yang muncul, bahkan untuk virus yang terutama menyerang saluran pernapasan, misalnya virus flu burung yang sangat patogen. Memang, virus flu burung yang menular telah dibiakkan dari daging beku yang diekspor, meningkatkan kemungkinan penyebaran virus tersebut melalui rantai makanan (WHO dan FAO, 2008).

 

Makanan yang umumnya terlibat dalam wabah adalah makanan yang diproses secara minimal, seperti kerang atau produk segar, meskipun makanan siap saji yang telah terkontaminasi oleh penjamah makanan yang terinfeksi juga terlibat. Secara tradisional, kerang moluska bivalvia seperti tiram, remis, kerang dan kerang telah dianggap sebagai sumber utama virus bawaan makanan yang selanjutnya dapat disebarluaskan (Pinto´ dkk., 2009).

 

Kerang pemakan filter dapat memusatkan virus dari air yang tercemar: penyaringan dapat menyebabkan konsentrasi pada kerang 100-1000 kali lebih tinggi daripada di air sekitarnya (Carter, 2005). Selain itu, pengikatan spesifik NoV ke epitel kerang telah diamati, dan ini dapat menghambat pelepasan virus selama pembersihan kerang (Le Guyader dkk., 2006b; Maalouf dkk., 2011). Produk segar memiliki kandungan air yang tinggi – diserap dari air tanah selama pertumbuhan – dan dapat dimakan mentah dan tanpa dikupas, kedua prosedur tersebut dapat menghilangkan kontaminasi eksternal. Virus dapat bertahan hidup di permukaannya setelah dipanen (Carter, 2005) dan dapat tetap menular selama beberapa hari atau minggu dan bahkan selama penyimpanan komersial dan rumah tangga untuk jangka waktu hingga 5 minggu (Bosch dkk., 2006). Namun, setiap makanan yang telah dimanipulasi oleh penjamah makanan dan tidak (atau tidak cukup) mengalami pengawetan dan/atau pemasakan selanjutnya rentan menjadi sumber penularan virus enterik.

 

Kelangsungan hidup virus dalam makanan dapat dipengaruhi oleh berbagai faktor. Kott & Fishelson (1974) menemukan bahwa virus polio bertahan lebih lama pada tanaman tomat dan selada dalam larutan salin yang mengandung fosfat daripada di limbah kolam oksidasi, kemungkinan karena aktivitas mikroba dalam limbah tersebut. Juga, iradiasi alami dalam kombinasi dengan zat antivirus alami yang umumnya ada dalam buah dapat sangat mengurangi infektivitas virus (Konowalchuk & Speirs, 1978). Namun, bahan alami atau tambahan dalam makanan seperti lemak, garam dan sukrosa dapat melindungi virus dari inaktivasi dengan pemanasan atau tekanan hidrostatik tinggi (Kovacˇ dkk., 2010). Sebaliknya, komponen seperti asam dan berbagai komponen jus buah dapat meningkatkan tingkat inaktivasi virus (Kovacˇ dkk., 2010).

 

STRATEGI SAMPLING

 

Surveilans bahaya virus dari makanan dan lingkungan

 

Untuk intervensi kesehatan masyarakat yang sukses mengenai bahaya virus dari makanan dan lingkungan, identifikasi awal dan akurat dari agen virus menular adalah sangat penting. Kemampuan untuk mengidentifikasi dengan cepat patogen virus penyebab dari epidemi virus yang muncul secara nyata meningkatkan peluang keberhasilan setiap tindakan pencegahan untuk penahanan, pencegahan dan pengendalian penyakit yang mungkin terjadi. Surveilans virus lingkungan dapat mendukung deteksi kasus dan wabah dengan mengidentifikasi peningkatan frekuensi penyakit di atas kejadian latar belakangnya (Pusat Pengendalian dan Pencegahan Penyakit, 2001) dan dengan memperkirakan dampak penyakit. Selain itu, pengawasan dapat membantu menghasilkan hipotesis dan merangsang penelitian, mengevaluasi tindakan pencegahan dan pengendalian dan memfasilitasi perencanaan.

 

Banyak negara dan organisasi internasional, terutama Organisasi Kesehatan Dunia (WHO) dan Pusat Pencegahan dan Pengendalian Penyakit Eropa (ECDC), dan proyek penelitian internasional telah mencurahkan banyak energi untuk mengembangkan jaringan pengawasan terpadu; jaringan ini untuk melacak virus lingkungan termasuk patogen virus yang ditularkan melalui makanan dan air seperti NoV, RV dan EV dan untuk memberikan informasi tentang struktur genetik virus dan distribusi geografis dan tentang populasi inang dan media lingkungan yang terlibat. Kemajuan terbaru dalam biologi molekuler, termasuk teknologi chip DNA dan teknologi pengurutan seluruh genom, terus meningkatkan daya diagnostik untuk mendeteksi dan mengkarakterisasi berbagai patogen dan variannya.

 

Sistem surveilans kesehatan masyarakat untuk deteksi wabah dapat menetapkan nilai relatif dari pendekatan yang berbeda untuk mendeteksi wabah pada tahap paling awal dan memberikan informasi yang diperlukan untuk meningkatkan kemanjurannya. Namun, biaya besar dapat dikeluarkan dalam mengembangkan, meningkatkan dan mengelola sistem pengawasan ini dan menyelidiki alarm palsu (Wagner dkk., 2001). Selain itu, manfaat ekonomi keseluruhan dari sistem surveilans untuk deteksi dini dan respons terhadap wabah belum ditetapkan dengan jelas.

 

Metode pengambilan sampel

 

Rencana pengambilan sampel yang rasional sangat penting untuk analisis virus patogen manusia, yang mungkin ada dalam jumlah kecil dan didistribusikan secara heterogen dalam media; rencana tersebut harus dibuat dengan pendekatan berbasis risiko (Andrews & Hammack, 2003; Food Standard Agency, 2004a, b). Akibatnya, sampel atau subsampel harus mewakili media asli (misalnya air dan makanan), dan proses pengambilan sampel (termasuk penyimpanan dan transportasi) tidak boleh mengubah kondisi sampel dan dengan demikian tidak mempengaruhi analisis selanjutnya (Badan Standar Pangan, 2004a). , b). Aspek lain yang juga harus dipertimbangkan ketika mengembangkan program sampling adalah karakteristik media yang akan dianalisis (alam: padat, semi padat, kental atau cair; jenis: makanan, air atau sampel lingkungan; komposisi: kaya lemak, protein atau kandungan tanaman seperti tanin, dan jumlah: langka atau melimpah), dan metode analisis selanjutnya yang akan digunakan (kultur sel, imunologi atau molekuler). Jika, misalnya, rencana pengambilan sampel untuk pabrik pate´ diperlukan, pendekatan yang seimbang perlu didasarkan pada pengamatan bahwa sampel yang sesuai untuk kesehatan masyarakat (misalnya 25 g pate´) mungkin tidak cocok untuk analisis selanjutnya. menggunakan metode molekuler karena sifat dan komposisi media yang heterogen. Ketidakcukupan pada salah satu aspek akan mempengaruhi validitas hasil analisis akhir.

 

Berbagai badan internasional, seperti Organisasi Internasional untuk Standardisasi (ISO), Komite Eropa untuk Normalisasi (CEN) dan Otoritas Keamanan Makanan Eropa (EFSA), dan badan nasional, seperti Departemen Kesehatan dan Layanan Kemanusiaan AS (USDHHS ), telah menetapkan prinsip dan/atau standar untuk pengambilan sampel makanan dan air.

 

Misalnya, ISO telah menetapkan serangkaian standar untuk pengambilan sampel (seri ISO 5667, ISO 18593:2004; ISO 8066:2004; ISO 24276:2006; ISO 7002:1986; ISO 17604:2003); namun, tidak disebutkan secara spesifik tentang pengambilan sampel untuk virus patogen enterik manusia dalam salah satu standar ini. Komite ahli ad hoc CEN/ISO untuk virus dalam makanan 'CEN/TC 275/WG6/TAG4' saat ini sedang mengerjakan standar internasional pertama untuk metode horizontal untuk mendeteksi HAV dan NoV dalam makanan.

 

Namun, proses pengambilan sampel tidak termasuk dalam standar yang direncanakan ini, dan komite telah memutuskan untuk memeriksa seri ISO 6887 untuk kesesuaiannya. Demikian pula, Manual Analitis Bakteriologis FDA (BAM) mencakup protokol umum untuk 'pengambilan sampel makanan dan persiapan sampel homogenat' (Andrews & Hammack, 2003), di mana dasar ilmiah untuk pengambilan sampel hanya menggunakan kriteria bakteriologis yang diterbitkan sebelumnya (ICMSF, 1986, 2002), meskipun BAM telah menetapkan protokol khusus untuk deteksi dan kuantifikasi HAV (Goswami, 2001).

 

Sejumlah besar penelitian terkait dengan virus makanan dan wabah yang ditularkan melalui air, kasus sporadis atau penelitian menggunakan sampel yang dikumpulkan untuk menentukan keberadaan virus enterik yang berbeda dalam makanan atau lingkungan atau untuk mengevaluasi metode baru untuk mendeteksi virus dalam media yang beragam (Mendukung Keterangan, Tabel S1 dan S2). Beberapa pelajaran penting dapat dipetik dari studi ini. Pertama, ada kurangnya harmonisasi dalam ukuran sampel, dan oleh karena itu, risiko serius dalam keterwakilan strategi pengambilan sampel yang digunakan. Hal ini paling penting karena sebagian besar penelitian tersebut terkait dengan wabah diare karena virus: konsekuensinya mungkin termasuk agen penyebab gastroenteritis yang sebenarnya tidak ditemukan, atau dosis infeksi yang terlalu rendah atau terlalu tinggi.

 

Dalam studi ini, ukuran sampel yang digunakan sangat beragam, mulai dari 50 L hingga 3000 L (yaitu perbedaan hampir 10⁸ kali lipat) untuk air dan dari 1,5–200 g untuk sampel makanan. Kedua, kurangnya homogenitas dalam pemilihan jaringan hewan atau bagian dari sampel yang diuji setelah sampel dikumpulkan. Ini juga dapat mempengaruhi deteksi virus patogen manusia. Misalnya, jaringan kerang yang berbeda dapat diuji untuk virus enterik manusia (yaitu seluruh kerang, mantel, insang, perut atau divertikula pencernaan). Namun, telah ditunjukkan bahwa efisiensi pemulihan dapat berbeda secara substansial antara jenis sampel dan bahkan virus mungkin tidak terdeteksi di beberapa (Wang dkk., 2008). Dalam sebuah penelitian yang mengevaluasi jaringan berbeda dari tiram yang terkontaminasi secara alami untuk mengidentifikasi yang paling cocok untuk mendeteksi virus, persentase sampel positif berbeda untuk seluruh tiram (0,7%), mantel (2,2%), insang (14,7%), perut ( 13,9%) dan divertikula pencernaan (13,2%), dan deteksi tidak mungkin dilakukan ketika otot adduktor diuji (Wang dkk., 2008). Faktor penting lainnya adalah penggunaan sampel individu atau sampel yang tidak jelas untuk bahan makanan, terutama dalam kasus kerang. Ini mempengaruhi secara langsung baik keterwakilan dan sensitivitas analitis dari hasil akhir. Misalnya, de Roda Husman dkk. (2007) mengamati bahwa pengumpulan kelenjar pencernaan dari beberapa tiram tidak pernah menghasilkan sinyal positif, sedangkan pengujian RT-PCR dari kelenjar pencernaan individu tiram tunggal mengungkapkan adanya RNA virus. Hal ini menunjukkan bahwa pooling dapat mempengaruhi hasil akhir secara negatif dan bahkan dapat menghasilkan hasil negatif palsu karena mekanisme sederhana untuk mengurangi ukuran setiap sampel individu yang digunakan dalam pool. Ini bisa sangat relevan dengan kesehatan masyarakat.

 

Sebaliknya, penggunaan sampel individu juga dapat mempengaruhi keterwakilan populasi yang diteliti. Pendekatan yang seimbang untuk media makanan yang sulit mungkin karena itu untuk menganalisis sejumlah sampel individu yang representatif; namun, ini bisa sangat meningkatkan biaya dan waktu yang dibutuhkan untuk analisis dan bahkan mungkin tidak layak di lapangan. Dua aspek penting lainnya juga harus dipertimbangkan: periode waktu dari pengambilan sampel hingga dimulainya analisis di laboratorium dan kondisi penyimpanan sampel selama periode tersebut. Masalah-masalah ini dapat menjadi sangat penting jika media kompleks dianalisis, karena stabilitas virus dapat dikompromikan. Namun, mereka biasanya tidak dibahas secara ketat selama pengambilan sampel, dan sebagian besar penelitian tidak memberikan rincian yang relevan.  Bahkan di mana informasi ini diberikan, kurangnya keseragaman terlihat lagi. Sampel terkadang disimpan dalam keadaan beku (Loisy dkk., 2000; Schvoerer dkk., 2000, 2001; Donaldson dkk., 2002), didinginkan pada suhu 4 °C (Pina dkk., 2001; La Rosa dkk., 2007 ), pada suhu kamar (Beuret dkk., 2002) atau disimpan di atas es (Noble & Fuhrman, 2001; Katayama dkk., 2008).

 

Keterwakilan sampel

 

Keterwakilan mengungkapkan sejauh mana data sampel secara akurat dan tepat mencerminkan karakteristik atau variabel pada titik sampling. Keterwakilan adalah faktor kualitatif, yang sebagian besar bergantung pada rancangan program pengambilan sampel yang tepat. Kriteria keterwakilan paling baik dipenuhi dengan memastikan bahwa lokasi pengambilan sampel dipilih dengan tepat dan jumlah sampel yang dikumpulkan cukup banyak. Strategi pengambilan sampel harus tidak bias, cukup (yaitu merangkum semua informasi yang relevan tentang populasi induk, yang berisi sampel, tetapi mengabaikan informasi spesifik sampel), efisien (yaitu semakin banyak nilai statistik untuk berbagai sampel mengelompok di sekitar nilai sebenarnya dan semakin rendah kesalahan pengambilan sampel, semakin besar efisiensinya) dan konsisten (semakin besar sampelnya, semakin dekat statistiknya dengan nilai sebenarnya) (Jarman, 1984).

 

Transportasi dan penyimpanan

 

Setelah pengambilan sampel selesai, sampel harus diangkut ke fasilitas laboratorium sesegera mungkin. Misalnya, metode AFNOR XP T 90-451 'Recherche des ente´rovirus' dalam air (AFNOR, 1990) menyatakan bahwa setelah konsentrasi in situ dengan penyaringan, kartrid sampel harus dikeluarkan dan ditutup secara aseptik sedemikian rupa sehingga perangkat penyaringan tidak boleh dibiarkan benar-benar kering; setelah itu, sampel harus diangkut ke laboratorium dalam waktu 24 jam pada suhu yang sesuai. Di sisi lain, metode ISO 19458 'Water quality – Sampling for microbiological analysis' (ISO, 2006), meskipun tidak spesifik untuk virus mamalia, menyatakan bahwa virus harus diangkut dan disimpan selama 24-72 jam, pada suhu 5 ± 3 °C. Pedoman 'Metode Standar untuk Pemeriksaan Air dan Air Limbah' (Eaton dkk., 2005) menyatakan bahwa sampel tidak boleh disimpan lebih dari 2 jam pada suhu 25 °C atau 48 jam pada suhu 2-10 °C; sampel harus disimpan pada suhu 70 °C jika tidak diproses dalam jangka waktu ini. Dahling & Wright (1984) juga menunjukkan bahwa sampel yang disimpan pada suhu 70 °C stabil tanpa kehilangan virus hingga 4 hari. Moce´ i Lilivina (2004) menguji stabilitas EV pada 70 °C dan menunjukkan bahwa mereka dapat menginfeksi sel setelah 11 bulan penyimpanan pada suhu ini ketika teradsorpsi ke membran ester selulosa. Kesimpulannya, pengangkutan dan penyimpanan harus dilakukan secepat mungkin, pada suhu yang terkendali (5 ± 3 °C). Dalam kisaran suhu ini, sampel dapat disimpan hingga 48 jam. Jika waktu ini tidak dapat dipenuhi, sampel harus dibekukan pada suhu 70 °C.

 

Sangat penting bagi petugas laboratorium untuk mengetahui bahwa transportasi yang aman dan efisien dari setiap zat menular adalah untuk kepentingan kesehatan masyarakat secara umum. Oleh karena itu, pengemasan bahan infeksius untuk pengangkutan harus dirancang untuk meminimalkan risiko kerusakan selama pengangkutan. Mengirim atau mengangkut virus menular harus menghormati 'Panduan peraturan untuk Transportasi Zat Menular 2009-2010' (WHO, 2008). Bentuk transportasi yang berbeda (jalan, kereta api, laut dan udara) zat menular memiliki persyaratan keselamatan yang berbeda dan oleh karena itu konvensi atau kode internasional mereka sendiri berdasarkan Peraturan Model PBB. Sejauh menyangkut personel laboratorium, tanggung jawab mereka terletak pada memastikan bahwa barang-barang dikemas sesuai dengan peraturan WHO. Beberapa negara memiliki peraturan nasionalnya sendiri; jika hal ini tidak terjadi, Pedoman Internasional harus diikuti.

 

Keamanan di laboratorium

 

HAV dan NoV keduanya digolongkan sebagai Kelompok Bahaya 2, dengan vaksin yang saat ini tersedia untuk HAV. HEV digolongkan sebagai Kelompok Bahaya 3 di beberapa negara, dan oleh karena itu, penggunaan virus ini secara sengaja di laboratorium di negara-negara tersebut harus dilakukan secara ketat di fasilitas tingkat penahanan 3 (containment level 3 / CL3). Namun, penanganan virus patogen harus sesuai dengan rekomendasi nasional tertentu: misalnya, dalam kasus HEV, klasifikasinya berbeda antara negara dan berbagai badan internasional.

 

Memang, rekomendasi WHO dan USA untuk organisme ini adalah biosafety level (BSL) 2, rekomendasi Spanyol umumnya BSL 3 tetapi tidak dengan semua tindakan pencegahan BSL 3 karena tidak ada bukti kontaminasi aerosol, dan rekomendasi Inggris adalah BSL 3. Ini harus diingat saat mengirim sampel yang kemungkinan mengandung virus ke laboratorium lain. Hanya laboratorium dengan fasilitas CL3 yang tersedia yang boleh menangani setiap paket yang diduga mengandung mikroorganisme CL3. Panduan harus dicari dari badan nasional, yang memberikan saran tentang prosedur praktik terbaik untuk penanganan yang aman dan penahanan organisme Kelompok Bahaya 2, 3 dan 4. Perhatikan bahwa banyak pedoman nasional didasarkan pada pedoman UE atau internasional. Jika tidak ada badan pengatur nasional jenis ini di suatu negara, pedoman internasional atau Eropa, seperti Manual Keamanan Hayati Laboratorium WHO 2nd Ed. (WHO, 2003), harus diikuti.

 

Deteksi dan identifikasi bahaya virus dari makanan dan lingkungan

 

Deteksi virus dalam sampel makanan dan lingkungan merupakan tantangan karena banyaknya variasi dan kompleksitas sampel, kemungkinan distribusi heterogen dari sejumlah kecil virus dan adanya komponen yang dapat menghambat atau mengganggu deteksi virus (Goyal, 2006). Bagan alir umum untuk proses analitis (dari pengambilan sampel hingga identifikasi dan karakterisasi akhir) untuk mendeteksi virus enterik manusia diberikan pada Gambar. 2. Perlu untuk memisahkan dan memusatkan virus dari bahan lingkungan sebelum melakukan tes untuk deteksi (Sair dkk., 2002). Karena belum ada prosedur standar atau pendekatan sistematis yang mengevaluasi adsorpsi virus ke substrat yang berbeda, sulit untuk menarik kesimpulan tentang mekanisme yang terlibat dalam adsorpsi virus (Jin & Flury, 2002); akibatnya, menetapkan proses pemisahan dan konsentrasi yang tepat bahkan lebih menuntut. Apapun metode yang digunakan, konsentrat akhir tidak boleh bersifat sitotoksik terhadap kultur sel yang digunakan dalam uji infektivitas dan harus bebas dari inhibitor apa pun, yang dapat diekstraksi bersama atau dikonsentrasikan bersama dari sampel lingkungan (Goyal, 2006). Berbagai zat biologis dan kimia yang ada dalam materi lingkungan atau digunakan selama pemrosesan sampel telah ditemukan bertindak sebagai inhibitor, termasuk polisakarida, heme, fenol dan kation (Atmar, 2006). Inhibitor PCR yang dikenal dalam ekstrak kerang termasuk glikogen dan polisakarida asam (Schwab dkk., 1998).

Gambar 2. Diagram skema proses analisis deteksi dan identifikasi bahaya virus lingkungan. TCDI₅₀, uji dosis infektif kultur jaringan median; AMDAL, immunoassay enzimatik; RIA, radioimmunoassay; ELISA, uji imunosorben terkait-enzim; NASBA, amplifikasi berbasis urutan asam nukleat.

 

Untuk analisis virologi aerosol, masalah utamanya adalah pengumpulan sampel dan persiapan untuk prosedur deteksi yang berbeda (terutama berdasarkan kultur sel dan/atau teknik molekuler). Ukuran sampel umumnya 1-3 m³ udara. Berbagai pendekatan telah dikembangkan, berdasarkan sifat partikel yang terbawa udara yang menempel pada setiap permukaan yang bersentuhan dengan mereka (Verreault dkk., 2008). Ada tiga prinsip berbeda yang mendasari air sampler yang paling umum digunakan: filtrasi membran, tumbukan pada permukaan padat diikuti dengan elusi, atau pelampiasan dalam media cair. Eluat yang dihasilkan dapat lebih terkonsentrasi (Verreault dkk., 2008). Metode lain untuk analisis virologi aerosol termasuk siklon atau presipitator elektrostatik, dan dalam beberapa tahun terakhir, ketakutan akan bioterorisme telah memicu penilaian berbagai metodologi baru (termasuk spektrometri massa) yang mampu mengidentifikasi spesies berbahaya di udara. Namun, sepertinya teknik tersebut tidak akan cocok untuk analisis lingkungan rutin dalam waktu dekat, dan lebih jauh lagi, teknik tersebut memerlukan pembuatan database sampel lingkungan yang sangat besar.

 

Untuk menjelaskan nasib virus yang menyebar melalui udara, pemantauan permukaan juga harus dilakukan, karena tetesan yang lebih besar cenderung mengendap. Pengambilan sampel permukaan paling banyak digunakan dalam pengaturan perawatan kesehatan dan dalam produksi makanan untuk menilai tidak hanya kontaminasi virus tetapi juga kemanjuran dan penerapan prosedur desinfeksi yang benar. Untuk permukaan yang keras, area permukaan yang ditentukan (yaitu 10 atau 36 cm2) harus diseka; swab kemudian dielusi, dan elusi diproses sebagai sampel cair. Metode alternatif adalah pelat kontak, yang dapat dielusi dengan cara yang sama.

 

Konsentrasi virus

 

Tujuan dari pemekatan virus adalah untuk mengumpulkan sebagian besar virus yang ada dalam sampel dalam volume minimal (Cliver, 2008); sampel kecil ini kemudian dapat digunakan untuk deteksi virus dengan metode berbasis molekuler, imunologi atau kultur sel (Gbr. 2). Protokol untuk konsentrasi virus dalam sampel air umumnya didasarkan pada empat langkah (Croci dkk., 2008): adsorpsi virus ke filter; elusi virus yang teradsorpsi menggunakan buffer kaya protein; rekonsentrasi virus dengan flokulasi, pengendapan atau filtrasi, dan ekstraksi virus, misalnya dengan kloroform.

 

Dalam sampel padat (termasuk bahan makanan), pemrosesan sampel sering dimulai dengan langkah pencucian (dalam hal produk segar) atau langkah homogenisasi (dalam hal, misalnya, kerang); virus terkonsentrasi setelah langkah pertama ini (Rodrı´guez-La´zaro dkk., 2007; Croci dkk., 2008). Jika sesuai, volume pengencer minimal dapat ditambahkan untuk mendukung disosiasi virus dari bahan padat tetapi menghindari gangguan dengan konsentrasi/ekstraksi virus berikutnya. Untuk dispersi sampel dalam pengencer, diperlukan teknik pencampuran yang sesuai. Langkah berikut adalah penghilangan padatan makanan dari ekstrak dengan, misalnya, filtrasi atau sentrifugasi diferensial. Metode konsentrasi yang sesuai untuk berbagai macam media termasuk elusi adsorpsi, presipitasi diferensial, ultrasentrifugasi dan ultrafiltrasi (Rodrı´guez-La´zaro dkk., 2007).

 

Metode deteksi yang digunakan untuk virus enterik manusia

 

Berbagai pendekatan dapat digunakan untuk mendeteksi virus enterik manusia dalam sampel terkonsentrasi. Mulai dari pengamatan langsung dengan mikroskop elektron hingga deteksi efek sitopatik pada garis sel tertentu dan sinyal diagnostik tidak langsung menggunakan metode imunologis atau molekuler (Gbr. 2).

 

Pengamatan langsung dengan mikroskop elektron adalah tugas yang melelahkan, melelahkan dan memakan waktu, juga subjektif, dan memiliki sensitivitas yang terbatas (Atmar & Estes, 2001). Pengamatan efek sitopatik yang dihasilkan dalam garis sel tertentu tidak selalu memungkinkan karena beberapa virus enterik, terutama NoV dan HEV tidak dapat diperbanyak dalam garis sel mamalia. Bahkan jika memungkinkan, ini bukanlah teknik yang sederhana atau hemat biaya. Mungkin juga memerlukan adaptasi virus sebelum dapat tumbuh secara efektif (Pinto´ & Bosch, 2008). Ada tes imunologi seperti enzymatic immunoassay, radioimmunoassay atau enzymelinked immunosorbent assay (ELISA), dan banyak tersedia secara komersial untuk virus enterik utama. Namun, sensitivitas analitisnya masih terlalu buruk untuk pengujian sampel lingkungan yang efektif.

 

Untuk mengatasi berbagai keterbatasan dan kerugian ini, teknik molekuler sekarang digunakan secara rutin di laboratorium virus, dan PCR kuantitatif waktu nyata (q-PCR) telah menjadi metode pilihan untuk mendeteksi virus enterik. Pendekatan ini telah diperkuat oleh rekomendasi dari komite internasional ISO/CEN CEN/TC275/WG6/TAG 4 bahwa PCR waktu nyata harus menjadi dasar untuk standar internasional yang akan datang untuk mendeteksi NoV dan HAV (Lees dan CEN WG6 TAG4, 2010). Sejumlah besar penelitian ilmiah menggunakan metode molekuler untuk mendeteksi virus enterik telah diterbitkan (lihat Tabel S3 untuk daftar representatif dari referensi yang diterbitkan).

 

q-PCR adalah teknik molekuler yang memungkinkan kuantifikasi jumlah template target (yaitu virus tertentu) yang awalnya ada dalam sampel (Heid dkk., 1996). Keuntungan utama lainnya dari teknik ini termasuk format tabung tertutup yang mengurangi risiko kontaminasi terbawa, rentang dinamis yang luas dari kuantifikasi dan kemungkinan untuk otomatisasi (Rodrı´guez-La´zaro dkk., 2007). Namun, q-PCR juga mengalami beberapa keterbatasan. Volume yang digunakan dalam reaksi amplifikasi sangat kecil; oleh karena itu, hanya metode konsentrasi yang dapat memberikan volume yang sangat kecil dari larutan asam nukleat yang dihasilkan (yaitu dalam kisaran mikroliter) dari sampel makanan atau lingkungan yang realistis yang dapat digunakan.

 

Selain itu, kualitas asam nukleat merupakan faktor penting yang secara langsung mempengaruhi sensitivitas analitik pengujian, dan beragam senyawa yang ada dalam sampel dapat menghambat reaksi amplifikasi. Standarisasi uji inhibisi akan membantu mengatasi keterbatasan ini setelah standar sintetik yang sesuai tersedia (La Rosa dkk., 2010). Akhirnya, upaya standardisasi internasional yang definitif diperlukan untuk menjamin implementasi yang efektif dalam konteks analitis kehidupan nyata.

 

Pilihan deteksi lainnya termasuk kombinasi kultur sel atau metode imunologi dan teknik molekuler. Kombinasi langkah kultur sel dan deteksi selanjutnya dengan teknik molekuler seperti RT-PCR atau amplifikasi berbasis urutan asam nukleat (NASBA) mengurangi periode inkubasi dan juga memungkinkan deteksi virus yang tumbuh tanpa menyebabkan efek sitopatik (Tabel S3) (Dubois dkk., 2002; Duizer dkk., 2004b).

 

Virus indeks Indikator mikrobiologi klasik seperti feses (Escherichia coli dan enterococci) adalah indikator yang paling umum digunakan untuk mengevaluasi tingkat kontaminasi feses dan juga efisiensi eliminasi patogen melalui proses pemurnian air. Namun, kecukupan penanda bakteri ini untuk menunjukkan keberadaan dan konsentrasi virus manusia dan kista protozoa telah dipertanyakan dalam beberapa tahun terakhir (Lipp dkk., 2001; Tree dkk., 2003). EV, dievaluasi sebagai virus enterik yang dapat dibudidayakan, adalah satu-satunya ukuran virus yang telah dimasukkan dalam peraturan sebelumnya. Hasil yang diperoleh dengan menerapkan teknik molekuler telah menunjukkan bahwa keberadaan EV tidak berkorelasi secara signifikan dengan keberadaan virus patogen lain yang mungkin lebih melimpah. Beragam kelompok bakteriofag juga telah disarankan sebagai indikator kontaminasi virus; ini secara teori memungkinkan penggunaan tes sederhana untuk mendeteksi virus menular (Savichtcheva & Okabe, 2006; Love dkk., 2008), meskipun kehadirannya tidak secara jelas berkorelasi dengan keberadaan patogen virus tertentu (FormigaCruz dkk. , 2003).

 

Peningkatan teknologi molekuler untuk mendeteksi virus yang ada dalam air dan makanan telah memusatkan perhatian pada kelompok baru virus DNA yang dapat diukur dengan uji molekuler hemat biaya dan diekskresikan dalam jumlah besar oleh populasi wilayah geografis yang sangat berbeda.  hAdV sering terdeteksi di lingkungan (He & Jiang, 2005; Van Heerden dkk., 2005a; Katayama dkk., 2008; Muscillo dkk., 2008) dan telah diusulkan bersama dengan virus polioma manusia sebagai indeks molekuler kontaminasi virus yang berasal dari manusia (Puig dkk., 1994; Pina dkk., 1998; Bofill-Mas dkk., 2000). Pengujian hAdV menarik karena dua alasan berbeda: baik untuk menilai keberadaan patogen manusia itu sendiri dan juga sebagai indikator yang lebih umum. Sebagian besar populasi seropositif untuk AdV yang paling umum dan juga untuk virus polioma manusia JCPyV dan BKPyV. Oleh karena itu, kehadiran virus-virus ini dalam air hanya menimbulkan risiko rendah bagi populasi imunokompeten yang sehat (Bofill-Mas dkk., 2001). AdV hewan tertentu atau polyomavirus juga telah diusulkan sebagai alat pelacak sumber mikroba (Hundesa dkk., 2006, 2009).

 

hAdV dan JCPyV telah ditemukan pada 98% sampel limbah yang dianalisis dari wilayah geografis yang sangat beragam di seluruh dunia (Bofill-Mas dkk., 2000), dengan konsentrasi sekitar 10⁵ –10⁷ setara genom (GE) L 1 . Konsentrasi umumnya lebih tinggi untuk hAdV daripada JCPyV. Virus-virus ini juga banyak ditemukan di air sungai dan telah digunakan sebagai penanda untuk evaluasi efisiensi dimana instalasi pengolahan air bisa menghilangkan virus (Bofill-Mas dkk., 2006; Albinana-Gimenez dkk., 2009a).

 

Metode q-PCR telah dikembangkan untuk mendeteksi hAdV dalam limbah, kerang, air sungai dan air minum (Puig dkk., 1994; Pina dkk., 1998; Formiga-Cruz dkk., 2002; Albinana-Gimenez dkk. al., 2009b) dan di air laut (Calgua dkk., 2008). hAdV juga terbukti sangat stabil di lingkungan dan tahan terhadap pengolahan air (Thompson dkk., 2003; Mena & Gerba, 2009). Proporsi yang sangat tinggi dari sampel lingkungan atau kerang yang membawa patogen virus manusia mengandung AdV (Formiga-Cruz dkk., 2002); patogen tersebut adalah virus yang paling melimpah, seperti yang diuji dengan PCR, dan secara teratur ditemukan dalam kontaminasi feses. Dalam penelitian menggunakan q-PCR, hAdV terdeteksi pada 100% sampel limbah perkotaan yang dianalisis pada konsentrasi 10⁴ –10⁵ GE mL ^-1 , dan virus ini masih ada dalam limbah yang diolah pada konsentrasi 10² -10³ GE L ^-1. Biosolid yang dihasilkan terakumulasi 10²-10⁵ AdV GE g ^-1.  JCPyV juga diukur, dan konsentrasi yang ditemukan adalah 10³ – 10⁴ GE mL ^-1 dalam limbah perkotaan, 10² -10³ GE L ^-1 dalam limbah yang diolah dan 10³ GE g ^-1 dalam biosolid yang dihasilkan (BofillMas dkk., 2006).

 

Penerapan virus indeks dalam regulasi kualitas mikrobiologi air ke depan harus menjadi langkah maju untuk meningkatkan pengendalian lingkungan, makanan dan air. Namun, ini akan memerlukan studi lebih lanjut, termasuk studi epidemiologi, untuk definisi nilai virus indeks yang dapat diterima dan untuk mengidentifikasi di mana nilai tersebut akan sesuai.

 

Evaluasi dan interpretasi hasil tes

 

Salah satu perbedaan utama antara studi keberadaan dan pencacahan bakteri dan virus dalam makanan dan lingkungan adalah ketersediaan metode "standar emas" untuk deteksi. Teknik berbasis kultur klasik dianggap sebagai standar emas untuk deteksi bakteri, tetapi situasinya justru sebaliknya untuk deteksi virus, karena tidak ada metode standar yang diterima. Kurangnya metode standar yang ditetapkan dan konsensus untuk deteksi dan kuantifikasi virus menghambat dan memperlambat adaptasi model penilaian risiko virus kuantitatif (QVRA) untuk lingkungan makanan dan makanan. Oleh karena itu, penetapan dan penerapan metode umum dan tervalidasi untuk deteksi virus akan memberikan kontribusi besar bagi harmonisasi studi QVRA yang efektif. Kombinasi kultur sel dan PCR umumnya menghasilkan jumlah virus yang lebih tinggi daripada yang dihasilkan dari metode kultur sel (yaitu unit pembentuk plak atau TCID₅₀) dan dapat dianggap sebagai standar de facto (Havelaar & Rutjes, 2008).

 

Validitas metode deteksi molekuler

 

Keandalan hasil yang dihasilkan oleh teknik molekuler dirusak oleh kurangnya metode standar untuk mendeteksi virus dalam sampel lingkungan dan keragaman virus, media, pengujian dan efisiensi pemulihan yang dijelaskan. Teknik molekuler, jika digunakan dengan kontrol kualitas yang tepat, dapat memungkinkan kemajuan substansial dalam pengendalian kontaminasi virus terhadap lingkungan dan makanan. Kontrol kualitas ini harus mencakup setidaknya satu kontrol reaksi negatif dan satu positif, satu kontrol proses negatif dan satu positif dan kontrol amplifikasi internal atau eksternal (Hoorfar dkk., 2004; Costafreda dkk., 2006; Rodrı´guez-La´ zaro dkk., 2007; Pinto´ & Bosch, 2008; D'Agostino dkk., 2011; DiezValcarce dkk., 2011a, b; Martı´nez-Martı´nez dkk., 2011) (Tabel 1). Kontrol untuk estimasi efisiensi konsentrasi dan/atau prosedur ekstraksi juga sangat penting. Beberapa pendekatan telah menyarankan penggunaan pengganti virus nonpatogen, dengan karakteristik struktural yang serupa dan yang tidak ada secara alami dalam sampel yang akan diuji. Sebagai contoh, virus Mengo MC0 (Costafreda dkk., 2006) dan feline calicivirus dan murine NoV-1 (Cannon dkk., 2006) masing-masing telah diusulkan sebagai pengganti yang sesuai untuk HAV dan NoV manusia.

 

Tabel 1. Kontrol analitik untuk (RT) deteksi bahaya virus berbasis PCR real-time dalam media makanan

Kontrol proses   Memproses Kontrol Positif (PPC): Sampel negatif dibubuhi dengan target virus yang cukup dan diproses di seluruh protokol. Sinyal positif harus diperoleh yang menunjukkan bahwa seluruh proses dilakukan dengan benar   Processing Negative Control (PNC): Sampel negatif dibubuhi nontarget atau air dalam jumlah yang cukup dan diproses di seluruh protokol. Sinyal negatif harus diperoleh, menunjukkan kurangnya kontaminasi di seluruh proses. Misalnya, penyertaan RNA (atau DNA) atau bakteriofag yang dienkapsidasi   Pengendalian Lingkungan: Tabung berisi campuran master atau air yang dibiarkan terbuka di ruang pengaturan PCR untuk mendeteksi kemungkinan asam nukleat yang terkontaminasi di lingkungan   Kontrol amplifikasi   Kontrol PCR positif: Sebuah template virus diketahui mengandung urutan target. Amplifikasi positif menunjukkan bahwa amplifikasi dilakukan dengan benar. Itu bisa digunakan virus alami atau asam nukleat chimerical   Kontrol PCR negatif (atau No Template Control -NTC- atau Reagent Control or Blank): Termasuk semua reagen yang digunakan dalam amplifikasi kecuali asam nukleat template. Biasanya, air ditambahkan sebagai pengganti template. Sinyal negatif menunjukkan tidak adanya kontaminasi spesifik dalam uji amplifikasi   Kontrol Amplifikasi Eksternal (EAC): Sebuah alikuot dari larutan DNA kontrol, yang mengandung jumlah atau nomor salinan yang ditentukan, ditambahkan ke alikuot asam nukleat dari sampel yang diekstraksi dan dianalisis dalam tabung reaksi terpisah. Sinyal positif menunjukkan bahwa ekstrak asam nukleat sampel tidak mengandung zat penghambat apa pun   Internal Amplification Control (IAC): Asam nukleat nontarget chimerical ditambahkan ke master mix untuk diamplifikasi bersama dengan set primer yang sama sebagai target virus tetapi dengan ukuran amplikon yang dapat dibedakan secara visual atau wilayah urutan internal yang berbeda dari amplikon target. Amplifikasi IAC baik dengan adanya target maupun tanpa adanya target menunjukkan bahwa kondisi amplifikasi memadai

Diadaptasi dari Rodrı´guez-La´ zaro dkk. (2007), Pinto´ & Bosch (2008), Bosch dkk. (2011) dan D'Agostino dkk. (2011).

 

Hasil negatif yang diperoleh dengan menggunakan tes PCR yang dirancang dan dikontrol dengan benar dapat memberikan bukti kuat untuk tidak adanya patogen atau indikator dalam sampel yang dianalisis dengan implikasi kuat untuk penilaian risiko. Hasil negatif seperti itu dari uji PCR yang terstandarisasi dengan baik dan sangat sensitif dapat diterima dan dapat memfasilitasi penerapan peraturan potensial yang mensyaratkan tidak adanya patogen dari volume sampel yang ditentukan, seperti halnya kriteria keamanan makanan atau air. Studi lebih lanjut diperlukan untuk mengevaluasi signifikansi hasil positif, karena sensitivitas yang berbeda dari teknik yang beragam, seperti uji infektivitas jika tersedia, tidak memungkinkan evaluasi definitif dari kemampuan menular dari genom virus yang terdeteksi. Juga, jika ukuran virus dipertimbangkan untuk peraturan mengenai kualitas mikrobiologis air mandi atau sampel lingkungan lainnya, studi epidemiologi akan diperlukan untuk menetapkan batas yang dapat diterima untuk virus indeks.

 

Partikel menular vs. PCR GE: implikasi bagi kesehatan masyarakat

 

Infektivitas virus didefinisikan sebagai kapasitas virus untuk memasuki sel inang dan memanfaatkan sumber dayanya untuk bereplikasi dan menghasilkan partikel virus menular keturunan (Black, 1996; Rodrı´guez dkk., 2009), yang dapat menyebabkan infeksi dan penyakit berikutnya pada tuan rumah manusia. Oleh karena itu, informasi yang diperlukan dalam studi penilaian risiko adalah jumlah partikel virus dengan kapasitas infektif. Jelas, metode berbasis kultur sel adalah metodologi terbaik untuk estimasi jumlah partikel infektif. Namun, seperti yang ditunjukkan sebelumnya, tidak ada model kultur yang tersedia untuk beberapa bahaya virus makanan dan lingkungan yang paling signifikan, terutama NoV manusia, HEV, dan bahkan HAV tipe liar. Dalam kasus ini, hanya metode molekuler yang tersedia, tetapi meskipun RTq-PCR adalah alat kuantitatif dan sensitif, RTq-PCR tidak dapat membedakan antara virus infektif dan noninfektif (Richards, 1999). Ini membatasi kegunaannya untuk tujuan kesehatan masyarakat. Rasio antara GE dan partikel infeksi telah dilaporkan meningkat seiring waktu, sangat bergantung pada air dan kondisi iklim dan jenis virus, dan dapat bervariasi dari 70 : 1 hingga 50 000 : 1 untuk EV di air permukaan alami (Rutjes dkk. ., 2005) dan di air tanah dan permukaan buatan (de Roda Husman dkk., 2009). Misalnya, air limbah dapat mengandung hingga 1500 GE HAstV L 1 tetapi tidak menunjukkan kapasitas infektif. Untuk mengatasi keterbatasan ini, beberapa pendekatan yang berbeda berdasarkan (RT) PCR telah dinilai (ditinjau dalam Rodrı´guez dkk., 2009; lihat Tabel 2 untuk contoh). Namun, tidak jelas apakah metode PCR langsung dapat menilai infektivitas virus secara memuaskan.

 

Asesmen Risiko

 

Seperti yang dinyatakan sebelumnya, QVRA secara teoritis merupakan alat statistik yang kuat untuk estimasi kemungkinan infeksi virus atau penyakit berdasarkan paparan dari host manusia terhadap bahaya virus dan untuk membangun hubungan dosis-respons (Haas, 1983; Haas dkk. ., 1993). Akibatnya, QVRA telah digunakan untuk paparan berbagai bahaya virus dalam media lingkungan yang berbeda, sebagian besar untuk lingkungan perairan (misalnya Van Heerden dkk., 2005b).

 

Secara umum, kerangka analisis risiko (FAO dan WHO, 2006) terdiri dari identifikasi bahaya, penilaian keterpaparan, karakterisasi bahaya dan karakterisasi risiko, yang harus mengidentifikasi dan sebaiknya mengukur risiko. Dalam kasus QVRA untuk paparan lingkungan, kerangka kerja ini berbunyi sebagai berikut: (1) identifikasi bahaya: identifikasi agen virus yang mungkin ada dalam media lingkungan tertentu dan mampu menyebabkan efek kesehatan yang merugikan; (2) penilaian paparan: evaluasi kuantitatif kemungkinan asupan agen virus melalui paparan sumber lingkungan; (3) karakterisasi bahaya: evaluasi kuantitatif sifat efek samping yang terkait dengan agen virus yang mungkin ada di lingkungan yang terpapar dan; (4) karakterisasi risiko: integrasi identifikasi bahaya, penilaian paparan dan karakterisasi bahaya ke dalam perkiraan risiko kemungkinan dan tingkat keparahan efek samping pada populasi tertentu dengan ketidakpastian yang menyertainya.

 

Berbagai karakteristik virus, seperti yang dijelaskan dalam makalah ini, merupakan penentu penting dari risiko infeksi atau penyakit saat terpapar: jumlah (atau dosis), infektivitas, dan patogenisitas pada manusia. Penerapan QVRA menjadi sulit karena kurangnya sistem kultur dan tingkat virus yang rendah di lingkungan yang menghadirkan kemungkinan risiko kesehatan masyarakat tetapi tidak dapat diketik atau diukur. Selain itu, metode standar untuk kuantifikasi bahaya virus dalam media lingkungan yang berbeda dan model respons dosis untuk bahaya virus lingkungan utama tidak tersedia. Untuk kuantifikasi virus yang andal dalam makanan dan bahan lingkungan, berbagai faktor perlu ditentukan: efisiensi deteksi dari pengujian yang digunakan, kontrol yang sesuai untuk mengukur secara akurat konsentrasi sebenarnya dan pelepasan virus ke lingkungan, dan kontaminasi makanan (Pinto´ & Bosch, 2008; Pinto´ dkk., 2009). Ini sangat penting untuk virus yang tidak dapat dibiakkan, seperti HEV dan NoV manusia, yang hanya tersedia metode deteksi kuantitatif molekuler. Angka mentah GE, yang merupakan data yang dihasilkan oleh metode tersebut, harus dikoreksi untuk efisiensi konsentrasi dan langkah ekstraksi asam nukleat serta kapasitas enzim yang terlibat dalam deteksi berbasis amplifikasi. Sebuah formula untuk estimasi paparan virus dalam media makanan telah diusulkan oleh Havelaar & Rutjes (2008).

Tabel 2.

Setelah penilaian paparan, karakterisasi bahaya dimungkinkan menggunakan model dosis-respons, yang menggambarkan hubungan antara partikel virus yang terdeteksi dan kemungkinan penyakit. Model dosis-respon virus didasarkan pada tiga asumsi biologis dasar: serangan tunggal, aksi independen, dan distribusi acak (FAO dan WHO, 2006). Dengan menggunakan asumsi ini, tiga model berbeda dapat diterapkan pada bahaya virus lingkungan (Haas, 1983; Teunis & Havelaar, 2000; Zwietering & Havelaar, 2006). Misalnya, Pinto´ dkk. (2009) memperkirakan hubungan antara jumlah HAV pada kerang coquina beku yang terlibat dalam dua wabah hepatitis dan risiko bagi kesehatan manusia. Namun, untuk HAV, kekebalan perlu diperhitungkan. Demikian pula, untuk NoV manusia yang hanya menginduksi kekebalan jangka pendek, penilaian risiko juga harus memperhitungkan pengamatan bahwa sebagian dari populasi resisten terhadap infeksi dengan genogroup GI NoV (Hutson dkk., 2002; Lindesmith dkk., 2003). ; Rockx dkk., 2005) atau GII (Thorven dkk., 2005; Larsson dkk., 2006).

 

Risiko virus dengan demikian dapat diperkirakan dari informasi yang diperoleh dari penilaian paparan dan hubungan dosis-respons (Zwietering & Havelaar, 2006). Selain itu, perkiraan kejadian penyakit dapat juga diekstrapolasikan ke perkiraan beban penyakit dan biaya (Havelaar & Rutjes, 2008). Penilaian risiko yang dipublikasikan untuk virus lingkungan terutama menyangkut paparan yang terbawa air atau makanan, tetapi rute lain dapat dipertimbangkan juga. Untuk virus bawaan makanan, proyek penelitian Uni Eropa 'Pemantauan dan pengendalian terpadu virus bawaan makanan dalam rantai pasokan makanan Eropa' (KBBE 213178; VITAL; www.eurovital.org) telah diluncurkan untuk mengembangkan pemantauan terpadu yang proaktif dan strategi manajemen risiko untuk pengendalian kontaminasi virus dari rantai pasokan makanan. Selain itu, jaringan ahli virologi makanan dan lingkungan, di bawah COST Action 929, ENVIRONET (www. cost929-environet.org), telah dibentuk untuk meningkatkan pengetahuan kita dan peran lingkungan dan makanan dalam penularan penyakit virus enterik.

 

Penutup dan Rekomendasi

 

Bahaya virus lingkungan semakin diakui sebagai penyebab penyakit di semua kelompok umur. Caliciviruses (NoV), AdV, EV, RV, HAV dan HEV adalah penyebab paling umum penyakit karena paparan lingkungan. Rute utama paparan virus lingkungan melibatkan kotoran manusia atau hewan, air permukaan atau limbah, terutama air irigasi yang berhubungan dengan tanaman, dan produk segar dan tidak dimasak di sepanjang rantai makanan, dan khususnya moluska kerang, yang menyaring pakan di perairan yang terkontaminasi virus. Selain risiko yang terkait dengan kontaminasi media lingkungan atau makanan dengan virus asal manusia, ada juga virus patogen yang bersifat zoonosis, yaitu asal hewan dan ditularkan dari hewan.

 

Pendidikan populasi berisiko harus memberikan perhatian khusus untuk menggambarkan rute kontaminasi virus potensial, terutama bagi mereka yang bekerja dengan air, limbah, feses dan makanan. Edukasi tentang risiko juga penting bagi petugas kesehatan dan konsumen. Tindakan pencegahan yang paling penting termasuk perbaikan kondisi higienis selama pemanenan, pengolahan dan penanganan bahan lingkungan yang berpotensi terkontaminasi. Perundang-undangan tentang penanganan dan pengolahan air, limbah dan makanan harus disesuaikan sesuai kebutuhan untuk mengurangi risiko kontaminasi virus lingkungan. Sistem untuk pengolahan limbah dan kode praktik untuk penggunaan limbah pertanian dan air permukaan harus ditinjau untuk mengatasi masalah ini.

 

Metode yang berkaitan dengan pemurnian virus dan deteksi partikel virus harus ditingkatkan sehingga kelangsungan hidup virus patogen manusia di lingkungan dapat diikuti dengan andal. Secara paralel, teknik harus dikembangkan lebih lanjut untuk inaktivasi virus yang efektif dan dekontaminasi bahan lingkungan yang diduga menimbulkan risiko. Ketika penyakit manusia disebabkan oleh paparan lingkungan terhadap virus, dan juga untuk penilaian kontaminasi virus dalam masalah lingkungan, pemantauan virus diperlukan, dan mungkin bermanfaat untuk menerapkan strategi pengawasan virus. Sayangnya, ini tidak langsung. Sampel harus mewakili masalah lingkungan yang sedang dipelajari, dan tes untuk bahaya virus tertentu mungkin memerlukan teknik pengambilan sampel dan pemrosesan sampel yang spesifik. Transportasi dan praktik laboratorium yang aman dan efisien sangat penting bagi pekerja laboratorium dan hasil dari tindakan pencegahan dan pengendalian.

 

Pengembangan teknik deteksi yang cocok untuk virus dalam sampel lingkungan memerlukan pendekatan spesifik yang ditargetkan. Ini umumnya dimulai dengan pemisahan dan konsentrasi virus. Metode konsentrasi yang tepat meliputi elusi adsorpsi, pengendapan diferensial, ultrasentrifugasi dan ultrafiltrasi. Kemudian, berbagai metode identifikasi virus dapat digunakan; metode yang mungkin berkisar dari teknik klasik seperti kultur sel dan mikroskop elektron hingga teknik molekuler seperti RT-PCR dan microarray, dan kombinasi juga dapat digunakan. Pengembangan metode umum yang dapat diterapkan pada media yang berbeda sulit dan, memang, mungkin tidak layak. Namun demikian, Analisis Makanan CEN/TC 275, Metode Horizontal; Kelompok Kerja 6, Kelompok Penasihat Teknis 4 (CENTAG4) sedang mengupayakan pengembangan metode horizontal semacam itu untuk mendeteksi virus dalam makanan.

 

Untuk mengevaluasi tingkat kontaminasi virus lingkungan, akan sangat membantu untuk menguji virus indeks tertentu, yang keberadaannya berkorelasi dengan keberadaan virus patogen lain, yang mungkin lebih melimpah. Karena penerapannya yang luas dan tingkat sensitivitas dan spesifisitas yang tinggi, teknik molekuler paling sering digunakan untuk mendeteksi virologi lingkungan. Teknik molekuler yang kuat bisa sangat berharga jika kontrol yang tepat digunakan. Namun, untuk memperkirakan bahaya virus yang sebenarnya, deteksi GE, yang merupakan hasil dari teknik molekuler, harus dikaitkan dengan jumlah partikel infeksius yang ada.

 

Untuk memperkirakan kemungkinan infeksi virus, alat statistik QVRA dapat digunakan. Ini melibatkan identifikasi bahaya virus, penilaian paparan, karakterisasi bahaya dan karakterisasi risiko. Penilaian paparan yang memuaskan membutuhkan kuantifikasi yang andal dari virus yang ada dalam bahan lingkungan. Untuk kuantifikasi virus yang andal di lingkungan, efisiensi deteksi dari uji yang digunakan harus ditentukan, dan kontrol yang tepat harus digunakan untuk menentukan secara akurat konsentrasi dan pelepasan virus yang sebenarnya di lingkungan. Kesimpulannya, studi tentang bahaya virus lingkungan sangat penting untuk memperkirakan risiko kesehatan masyarakat yang terkait dengan virus.

 

DAFTAR PUSTAKA

Abad FX, Pinto RM & Bosch A (1994) Survival of enteric viruses on environmental fomites. Appl Environ Microbiol 60: 3704–3710.

Abd El Galil KH, El Sokkary MA, Kheira SM, Salazar AM, Yates MV, Chen W & Mulchandani A (2004) A combined IMS-molecular beacon RT-PCR assay for detection of hepatitis A from environmental samples. Appl Environ Microbiol 70: 4371–4374.

Adlhoch C, Wolf A, Meisel H, Kaiser M, Ellerbrok H & Pauli G (2009) High HEV prevalence in four different wild boar populations in East and West Germany. Vet Microbiol 139: 270–278.

AFNOR (1990) AFNOR XP T 90-451 Recherche des ente´rovirus. AFNOR, Dartford. Aitken C & Jeffries DJ (2001) Nosocomial spread of viral disease. Clin Microbiol Rev 14: 528–546.

Albinana-Gimenez N, Miagostovich M, Calgua B, Huguet JM, Matia L & Girones R (2009a) Analysis of adenoviruses and polyomaviruses quantified by qPCR as indicators of water quality in source and drinking water-treatment plants. Water Res 43: 2011–2019.

Albinana-Gimenez N, Clemente-Casares P, Calgua B, Courtois S, Huguet JM & Girones R (2009b) Comparison of methods for the quantification of human adenoviruses, Polyomavirus JC and Norovirus in source and drinking water. J Virol Methods 158: 104–109.

Allwood PB, Malik YS, Hedberg CW & Goyal SM (2003) Survival of F-specific RNA coliphage, feline calicivirus, and Escherichia coli in water: a comparative study. Appl Environ Microbiol 69: 5707–5710.

Andrews WH & Hammack TS (2003) Food Sampling and Preparation of Sample Homogenate. Bacteriological Analytical Manual (BAM). US Food and Drug Administration, US Department of Health and Human Services, Silver Spring, MD. Ansari SA, Sattar SA, Springthorpe VS, Wells GA & Tostowaryk W (1988) Rotavirus survival on human hands and transfer of infectious virus to animate and nonporous inanimate surfaces. J Clin Microbiol 26: 1513–1518.

Ansari SA, Springthorpe VS, Sattar SA, Rivard S & Rahman M (1991) Potential role of hands in the spread of respiratory viral infections: studies with human parainfluenza virus 3 and rhinovirus 14. J Clin Microbiol 29: 2115–2119.

Appleton H (2000) Control of food-borne viruses. Br Med Bull 56: 172–183. Asano T & Cotruvo JA (2004) Groundwater recharge with reclaimed municipal wastewater health and regulatory considerations. Water Res 38: 1941–1951.

Atmar RL (2006) Molecular methods of virus detection in foods. Viruses in Foods. Food Microbiology and Food Safety Series (Goyal SM ed.), pp. 121–149.

Springer, New York, NY. Atmar RL & Estes MK (2001) Diagnosis of noncultivatable gastroenteritis viruses, the human caliciviruses. Clin Microbiol Rev 14: 15–37.

Bae J & Schwab KJ (2008) Evaluation of murine norovirus, feline calicivirus, poliovirus, and MS2 as surrogates for human norovirus in a model of viral persistence in surface water and groundwater. Appl Environ Microbiol 74: 477–484.

Baert L, Wobus CE, Van Coillie E, Thackray LB, Debevere J & Uyttendaele M (2008) Detection of murine norovirus 1 by using plaque assay, transfection assay, and real-time reverse transcription-PCR before and after heat exposure. Appl Environ Microbiol 74: 543–546.

Baert L, Debevere J & Uyttendaele M (2009) The efficacy of preservation methods to inactivate foodborne viruses. Int J Food Microbiol 131: 83–94.

Baggi F, Demarta A & Peduzzi R (2001) Persistence of viral pathogens and bacteriophages during sewage treatment: lack of correlation with indicator bacteria. Res Microbiol 152: 743–751.

Baker WS & Gray GC (2009) A review of published reports regarding zoonotic pathogen infection in veterinarians. J Am Vet Med Assoc 234: 1271–1278.

Ba´nyai K, Martella V, Molna´r P, Miha´ly I, Van Ranst M & Matthijnssens J (2009) Genetic heterogeneity in human G6P [14] rotavirus strains detected in Hungary suggests independent zoonotic origin. J Infect 59: 213–215.

Barker J & Jones MV (2005) The potential spread of infection caused by aerosol contamination of surfaces after flushing a domestic toilet. J Appl Microbiol 99: 339–347.

Beuret C, Kohler D, Baumgartner A & Luthi TM (2002) Norwalk-like virus sequences in mineral waters: one-year monitoring of three brands. Appl Environ Microbiol 68: 1925–1931.

Bhattacharya SS, Kulka M, Lampel KA, Cebula TA & Goswami BB (2004) Use of reverse transcription and PCR to discriminate between infectious and non-infectious hepatitis A virus. J Virol Methods 116: 181–187.

Bidawid S, Bosch A, Cook N, Greening G, Taylor M & Vinje´ J (2009) Editorial. Food Environ Virol 1: 1–2.

Black JG (1996) Microbiology: Principles and Applications, 3rd edn. Prentice Hall, Upper Saddle River, NJ. Blackmer F, Reynolds KA, Gerba CP & Pepper IL (2000) Use of integrated cell culture-PCR to evaluate the effectiveness of poliovirus inactivation by chlorine. Appl Environ Microbiol 66: 2267–2268.

Bofill-Mas S, Pina S & Girones R (2000) Documenting the epidemiologic patterns of polyomaviruses in human populations studying their presence in urban sewage. Appl Environ Microbiol 66: 238–245.

Bofill-Mas S, Formiga-Cruz M, Clemente-Casares P, Calafell F & Girones R (2001) Potential transmission of human polyomaviruses through the intestinal tract after exposure of virions or viral DNA. J Virol 75: 10290–10299.

Bofill-Mas S, Albinana-Gimenez N, Clemente-Casares P, Hundesa A, Rodiguez-Manzano J, Allard A, Calvo M & Girones R (2006) Quantification and stability of human adenoviruses and polyomavirus JCPyV in wastewater matrices. Appl Environ Microbiol 72: 7894–7896.

Boone SA & Gerba CP (2007) Significance of fomites in the spread of respiratory and enteric disease. Mini-review. Appl Environ Microbiol 73: 1687–1696.

Borgen K, Herremans T, Duizer E, Vennema H, Rutjes S, Bosman A, de Roda-Husman AM & Koopmans M (2008) Non-travel related HEV genotype 3 infections in The Netherlands; A case series 2004-2006. BMC Infect Dis 8: 61. Bosch A (1998) Human enteric viruses in the water environment: a minireview. Int Microbiol 1: 191–196.

Bosch A, Pintό RM & Abad FX (2006) Survival and transport of enteric viruses in the environment. Viruses in Foods. Food Microbiology and Food Safety Series (Goyal SM, ed.), pp. 151–187. Springer, New York, NY. Bosch A, Sanchez G, Abbaszadegan M dkk. (2011) Analytical methods for virus detection in water and food. Food Anal Methods 4: 4–13.

Bouwknegt M, Lodder-Verschoor F, van der Poel WH, Rutjes SA & de Roda Husman AM (2007) Hepatitis E virus RNA in commercial porcine livers in The Netherlands. J Food Prot 70: 2889–2895. Boxman IL, Dijkman R, te Loeke NA, Ha¨gele G, Tilburg JJ, Vennema H & Koopmans M (2009a) Environmental swabs as a tool in norovirus outbreak investigation, including outbreaks on cruise ships. J Food Prot 72: 111–119.

Boxman I, Dijkman R, Verhoef L, Maat A, van Dijk G, Vennema H & Koopmans M (2009b) Norovirus on swabs taken from hands illustrate route of transmission: a case study. J Food Prot 72: 1753–1755.

Breitbart M, Hewson I, Felts B, Mahaffy JM, Nulton J, Salamon P & Rohwer F (2003) Metagenomic analyses of an uncultured viral community from human feces. J Bacteriol 185: 6220–6223.

Buti M, Clemente-Casares P, Jardi R, Formiga-Cruz M, Schaper M, Valdes A, Rodriguez-Frias F, Esteban R & Girones R (2004) Sporadic cases of acute autochtonous hepatitis E in Spain. J Hepatol 41: 126–131.

Calcedo R, Vandenbeghe LH, Roy S, Somanathan S, Wang L & Wilson JM (2009) Host immune responses to chronic adenovirus infections in human and nonhuman primates. J Virol 83: 2623–2631.

Calgua B, Mengewein A, Gru¨nert A, Bofill-Mas S, Clemente-Casares P, Hundesa A, Wyn-Jones P, Lo´pez-Pila JM & Girones R (2008) Development and application of a one-step low cost procedure to concentrate viruses from seawater samples. J Virol Methods 153: 79–83.

Cannon JL & Vinje´ J (2008) Foodborne viruses. Viruses in the Environment (Palombo EA & Kirkwood CD, eds), pp. 45– 75. Research Signpost, Kerala, India. Cannon JL, Papafragkou E, Park GW, Osborne J, Jaykus LA & Vinje´ J (2006) Surrogates for the study of norovirus stability and inactivation in the environment: a comparison of murine norovirus and feline calicivirus. J Food Prot 69: 2761–2765.

Carducci A, Arrighi S, Simonini A & Ruschi A (1995) Detection of coliphage and enteroviruses in sewage and aerosol from an activated sludge wastewater treatment plant. Lett Appl Microbiol 21: 207–209. Carducci A, Tozzi E, Rubulotta E, Casini B, Cantiani L, Muscillo M, Rovini E & Pacini R (2000) Assessing airborne biological hazard from urban wastewater treatment. Water Res 34: 1173–1178.

Carter MJ (2005) Enterically infecting viruses: pathogenicity, transmission and significance for food and waterborne infection. J Appl Microbiol 98: 1354–1380.

Centers for Disease Control and Prevention (2001) Updated guidelines for evaluating public health surveillance systems: recommendations from the guidelines working group. MMWR Recomm Rep 50: RR-13. Chapron CD, Ballester NA, Fontaine JH, Frades CN & Margolin AB (2000) Detection of astroviruses, enteroviruses, and adenovirus types 40 and 41 in surface waters collected and evaluated by the information collection rule and an integrated cell culture-nested PCR procedure. Appl Environ Microbiol 66: 2520–2525.

Cheesbrough JS, Green J, Gallimore CI, Wright PA & Brown DW (2000) Widespread environmental contamination with Norwalk-like viruses (NLV) detected in a prolonged hotel outbreak of gastroenteritis. Epidemiol Infect 125: 93–98.

Choi C, Song I, Stine S, Pimentel J & Gerba C (2004) Role of irrigation and wastewater reuse: comparison of subsurface irrigation and furrow irrigation. Water Sci Technol 50: 61–68.

Clark CS, Linneman CC & Gartside PS (1985) Serologic survey of rotavirus, Norwalk agent and Pototheca wickeramii in wastewater workers. Am J Public Health 75: 83–85.

Clay S, Maherchandani S, Malik YS & Goyal SM (2006) Survival on uncommon fomites of feline calicivirus, a surrogate of noroviruses. Am J Infect Control 34: 41–43.

Clemente-Casares P, Pina S, Buti M, Jardi R, Martı´n M, BofillMas S & Girones R (2003) Hepatitis E virus epidemiology in industrialized countries. Emerg Infect Dis 9: 448–454.

Cliver DO (2008) Historic overview of food virology. FoodBorne Viruses: Progress and Challenges (Koopmans MPG, Cliver DO & Bosch A, eds), pp. 1–28.ASM Press, Washington, DC. 

Cook N & Rzez˙utka A (2006) Hepatitis viruses. Emerging Foodborne Pathogens (Motarjemi Y & Adams M, eds), pp. 282–308. Woodhead Publishing Limited, Cambridge. Cook N, Bridger J, Kendall K, Iturriza-Go´mara M, El-Attar L & Gray J (2004) The zoonotic potential of rotavirus. J Infect 48: 289–302. 

Costafreda MI, Bosch A & Pinto´ RM (2006) Development, evaluation, and standardization of a real-time TaqMan reverse transcription-PCR assay for quantification of hepatitis A virus in clinical and shellfish samples. Appl Environ Microbiol 72: 3846–3855.

Crance JM, Gantzer C, Schwartzbrod L & Deloince R (1998) Effect of temperature on the survival of hepatitis A virus and its capsidal antigen in synthetic seawater. Env Tox Water Quality 13: 89–92. Croci L, Dubois E, Cook N, de Medici D, Schultz AC, China B, Rutjes SA, Hoorfar J & Van der Poel WHM (2008) Current methods for extraction and concentration of enteric viruses from fresh fruit and vegetables: towards international standards. Food Anal Methods 1: 73–84.

da Silva AK, Le Saux JC, Parnaudeau S, Pommepuy M, Elimelech M & Le Guyader FS (2007) Evaluation of removal of noroviruses during wastewater treatment, using real-time reverse transcription-PCR: different behaviors of genogroups I and II. Appl Environ Microbiol 73: 7891–7897.

D’Agostino M, Cook N, Rodriguez-Lazaro D & Rutjes S (2011) Nucleic acid amplification-based methods for detection of enteric viruses: definition of controls and interpretation of results. Food Environ Virol 3: 55–60. Dahling D & Wright B (1984) Process and transport of environmental virus samples. Appl Environ Microbiol 47: 1272–1276.

Daniels NA, Bergmire-Sweat DA, Schwab KJ dkk. (2000) A foodborne outbreak of gastroenteritis associated with Norwalk-like viruses: first molecular traceback to deli sandwiches contaminated during preparation. J Infect Dis 181: 1467–1470.

Daniels D, Grytdal S & Wasley A (2009) Surveillance for acute viral hepatitis – United States, 2007. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). MMWR Surveill Summ 58: 1–27.

Davanzo E, Frasson C, Morandin M & Trevisan A (2008) Occupational blood and body fluid exposure of university health care workers. Am J Infect Control 36: 753– 756.

de Deus N, Peralta B, Pina S, Allepuz A, Mateu E, Vidal D, Ruiz-Fons F, Martin M, Gortazar C & Segales J (2008) Epidemiological study of hepatitis E virus infection in European wild boars (Sus scrofa) in Spain. Vet Microbiol 129: 163–170.

de Roda Husman AM & Bartram J (2008) Global supply of virus safe drinking-water. Human Viruses in Water (Bosch A, ed.), pp. 127–162. Elsevier, Amsterdam, The Netherlands. de Roda Husman AM, Lodder-Verschoor F, van den Berg HHJL, Le Guyader FS, van Pelt H, van der Poel WHM & Rutjes SA (2007) Rapid virus detection procedure for molecular tracing of shellfish associated with disease outbreaks. J Food Prot 70: 967–974.

de Roda Husman AM, Lodder WJ, Rutjes SA, Schijven JF & Teunis PF (2009) Long-term inactivation study of three enteroviruses in artificial surface and groundwaters, using PCR and cell culture. Appl Environ Microbiol 75: 1050– 1057.

De Serres G & Laliberte G (1997) Hepatitis A among workers from a wastewater treatment plant during a small community outbreak. Occup Environ Med 54: 60–62.

Dentinger CM, Bower WA, Nainan OV, Cotter SM, Myers G, Dubusky LM, Fowler S, Salehi ED & Bell BP (2001) An outbreak of hepatitis A associated with green onions. J Infect Dis 183: 1273–1276.

Diez-Valcarce M, Kovacˇ K, Cook N, Rodrı´guez-La´zaro D & Herna´ndez M (2011a) Construction and analytical application of internal amplification controls (IAC) for detection of Food Supply Chain-Relevant Viruses by RealTime PCR-Based Assays. Food Anal Methods 4: 437–445. Diez-Valcarce M, Cook N, Herna´ndez M & Rodrı´guez-La´zaro D (2011b) Analytical application of a sample process control in detection of foodborne viruses. Food Anal Methods doi: 10.1007/s12161-011-9262-9.

Divizia M, Gabrieli R, Donia D dkk. (2004) Waterborne gastroenteritis outbreak in Albania. Water Sci Technol 50: 57–61. Divizia M, Cencioni B, Palombi L & Pana` A (2008) Sewage workers: risk of acquiring enteric virus infections including hepatitis A. New Microbiol 31: 337–341.

Domı´nguez A, Torner N, Ruı´z L dkk. (2008) Aetiology and epidemiology of viral gastroenteritis outbreaks in Catalonia (Spain) in 2004-2005. J Clin Virol 43: 126–131.

Donaldson KA, Griffin DW & Paul JH (2002) Detection, quantitation and identification of enteroviruses from surface.  waters and sponge tissue from the Florida Keys using realtime RTPCR. Water Res 36: 2505–2514.

Dreyfuss MS (2009) Is norovirus a foodborne or pandemic pathogen? An analysis of the transmission of norovirusassociated gastroenteritis and the roles of food and food handlers. Foodborne Pathog Dis 6: 1219–1228.

D’Souza DH, Sair A, Williams K, Papafragkou E, Jean J, Moore C & Jaykus L (2006) Persistence of caliciviruses on environmental surfaces and their transfer to food. Int J Food Microbiol 108: 84–91. Dubois E, LeGuyader F, Haugarreau L, Kopecka H, Cormier M & Pommepuy M (1997) Molecular epidemiological survey of rotaviruses in sewage by reverse transcriptase seminested PCR and restriction fragment length polymorphism assay. Appl Environ Microbiol 63: 1794– 1800.

Dubois E, Agier C, Traore O, Hennechart C, Merle G, Cruciere C & Laveran H (2002) Modified concentration method for the detection of enteric viruses on fruits and vegetables by reverse transcriptase-polymerase chain reaction or cell culture. J Food Prot 65: 1962–1969.

Duizer E, Bijkerk P, Rockx B, De Groot A, Twisk F & Koopmans M (2004a) Inactivation of caliciviruses. Appl Environ Microbiol 70: 4538–4543.

Duizer E, Schwab KJ, Neill FH, Atmar RL, Koopmans MP & Estes MK (2004b) Laboratory efforts to cultivate noroviruses. J Gen Virol 85: 79–87.

Eaton AD, Clesceri LS, Rice EW, Greenberg AE & Franson MAH (2005) Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 21st edn. American Public Health Association, Washington, DC. Echavarria M (2009) Adenoviruses. Principles and Practice of Clinical Virology, 6th edn (Zuckerman AJ, Banatvala JE, Griffiths P, Schoub B & Mortimer P, eds), pp. 463–488. John Wiley & Sons, Chichester. EFSA (2009) The community summary report on food-borne outbreaks in the European Union in 2007. EFSA J 271: 1–127.

Enriquez CE, Hurst CJ & Gerba CP (1995) Survival of enteric adenoviruses 40 and 41 in tap, sea, and waste water. Water Res 29: 2548–2553.

Espinosa AC, Mazari-Hiriart M, Espinosa R, Maruri-Avidal L, Me´ndez E & Arias CF (2008) Infectivity and genome persistence of rotavirus and astrovirus in groundwater and surface water. Water Res 42: 2618–2628.

Estes MK & Kapikian AZ (2007) Rotaviruses. Fields Virology, 5th edn (Knipe DM, Howley PM, Griffin DE, Lamb RA, Martin MA, Roizman B & Straus SE, eds), pp. 1917– 1974. Lippincot William & Wilkins, Philadelphia, PA.

Evans MR, Meldrum R, Lane W, Gardner D, Ribeiro CD, Gallimore CI & Westmoreland D (2002) An outbreak of viral gastroenteritis following environmental contamination at a concert hall. Epidemiol Infect 129: 355–360.

Farkas T, Zhong WM, Jing Y, Huang PW, Espinosa SM, Martinez N, Morrow AL, Ruiz-Palacios GM, Pickering LK & Jiang X (2004) Genetic diversity among sapovirus. Arch Virol 149: 1309–1323.

Food and Agriculture Organisation & World Heath Organisation (2006) Working principles for risks analysis for application in the framework of the Codex Alimentarius. Procedural Manual of the Codex Alimentarius Commission, 16th edn, p. 103. Food and Agriculture Organisation and World Heath Organisation, Geneva, Switzerland.

Food Standard Agency (2004a) Practical Sampling Guidance for Food Standards and Feeding Stuffs. Part 1: Overall Objectives of Sampling. Food Standard Agency, London.

Food Standard Agency (2004b) Practical Sampling Guidance for Food Standards and Feeding Stuffs. Part 2: Food Standards Sampling. Food Standard Agency, London.

Formiga-Cruz M, Tofin˜o-Quesada G, Bofill-Mas S dkk. (2002) Distribution of human virus contamination in shellfish from different growing areas in Greece, Spain, Sweden and the United Kingdom. Appl Environ Microbiol 68: 5990–5998.

Formiga-Cruz M, Allard AK, Conden-Hansson AC dkk. (2003) Evaluation of potential indicators of viral contamination in shellfish with applicability to diverse geographical areas. Appl Environ Microbiol 69: 1556–1563.

Fujioka R & Yoneyama BS (2002) Sunlight inactivation of human enteric viruses and fecal bacteria. Water Sci Technol 46: 291–295.

Gabbay YB, Linhares AC, Cavalcante-Pepino EL, Nakamura LS, Oliveira DS, Da Silva LD, Mascarenhas JDP, Oliveira CS, Monteiro TAF & Leite JPG (2007) Prevalence of human astrovirus genotypes associated with acute gastroenteritis among children in Bele´m, Brazil. J Med Virol 79: 530–538.

Gallimore CI, Taylor C, Gennery AR, Cant AJ, Galloway A, Xerry J, Adigwe J & Gray JJ (2008) 

Contamination of the hospital environment with gastroenteric viruses: comparison of two pediatric wards over a winter season. J Clin Microbiol 46: 3112–3115.

Gantzer C, Maul A, Audic JM & Schwartzbrod L (1998) Detection of infectious enteroviruses, enterovirus genomes, somatic coliphages, and Bacteroides fragilis phages in treated wastewater. Appl Environ Microbiol 64: 4307– 4312.

Gilpatrick SG, Schwab KJ, Estes MK & Atmar RL (2000) Development of an immunomagnetic capture reverse transcription-PCR assay for the detection of Norwalk virus. J Virol Methods 90: 69–78.

Goswami WW (2001) Detection and Quantitation of Hepatitis A Virus in Shellfish by the Polymerase Chain Reaction. Bacteriological Analytical Manual (BAM). US Food and Drug Administration, US Department of Health and Human Services, Silver Spring, MD. Goyal SM (2006) Methods of virus detection in foods. Viruses in Foods (Goyal SM, ed.), pp. 101–119. Food Microbiology and Food Safety Series. Springer, New York. Green KY (2007) Caliciviridae: the noroviruses. Fields Virology (Knipe DM, Howley PM, Griffin DE, Lamb RA, Martin MA, Roizman B & Straus SE, eds), pp. 949–979. LippincottRaven Publishers, Philadelphia, PA.  Greening GE (2006) Human and animal viruses in food (including taxonomy of enteric viruses). Viruses in Foods (Goyal SM, ed.), pp. 5–42. Springer, New York, NY.

Griffin DW, Donaldson KA, Paul JH & Rose JB (2003) Pathogenic human viruses in coastal waters. Clin Microbiol Rev 16: 129–143.

Guillois-Be´cel Y, Couturier E, Le Saux JC dkk. (2009) An oyster-associated hepatitis A outbreak in France in 2007. Euro Surveill 14: 19144.

Guix S, Caballero S, Villena C, Bartolome R, Latorre C, Rabella N, Simo M, Bosch A & Pinto RM (2002) Molecular epidemiology of astrovirus infection in Barcelona, Spain. J Clin Microbiol 40: 133–139.

Guthmann JP, Klovstad H, Boccia D dkk. (2006) A large outbreak of hepatitis E among a displaced population in Darfur, Sudan, 2004: the role of water treatment methods. Clin Infect Dis 42: 1685–1691.

Haas CN (1983) Estimation of risk due to low doses of microorganisms: a comparison of alternative methodologies. Am J Epidemiol 118: 573–582.

Haas CN, Rose JB, Gerba C & Regli S (1993) Risk assessment of virus in drinking water. Risk Anal 13: 545–552.

Hall G, Kirk MD, Becker N, Gregory JE, Unicomb L, Millard G, Stafford R, Lalor K & OzFoodNet Working Group (2005) Estimating foodborne gastroenteritis, Australia. Emerg Infect Dis 11: 1257–1264.

Hansman GS, Ishida S, Yoshizumi S, Miyoshi M, Ikeda T, Oka T & Takeda N (2007a) Recombinant sapovirus gastroenteritis, Japan. Emerg Infect Dis 13: 786–788.

Hansman GS, Oka T, Okamoto R dkk. (2007b) Human sapovirus in clams, Japan. Emerg Infect Dis 13: 620–622.

Hansman GS, Saito H, Shibata C, Ishizuka S, Oseto M, Oka T & Takeda N (2007c) Outbreak of gastroenteritis due to sapovirus. J Clin Microbiol 45: 1347–1349.

Hansman GS, Oka T, Li TC, Nishio O, Noda M & Takeda N (2008) Detection of human enteric viruses in Japanese clams. J Food Prot 71: 1689–1695.

Havelaar AH & Melse JM (2003) Quantifying public health risks. The WHO Guidelines for Drinking-Water Quality: A Burden of Disease Approach. Rijksinstituut voor Volksgezondheid en Milieu (RIVM), Bilthoven, The Netherlands. Havelaar AH & Rutjes SA (2008) Risk assessment of viruses in food: opportunities and challenges. Food-Borne Viruses: Progress and Challenges (Koopmans MPG, Cliver DO & Bosch A, eds), pp. 221–236. ASM Press, Washington, DC.

He J & Jiang S (2005) Quantification of enterococci and human adenoviruses in environmental samples by real-time PCR. Appl Environ Microbiol 71: 2250–2255.

Heid CA, Stevens J, Livak KJ & Williams PM (1996) Real time quantitative PCR. Genome Res 6: 986–994. Heng BH, Goh KT, Doraisingham S & Quek GH (1994) Prevalence of hepatitis A virus infection among sewage workers in Singapore. Epidemiol Infect 17: 162–166.

Herremans M, Bakker J, Duizer E, Venneam H & Koopmans MPG (2007) Use of serological assays for diagnosis of hepatitis E virus genotype 1 and 3 infections in a setting of low endemicity. Clin Vaccine Immunol 14: 562–568.

Herrmann JE, Taylor DN, Echeverria P & Blacklow NR (1991) Astroviruses as a cause of gastroenteritis in children. N Engl J Med 324: 1757–1760.

Hewitt J, Bell D, Simmons GC, Rivera-Aban M, Wolf S & Greening GE (2007) Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort. Appl Environ Microbiol 73: 7853–7857.

Hoebe CJ, Vennema H, de Roda Husman AM & van Duynhoven YT (2004) Norovirus outbreak among primary schoolchildren who had played in a recreational water fountain. J Infect Dis 189: 699–705.

Hoorfar J, Malorny B, Abdulmawjood A, Cook N, Wagner M & Fach P (2004) Practical considerations in the design of internal amplification controls for diagnostic PCR assays. J Clin Microbiol 42: 1863–1868.

Hovi T, Stenvik M & Rosenlew M (1996) Relative abundance of enterovirus serotypes in sewage differs from that in patients: clinical and epidemiological implications. Epidemiol Infect 116: 91–97.

Huang FF, Haqshenas G, Guenette DK, Halbur PG, Schommer SK, Pierson FW, Toth TE & Meng XJ (2002) Detection by reverse transcription-PCR and genetic characterization of field isolates of swine hepatitis E virus from pigs in different geographic regions of the United States. J Clin Microbiol 40: 1326–1332.

Hundesa A, Maluquer de Motes C, Bofill-Mas S, AlbinanaGimenez N & Girones R (2006) Identification of human and animal adenoviruses and polyomaviruses for determination of sources of fecal contamination in the environment. Appl Environ Microbiol 72: 7886–7893.

Hundesa A, Maluquer de Motes C, Albinana-Gimenez N, Rodrigues-Manzano J, Bofill-Mas S, Sun˜en E & Girones R (2009) Development of a qPCR assay for the quantification of porcine adenoviruses as an MST tool for swine fecal contamination in the environment. J Virol Meth 158: 130– 135.

Hurst CJ & Gerba CP (1980) Stability of simian rotavirus in fresh and estuarine water. Appl Environ Microbiol 39: 1–5. Hutin YJF, Pool V, Cramer EH dkk. (1999) A multistate, foodborne outbreak of hepatitis A. N Engl J Med 340: 595–602.

Hutson AM, Atmar RL, Graham DY & Estes MK (2002) Norwalk virus infection and disease is associated with ABO histo-blood group type. J Infect Dis 185: 1335–1337.

ICMSF (1986) Microorganisms in Foods 2: Sampling for Microbiological Analysis: Principles and Specific Applications. University of Toronto Press, Toronoto, Canada. ICMSF (2002) Microorganisms in Foods 7: Microbiological Testing in Food Safety Management. Kluwer Academic/ Plenum Publishers, New York, NY.

Ijaz S, Arnold E, Banks M dkk. (2005) Non-travel-associated hepatitis E in England and Wales: Demographic, clinical, and molecular epidemiological characteristics. J Infect Dis 192: 1166–1172.

International Organisation for Standardisation (2006) ISO 19458:2006 Water Quality – Sampling for Microbiological Analysis. International Organisation for Standardisation, Geneva, Switzerland. Issa IA & Mourad FH (2001) Hepatitis A: an updated overview. J Med Liban 49: 61–65.

Iturriza-Go´mara M, Kang G & Gray J (2004) Rotavirus genotyping: keeping up with an evolving population of human rotaviruses. J Clin Virol 31: 259–265.

Jacobsen KH & Koopman JS (2004) Declining hepatitis A seroprevalence: a global review and analysis. Epidemiol Infect 132: 1005–1022.

Jarman B (1984) Underpriviledged areas: validation and distribution of scores. Br Med J 289: 1587–1592.

Jiang YJ, Liao GY, Zhao W, Sun MB, Qian Y, Bian CX & Jiang SD (2004) Detection of infectious hepatitis A virus by integrated cell culture/strand-specific reverse transcriptasepolymerase chain reaction. J Appl Microbiol 97: 1105–1112.

Jimenez L & Chiang M (2006) Virucidal activity of a quaternary ammonium compound disinfectant against feline calicivirus: a surrogate for norovirus. Am J Infect Control 34: 269–273.

Jime´nez-Clavero MA, Ferna´ndez C, Ortiz JA, Pro J, Carbonell G, Tarazona JV, Roblas N & Ley V (2003) Teschoviruses as indicators of fecal contamination of water. Appl Environ Microbiol 69: 6311–6315.

Jime´nez-Clavero MA, Escribano-Romero E, Mansilla C, Go´mez N, Co´rdoba L, Roblas N, Ponz F, Ley V & Sa´iz JC (2005) Survey of bovine enterovirus in biological and environmental samples by a highly sensitive real-time reverse transcription-PCR. Appl Environ Microbiol 71: 3536– 3543.

Jin Y & Flury M (2002) Fate and transport of viruses in porous media. Adv Agron 77: 39–102.

Johansson PJ, Bergentoft K, Larsson PA, Magnusson G, Widell A, Thorhagen M & Hedlund KO (2005) A nosocomial sapovirus-associated outbreak of gastroenteritis in adults. Scand J Infect Dis 37: 200–204.

John DE & Rose JB (2005) Review of factors affecting microbial survival in groundwater. Environ Sci Technol 39: 7345–7356. Jongbloed AW & Lenis NP (1998) Environmental concerns about animal manure.

J Anim Sci 76: 2641–2648. Kadoi K & Kadoi BK (2001) Stability of feline caliciviruses in marine water maintained at different temperatures. New Microbiol 24: 17–21.

Kang G, Kelkar SD, Chitambar SD, Ray P & Naik T (2005) Epidemiological profile of rotaviral infection in India: challenges for the 21st century. J Infect Dis 192: S120–S126.

Kapoor A, Li L, Victoria J, Oderinde B, Mason C, Pandey P, Zaidi S & Delwart E (2009) New species of astroviruses in human stool. J Gen Virol 90: 2965–2972.

Karst SM, Wobus CE, Lay M, Davidson J & Virgin HW (2003) STAT1-dependent innate immunity to a Norwalklike virus. Science 299: 1575–1578.

Katayama H, Haramoto E, Oguma K, Yamashita H, Tajima A, Nakajima H & Ohgaki S (2008) One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan. Water Res 42: 1441–1448.

Katzenelson E, Buium I& Shuval HI (1976) Risk of communicable disease infection associated with wastewater irrigation in agricultural settlements. Science 194: 944–946.

Khamrin P, Maneekarn N, Peerakome S, Tonusin S, Malasao R, Mizuguchi M, Okitsu S & Ushijima H (2007) Genetic diversity of noroviruses and sapoviruses in children hospitalized with acute gastroenteritis in Chiang Mai, Thailand. J Med Virol 79: 1921–1926.

Ko G, Cromeans TL & Sobsey MD (2003) Detection of infectious adenovirus in cell culture by mRNA reverse transcription-PCR. Appl Environ Microbiol 69: 7377–7384.

Ko G, Cromeans TL & Sobsey MD (2005) UV inactivation of adenovirus type 41 measured by cell culture mRNA RT-PCR. Water Res 39: 3643–3649.

Konowalchuk J & Speirs JI (1978) Antiviral effect of commercial juices and beverages. Appl Environ Microbiol 35: 1219–1220.

Koopmans M & Duizer E (2004) Foodborne viruses: an emerging problem. Int J Food Microbiol 90: 23–41.

Koopmans M, von Bonsdorff CH, Vinje´ J, de Medici D & Monroe S (2002) Foodborne viruses. FEMS Microbiol Rev 26: 187–205.

Kott H & Fishelson L (1974) Survival of enteroviruses on vegetables irrigated with chlorinated oxidation pond effluents. Isr J Technol 12: 290–297.

Kovacˇ K, Diez-Valcarce M, Hernandez M, Raspor P & Rodrı´guez-La´zaro D (2010) High hydrostatic pressure as emergent technology for the elimination of foodborne viruses. Trends Food Sci Technol 21: 558–568.

Kruse H, Kirkemo AM & Handeland K (2004) Wildlife as a source of zoonotic infection. Emerg Infect Dis 10: 2067– 2072.

Kuo HW, Schmid D, Jelovcan S, Pichler AM, Magnet E, Reichart S & Allerberger F (2009) A foodborne outbreak due to norovirus in Austria, 2007. J Food Prot 72: 193–196.

Kuusi M, Nuorti JP, Maunula L, Minh NN, Ratia M, Karlsson J & von Bonsdorff CH (2002) A prolonged outbreak of Norwalk-like calicivirus (NLV) gastroenteritis in a rehabilitation centre due to environmental contamination. Epidemiol Infect 129: 133–138.

La Rosa G, Fontana S, Di Grazia A, Iaconelli M, Pourshaban M & Muscillo M (2007) Molecular identification and genetic analysis of norovirus genogroups I and II in water environments: comparative analysis of different reverse transcription-PCR assays. Appl Environ Microbiol 73: 4152–4161 [Erratum in: Appl Environ Microbiol 2007, 73: 6329].

La Rosa G, Pourshaban M, Iaconelli M & Muscillo M (2008) Detection of genogroup IV noroviruses in environmental and clinical samples and partial sequencing through rapid amplification of cDNA ends. Arch Virol 153: 2077–2083.

La Rosa G, Pourshaban M, Iaconelli M & Muscillo M (2009) Quantification of Norovirus genogroups I and II in environmental and clinical samples using Taqman RealTime RT-PCR. Food Environ Virol 1: 15–22.

La Rosa G, Iaconelli M, Pourshaban M & Muscillo M (2010) Detection And Molecular Characterization Of Noroviruses From Five Sewage Treatment Plants In Central Italy. Water Res 44: 1777–1784.

Lamhoujeb S, Fliss I, Ngazoa SE & Jean J (2008) Evaluation of the persistence of infectious human noroviruses on food surfaces by using real-time nucleic acid sequence-based amplification. Appl Environ Microbiol 74: 3349–3355.

Lamhoujeb SFI, Ngazoa SE & Jean J (2009) Molecular study of the persistence of infectious human norovirus on foodcontact surfaces. Food Environ Virol 1: 51–56.

Larsson MM, Rydell GE, Grahn A, Rodrı´guez-Diaz J, Akerlind B, Hutson AM, Estes MK, Larson G & Svensson L (2006) Antibody prevalence and titer to norovirus (genogroup II) correlate with secretor (FUT2) but not with ABO phenotype or Lewis (FUT3) genotype. J Infect Dis 194: 1422–1427.

Le Cann P, Ranarijaona S, Monpoeho S, Le Guyader F & Ferre V (2004) Quantification of human astroviruses in sewage using real-time RT-PCR. Res Microbiol 155: 11–15.

Le Guyader F, Haugarreau L, Miossec L, Dubois E & Pommepuy M (2000) Three-year study to assess human enteric viruses in shellfish. Appl Environ Microbiol 66: 3241– 3248.

Le Guyader FS, Bon F, DeMedici D dkk. (2006a) Detection of multiple noroviruses associated with an international gastroenteritis outbreak linked to oyster consumption. J Clin Microbiol 44: 3878–3882.

Le Guyader FS, Loisy F, Atmar RL, Hutson AM, Estes MK, Ruvoen-Clouet N, Pommepuy M & Le Pendu J (2006b) Norwalk virus-specific binding to oyster digestive tissues. Emerg Infect Dis 12: 931–936.

Le Guyader FS, Le Saux JC, Ambert-Balay K, Krol J, Serais O, Parnaudeau S, Giraudon H, Delmas G, Pommepuy M, Pothier P & Atmar RL (2008) Aichi virus, norovirus, astrovirus, enterovirus, and rotavirus involved in clinical cases from a French oyster-related gastroenteritis outbreak. J Clin Microbiol 12: 4011–4017.

Leclerc H, Schwartzbrod L & Dei-Cas E (2002) Microbial agents associated with waterborne diseases. Crit Rev Microbiol 28: 371–409. Lee HK & Jeong YS (2004) Comparison of total culturable virus assay and multiplex integrated cell culture-PCR for reliability of waterborne virus detection. Appl Environ Microbiol 70: 3632–3636.

Lee SH & Kim SJ (2002) Detection of infectious enteroviruses and adenoviruses in tap water in urban areas in Korea. Water Res 36: 248–256.

Lees D (2000) Viruses and bivalve shellfish. Int J Food Microbiol 59: 81–116. Lees D & CEN WG6 TAG4 (2010) International standardisation of a method for detection of human pathogenic viruses in molluscan shellfish. Food Env Virol 2: 146–155.

Ley V, Higgins J & Fayer R (2002) Bovine enteroviruses as indicators of fecal contamination. Appl Environ Microbiol 68: 3455–3461. Li JW, Xin ZT, Wang XW, Zheng JL & Chao FH (2002) Mechanisms of inactivation of hepatitis A virus by chlorine. Appl Environ Microbiol 68: 4951–4955.

Li JW, Xin ZT, Wang XW, Zheng JL & Chao FH (2004) Mechanisms of inactivation of hepatitis A virus in water by chlorine dioxide. Water Res 38: 1514–1519.

Li TC, Chijiwa K, Sera N dkk. (2005) Hepatitis E virus transmission from wild boar meat. Emerg Infect Dis 11: 1958–1960.

Li D, Gu AZ, He M, Shi H-C & Yang W (2009) UV inactivation and resistance of rotavirus evaluated by integrated cell culture and real-time RT-PCR assay. Water Res 43: 3261–3269.

Lindesmith L, Moe C, Marionneau S, Ruvoen N, Jiang X, Lindblad L, Stewart P, LePendu J & Baric R (2003) Human susceptibility and resistance to Norwalk virus infection. Nat Med 9: 548–553.

Lipp EK, Farrah SA & Rose JB (2001) Assessment of microbiological fecal pollution and human enteric pathogens in a coastal community. Mar Pollut Bull 42: 286– 293.

Lodder WJ & de Roda Husman AM (2005) Presence of noroviruses and other enteric viruses in sewage and surface waters in The Netherlands. Appl Environ Microbiol 71: 1453–1461.

Lodder WJ, van den Berg HHJL, Rutjes SA & de RodaHusman AM (2010) Presence of enteric viruses in source waters for drinking water production in the Netherlands. Appl Environ Microbiol 76: 5965–5971.

Loisy F, Le Cann P, Pommepuy M & Le Guyader FS (2000) An improved method for the detection of Norwalk-like caliciviruses in environmental samples. Lett Appl Microbiol 31: 411–415.

Lopman BA, Reacher MH, Vipond IB, Hill D, Perry C, Halladay T, Brown DW, Edmunds WJ & Sarangi J (2004) Epidemiology and cost of nosocomial gastroenteritis, Avon, England, 2002-2003. Emerg Infect Dis 10: 1827– 1834.

Love DC, Vinje´ J, Khalil SM, Murphy J, Lovelace GL & Sobsey MD (2008) Evaluation of RT-PCR and reverse line blot hybridization for detection and genotyping F+ RNA coliphages from estuarine waters and molluscan shellfish. J Appl Microbiol 104: 1203–1212.

Lu L, Li C & Hagedorn CH (2006) Phylogenetic analysis of global hepatitis E virus sequences: genetic diversity, subtypes and zoonosis. Rev Med Microbiol 16: 5–36.  Lytle CD & Sagripanti JL (2005) Predicted inactivation of viruses of relevance to biodefense by solar radiation. J Virol 79: 14244–14252.

Maalouf H, Schaeffer J, Parnaudeau S, Le Pendu J, Atmar RL, Crawford SE & Le Guyader FS (2011) Strain-dependent norovirus bioaccumulation in oysters. Appl Environ Microbiol 10: 3189–3196.

Mansuy JM, Peron JM, Abravanel F, Poirson H, Dubois M, Miedouge M, Vischi F, Alric L, Vinel JP & Izopet J (2004) Hepatitis E in the south west of France in individuals who have never visited an endemic area. J Med Virol 74: 419–424.

Marks PJ, Vipond IB, Carlisle D, Deakin D, Fey RE & Caul EO (2000) Evidence for airborne transmission of Norwalklike virus (NLV) in a hotel restaurant. Epidemiol Infect 124: 481–487.

Marks PJ, Vipond IB, Regan FM, Wedgwood K, Fey RE & Caul EO (2003) A school outbreak of Norwalk-like virus: evidence for airborne transmission. Epidemiol Infect 131: 727–736.

Martelli F, Caprioli A, Zengarini M, Marata A, Fiegna C, Di Bartolo I, Ruggeri FM, Delogu M & Ostanello F (2008) Detection of hepatits E virus (HEV) in a demographic managed wild boar (Sus scrofa scrofa) population in Italy. Vet Microbiol 126: 74–81.

Martı´nez-Martı´nez M, Diez-Valcarce M, Herna´ndez M & Rodrı´guez-La´zaro D (2011) Design and application of nucleic acid standards for quantitative detection of enteric viruses by real-time PCR. Food Environ Virol 3: 92–98.

Martone WJ, Hierholzer JC, Keenlyside RA dkk. (1980) An outbreak of adenovirus type 3 disease at a private recreation centre swimming pool. Am J Epidemiol 111: 229–237.

Matsuda H, Okada K, Takahashi K & Mishiro S (2003) Severe hepatitis E virus infection after ingestion of uncooked liver from a wild boar. J Infect Dis 188: 944.

Matthijnssens J, Ciarlet M, Rahman M dkk. (2008) Recommendations for the classification of group A rotaviruses using all 11 genomic RNA segments. Arch Virol 153: 1621–1629.

Mattison K, Karthikeyan K, Abebe M, Malik N, Sattar SA, Farber JM & Bidawid S (2007) Survival of calicivirus in foods and on surfaces: experiments with feline calicivirus as a surrogate for norovirus. J Food Prot 70: 500–503.

Maunula L, Kalso S, Von Bonsdorff CH & Ponka A (2004) Wading pool water contaminated with both noroviruses and astroviruses as the source of a gastroenteritis outbreak. Epidemiol Infect 132: 737–743.

Maunula L, Miettinen IT & von Bonsdorff CH (2005) Norovirus outbreaks from drinking water. Emerg Infect Dis 11: 1716–1721.

McKinney KR, Gong YY & Lewis TG (2006) Environmental transmission of SARS at Amoy Gardens. J Environ Health 68: 26–30.

Mena KD & Gerba CP (2009) Waterborne adenovirus. Rev Environ Contam Toxicol 198: 133–167.

Mendez E & Arias CF (2007) Astroviruses. Fields Virology, 5th edn (Knipe DM, Howley PM, Griffin DE, Lamb RA, Martin MA, Roizman B & Straus SE, eds), pp. 981–1000.

Lippincot William & Wilkins, Philadelphia, PA. Metcalf TG, Melnick JL & Estes MK (1995) Environmental virology: from detection of virus in sewage and water by isolation to identification by molecular biology-a trip of over 50 years. Annu Rev Microbiol 49: 461–487.

Moce´ i Llivina L (2004) Avenc¸os metodolo` gics en la deteccio´ de virus ente`rics en Aigu¨es. PhD Thesis, Universitat de Barcelona, Barcelona, Spain. Monica B, Ramani S, Banerjee I dkk. (2007) Human caliciviruses in symptomatic and asymptomatic infections in children in Vellore, South India. J Med Virol 79: 544–551.

Moore M, Kaplan MH, McPhee J, Bregman DJ & Klein SW (1984) Epidemiologic, clinical and laboratory features of coxsackievirus B1-B5 infections in the United States, 1970– 79.

Public Health Rep 99: 515–522. Muniain-Mujika I, Girones R, Tofino-Quesada G, Calvo M & Lucena F (2002) Depuration dynamics of viruses in shellfish. Int J Food Microbiol 77: 125–133.

Muscillo M, Carducci A, La Rosa G, Cantiani L & Marianelli C (1997) Enteric virus detection in Adriatic seawater by cell culture, polymerase chain reaction and polyacrylamide gel electrophoresis. Wat Res 31: 1980–1984. Muscillo M, La Rosa G, Marianelli C, Zaniratti S, Capobianchi MR, Cantiani L & Carducci A (2001) A new RT-PCR method for the identification of reoviruses in seawater samples. Water Res 35: 548–556.

Muscillo M, Pourshaban M, Iaconelli M, Fontana S, Di Grazia A, Manzara S, Fadda G, Santangelo R & La Rosa G (2008) Detection and quantification of human adenoviruses in surface waters by nested PCR, TaqMan real-time PCR and cell culture assays. Water Air Soil Pollut 191: 1–4.

Mushahwar IK (2008) Hepatitis E virus: molecular virology, clinical features, diagnosis, transmission, epidemiology, and prevention. J Med Virol 80: 646–658.

Myrmel M, Rimstad E & Wasteson Y (2000) Immunomagnetic separation of a Norwalk-like virus (genogroup I) in artificially contaminated environmental water samples. Int J Food Microbiol 62: 17–26.

Nakamura M, Takahashi K, Taira K, Taira M, Ohno A, Sakugawa H, Arai M & Mishiro S (2006) Hepatitis E virus infection in wild mongoose in Okinawa, Japan: demonstration of anti-HEV antibodies and a full-genome nucleotide sequence. Hepatol Res 34: 137–140.

Noble RT & Fuhrman JA (2001) Enteroviruses detected by reverse transcriptase polymerase chain reaction from the coastal waters of Santa Monica Bay, California: low correlation to bacterial indicator levels. Hydrobiologia 460: 175–184.

Nordgren J, Matussek A, Mattsson A, Svensson L & Lindgren PE (2009) Prevalence of norovirus and factors influencing virus concentrations during one year in a full-scale wastewater treatment plant. Water Res 43: 1117–1125.

Nuanualsuwan S & Cliver DO (2002) Pretreatment to avoid positive RT-PCR results with inactivated viruses. J Virol Methods 104: 217–225.

Nuanualsuwan S & Cliver DO (2003) Capsid functions of inactivated human picornaviruses and feline calicivirus. Appl Environ Microbiol 69: 350–357. Nyga˚rd K, Andersson Y, Lindkvist P dkk. (2001) Imported rocket salad partly responsible for increased incidence of hepatitis A cases in Sweden, 2000–2001. Euro Surveil 6: 151– 153.

Nyga˚rd K, Torven M, Ancker C, Knauth SB, Hedlund KO, Giesecke J, Andersson Y & Svensson L (2003) Emerging genotype (GGIIb) of norovirus in drinking water, Sweden. Emerg Infect Dis 9: 1548–1552.

Olsen CW, Brammer L, Easterday BC, Arden N, Belay E, Baker I & Cox NJ (2002) Serologic evidence of H1 swine influenza virus infection in swine farm residents and employees. Emerg Infect Dis 8: 814–819.

Parashar UD, Gibson CJ, Bresse JS & Glass RI (2006) Rotavirus and severe childhood diarrhea. Emerg Infect Dis 12: 304–306.

Patel MM, Widdowson MA, Glass RI, Akazawa K, Vinje J & Parashar UD (2008) Systematic literature review of role of noroviruses in sporadic gastroenteritis. Emerg Infect Dis 14: 1224–1231.

Patel MM, Hall AJ, Vinje J & Parashar UD (2009) Noroviruses: a comprehensive review. J Clin Virol 44: 1–8. Pebody RG, Leino T, Ruutu P, Kinnunen L, Davidkin I, Nohynek H & Leinikki P (1998) Foodborne outbreaks of hepatitis A in a low endemic country: an emerging problem? Epidemiol Infect 120: 55–59.

Pesaro F, Sorg I & Metzler A (1995) In situ inactivation of animal viruses and a coliphage in nonaerated liquid and semiliquid animal wastes. Appl Environ Microbiol 62: 92– 97.

Petterson SR, Ashbolt NJ & Sharma A (2001) Microbial risks from wastewater irrigation of salad crops: a screening-level risk assessment. Water Environ Res 73: 667–672.

Pina S, Puig M, Lucena F, Jofre J & Girones R (1998) Viral pollution in the environment and in shellfish: human adenovirus detection by PCR as an index of human viruses. Appl Environ Microbiol 64: 3376–3382.

Pina S, Buti M, Jardı´ R, Clemente-Casares P, Jofre J & Girones R (2001) Genetic analysis of hepatitis A virus strains recovered from the environment and from patients with acute hepatitis. J Gen Virol 82: 2955–2963.

Pinto´ RM & Bosch A (2008) Rethinking virus detection in food. Foodborne Viruses: Progress and Challenges (Koopmans M, Cliver DO & Bosch A, eds), pp. 171–188. ASM Press, Washington, DC.

Pinto´ RM, Costafreda MI & Bosch A (2009) Risk assessment in shellfish-borne outbreaks of Hepatitis A. Appl Environ Microbiol 75: 7350–7355.

Puig M, Jofre J, Lucena F, Allard A, Wadell G & Girones R (1994) Detection of adenoviruses and enteroviruses in polluted waters by nested PCR amplification. Appl Environ Microbiol 60: 2963–2970.

Purcell RH & Emerson SU (2001) Hepatitis E virus. Rev Med Virol 13: 145–154.

Raphael RA, Sattar SA& Springthorpe VS (1985) Long-term survival of human rotavirus in raw and treated river water. Can J Microbiol 31: 124–128.

Reuter G, Fodor D, Forga´ch P, Ka´tai A & Szucs G (2009) Characterization and zoonotic potential of endemic hepatitis E virus (HEV) strains in humans and animals in Hungary. J Clin Virol 44: 277–281.

Reynolds KA, Gerba CP & Pepper IL (1996) Detection of infectious enteroviruses by an integrated cell culture-PCR procedure. Appl Environ Microbiol 62: 1424–1427.

Richards GP (1999) Limitations of molecular biological techniques for assessing the virological safety of foods. J Food Prot 62: 691–697.

Richards GP (2001) Enteric virus contamination of foods through industrial practices: a primer on intervention strategies. J Ind Microbiol Biotechnol 27: 117–125.

Riou P, Le Saux JC, Dumas F, Caprais MP, Le Guyader SF & Pommepuy M (2007) Microbial impact of small tributaries on water and shellfish quality in shallow coastal areas. Water Res 41: 2774–2786.

Robesyn E, De Schrijver K, Wollants E, Top G, Verbeeck J & Van Ranst M (2009) An outbreak of hepatitis A associated with the consumption of raw beef. J Clin Virol 44: 207–210.

Rockx BH, Vennema H, Hoebe CJ, Duizer E & Koopmans MP (2005) Association of histo-blood group antigens and susceptibility to norovirus infections. J Infect Dis 191: 749– 754.

Rodrı´guez RA, Pepper IL & Gerba CP (2009) Application of PCR-based methods to assess the infectivity of enteric viruses in environmental samples. Appl Environ Micoribiol 75: 297–307.

Rodrı´guez-La´zaro D, Lombard B, Smith HV dkk. (2007) Trends in analytical methodology in food safety and quality: monitoring microorganisms and genetically modified organisms. Trends Food Sci Technol 18: 306–319.

Rodrı´guez-La´zaro D, Cook N, D’Agostino M & Hernandez M (2009) Current challenges in molecular diagnostics in food microbiology. Global Issues in Food Science and Technology (Barbosa-Ca´novas G, Mortimer A, Colonna P, Lineback D, Spiess W & Buckle K, eds), pp. 211–223. Elsevier, Maryland Heights, MO. Roy S, Vandenbeghe LH, Kryazhimskiy S dkk. (2009) Isolation and characterisation of adenoviruses persistently shed from the gastrointestinal tract of non-human primates. PLoS Pathog 5: e1000503.

Rutjes SA, Italiaander R, van den Berg HH, Lodder WJ & de Roda Husman AM (2005) Isolation and detection of enterovirus RNA from large-volume water samples by using the NucliSens miniMAG system and real-time nucleic acid sequence-based amplification. Appl Environ Microbiol 71: 3734–3740.

Rutjes SA, Lodder-Verschoor F, van der Poel WHM, van Duijnhoven YT & de Roda Husman AM (2006) Detection of noroviruses in foods: a study on virus extraction procedures in foods implicated in outbreaks of human gastroenteritis. J Food Prot 69: 1949–1956.

Rutjes SA, Lodder WJ, Bouwknegt M & de Roda Husman AM (2007) Increased hepatitis E virus prevalence on Dutch pig farms from 33 to 55% by using appropriate internal quality controls for RT-PCR. J Virol Methods 143: 112–116.

Rutjes SA, Lodder WJ, Lodder-Verschoor F, van den Berg HH, Vennema H, Duizer E, Koopmans M & de Roda Husman AM (2009a) Sources of hepatitis E virus genotype 3 in The Netherlands. Emerg Infect Dis 15: 381–387.

Rutjes SA, Lodder WJ, Docters van Leeuwen A & de Roda Husman AM (2009b) Detection of infectious rotavirus in naturally contaminated source waters for drinking water production. J Appl Microbiol 107: 97–105.

Rutjes SA, Lodder-Verschoor F, Lodder WJ, Van der Giessen J, Reesink H, Bouwknegt M & de Roda-Husman AM (2010) Seroprevalence and molecular detection of hepatitis E virus in wild boar and red deer in The Netherlands. J Virol Methods 168: 197–206.

Rzez˙utka A & Cook N (2004) Survival of human enteric viruses in the environment and food. FEMS Microbiol Rev 28: 441–453.

Saad MD, Hussein HA, Bashandy MM, Kamel HH, Earhart KC, Fryauff DJ, Younan M & Mohamed AH (2007) Hepatitis E virus infection in work horses in Egypt. Inf Gen Evol 7: 368–373.

Sair AI, D’Souza DH, Moe CL & Jaykus LA (2002) Improved detection of human enteric viruses in foods by RT-PCR. J Virol Methods 100: 57–69.

Sa´nchez-Padilla E, Grais RF, Guerin PJ, Steele AD, Burny ME & Luquero FJ (2009) Burden of disease and circulating serotypes of rotavirus infection in sub-Saharan Africa: systematic review and meta-analysis. Lancet Infect Dis 9: 567–576.

Sartorius B, Andersson Y, Velicko I dkk. (2007) Outbreak of norovirus in Vastra Gotaland associated with recreational activities at two lakes during August 2004. Scand J Infect Dis 39: 323–331.

Savichtcheva O & Okabe S (2006) Alternative indicators of fecal pollution: relations with pathogens and conventional indicators, current methodologies for direct pathogen monitoring and future application perspectives. Water Res 40: 2463–2476.

Savolainen C, Hovi T & Mulders MN (2001) Molecular epidemiology of echovirus 30 in Europe: succession of dominant sublineages within a major genotype. Arch Virol 146: 521–537.

Scallan E, Hoekstra RM, Angulo FJ, Tauxe RV, Widdowson MA, Roy SL, Jones JL & Griffin PM (2011) Foodborne illness acquired in the United States: major pathogens. Emerg Infect Dis 17: 7–15.

Scarcella C, Carasi S, Cadoria F dkk. (2009) An outbreak of viral gastroenteritis linked to municipal water supply, Lombardy, Italy, June 2009. Euro Surveill 14: 1–3. Schvoerer E, Bonnet F, Dubois V, Cazaux G, Serceau R, Fleury HJ & Lafon ME (2000) PCR detection of human enteric viruses in bathing areas, waste waters and human stools in Southwestern France. Res Microbiol 151: 693–701.

Schvoerer E, Ventura M, Dubos O, Cazaux G, Serceau R, Gournier N, Dubois V, Caminade P, Fleury HJ & Lafon ME (2001) Qualitative and quantitative molecular detection of enteroviruses in water from bathing areas and from a sewage treatment plant. Res Microbiol 152: 179–186.

Schwab KJ, Deleon R & Sobsey MD (1996) Immunoaffinity concentration and purification of waterborne enteric viruses for detection by reverse transcriptase PCR. Appl Environ Microbiol 62: 2086–2094.

Schwab KJ, Neill FH, Estes MK, Metcalf TG & Atmar RL (1998) Distribution of norwalk virus within shellfish following bioaccumulation and subsequent depuration by detection using RT-PCR. J Food Prot 61: 1674–1680.

Sedmark G, Bina D & MacDonald J (2003) Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage from Milwaukee, Wisconsin, collected Aug 1994 to Dec 2002. Appl Environ Microbiol 69: 7181–7187.

Sellwood J, Dadswell JV & Slade JS (1981) Viruses in sewage as an indicator of their presence in the community. J Hyg Camb 86: 217–225.

Shieh YC, Wong CI, Krantz JA & Hsu FC (2008) Detection of naturally occurring enteroviruses in waters using direct RT-PCR and integrated cell culture-RT-PCR. J Virol Methods 149: 184–189.

Simonet J & Gantzer C (2006a) Degradation of the poliovirus 1 genome by chlorine dioxide. J Appl Microbiol 100: 862–870.

Simonet J & Gantzer C (2006b) Inactivation of poliovirus 1 and F-specific RNA phages and degradation of their genomes by UV irradiation at 254 nanometers. Appl Environ Microbiol 72: 7671–7677.

Skraber S, Ogorzaly L, Helmi K, Maul A, Hoffman L, Cauchie HM & Gantzer C (2009) Occurrence and persistence of enteroviruses, noroviruses and F-specific RNA phages in natural wastewater biofilms. Water Res 43: 4780–4789.

Smith A, Reacher M, Smerdon W, Adak GK, Nichols G & Chalmers RM (2006) Outbreaks of waterborne infectious intestinal disease in England and Wales, 1992-2003. Epidemiol Infect 134: 1141–1149.

Sobsey MD, Shields PA, Hauchman FH, Hazard RL & Caton LW III (1989) Survival and transport of hepatitis A virus in soils, groundwater and wastewater. Water Sci Technol 10: 97–106.

Springthorpe VS, Loh CL, Robertson WJ & Sattar SA (1993) In situ survival of indicator bacteria, MS-2 phage and human pathogenic viruses in river water. Water Sci Technol 27: 413–420.

Stanway G, Brown F, Christian P dkk. (2005) Picornaviridae. Virus Taxonomy – 8th Report of the International Committee on Taxonomy Viruses (Fauquet CM, Mayo MA, Maniloff J, Desselberger U & Bull LA, eds), pp. 757–778. Elsevier Academic Press, London.

Steyer A, Poljsak-Prijatelj M, Barlic-Maganja D & Marin J (2008) Human, porcine and bovine rotaviruses in Slovenia: evidence of interspecies transmission and genome reassortment. J Gen Virol 89: 1690–1698.

Suffredini E, Corrain C, Arcangeli G dkk. (2008) Occurrence of enteric viruses in shellfish and relation to climaticenvironmental factors. Lett Appl Microbiol 47: 467–474.

Takahashi K, Kitajima N, Abe N & Mishiro S (2004) Complete or near-complete nucleotide sequence of hepatitis E virus genome recovered from a wild boar, a deer, and four patients who ate the deer. Virology 330: 501–505.

Taku A, Gulati BR, Allwood PB, Palazzi K, Hedberg CW & Goyal SM (2002) Concentration and detection of caliciviruses from food contact surfaces. J Food Prot 65: 999–1004.

Tallon LA, Love DC, Moore ZS & Sobsey MD (2008) Recovery and sequence analysis of hepatitis A virus from spring water implicated in an outbreak of acute viral hepatitis. Appl Environ Microbiol 74: 6158–6160.

Taylor LH, Latham SM & Woolhouse MEJ (2001) Risk factors for human disease emergence. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci 356: 983–989.

Tei S, Kitajima N, Takahashi K & Mishiro S (2003) Zoonotic transmission of hepatitis E virus from deer to human beings. Lancet 362: 371–373.

ter Waarbeek HL, Dukers-Muijrers NH, Vennema H & Hoebe CJ (2010) Waterborne gastroenteritis outbreak at a scouting camp caused by two norovirus genogroups: GI and GII. J Clin Virol 47: 268–272.

Teunis PF & Havelaar AH (2000) The Beta Poisson doseresponse model is not a single-hit model. Risk Anal 20: 513–520.

Teunis PF, Moe CL, Liu P, Miller SE, Lindesmith L, Baric RS, Le Pendu J & Calderon RL (2008) Norwalk virus: how infectious is it? J Med Virol 80: 1468–1476.

Teunis PFM, Rutjes SA, Westrell T & de Roda-Husman AM (2009) Characterization of drinking water treatment for virus risk assessment. Water Res 43: 395–404.

Thompson SS, Jackson JL, Suva-Castillo M, Yanko WA, El Jack Z, Kuo J, Chen CL, Williams FP & Schnurr DP (2003) Detection of infectious human adenoviruses in tertiarytreated and ultraviolet-disinfected wastewater. Water Environ Res 75: 163–170.

Thorven M, Grahn A, Hedlund KO, Johansson H, Wahlfrid C, Larson G & Svensson L (2005) A homozygous nonsense mutation (428G–>A) in the human secretor (FUT2) gene provides resistance to symptomatic norovirus (GGII) infections. J Virol 79: 15351–15355.

Thurston-Enriquez JA, Haas CN, Jacangelo J & Gerba CP (2003) Inactivation of feline calicivirus and adenovirus type 40 by UV radiation. Appl Environ Microbiol 69: 577–582.

Topping JR, Schnerr H, Haines J dkk. (2009) Temperature inactivation of Feline calicivirus vaccine strain FCV F-9 in comparison with human noroviruses using an RNA exposure assay and reverse transcribed quantitative real-time polymerase chain reaction-A novel method for predicting virus infectivity. J Virol Methods 156: 89–95.

Tree JA, Adams MR & Lees DN (2003) Chlorination of indicator bacteria and viruses in primary sewage effluent. Appl Environ Microbiol 69: 2038–2043.

Urbanucci A, Myrmel M, Berg I, von Bonsdorff CH & Maunula L (2009) Potential internalisation of caliciviruses in lettuce. Int J Food Microbiol 135: 175–178.

Van den Berg H, Lodder W, van der Poel WHM, Vennema H & de Roda Husman AM (2005) Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water. Res Microbiol 156: 532–540.

van der Poel WHM, Verschoor F, van de Heide R, Herrera MI, Vivo A, Kooreman M & de Roda-Husman AM (2001) Hepatitis E virus sequences in swine related to sequences in humans, the Netherlands. Emerg Infect Dis 7: 970–976.

Van Doorn LJ, Kleter B, Hoefnagel E, Stainier I, Poliszczak A, Colau B & Quint W (2009) Detection and genotyping of human rotavirus VP4 and VP7 genes by reverse transcriptase PCR and reverse hybridization. J Clin Microbiol 47: 2704–2712.

Van Heerden J, Ehlers MM, Van Zyl WB & Grabow WOK (2003) Incidence of adenoviruses in raw and treated water. Water Res 37: 3704–3708.

Van Heerden J, Ehlers MM, Heim A & Grabow WOK (2005a) Prevalence, quantification and typing of adenoviruses detected in river and treated drinking water in South Africa. J Appl Microbiol 99: 234–242.

Van Heerden J, Ehlers MM, Vivier JC & Grabow WO (2005b) Risk assessment of adenoviruses detected in treated drinking water and recreational water. J Appl Microbiol 99: 926–933.

Van Zyl WB, Page NA, Grabow WO, Steele AD & Taylor MB (2006) Molecular epidemiology of group A rotaviruses in water sources and selected raw vegetables in southern Africa. Appl Environ Microbiol 72: 4554–4560.

Vantarakis A & Papapetropoulou M (1999) Detection of enteroviruses, adenoviruses and hepatitis A viruses in raw sewage and treated effluents by nested-PCR. Water Air Soil Pollut 114: 85–93.

Vasickova P, Pavlik I, Verani M & Carducci A (2010) Issues concerning survival of viruses on surfaces. Food Environ Virol 2: 24–34.

Verhoef L, Boxman IL, Duizer E, Rutjes SA, Vennema H, Friesema IH, de Roda Husman AM & Koopmans M (2008) Multiple exposures during a norovirus outbreak on a rivercruise sailing through Europe, 2006. Euro Surveill 13: 18899.

Verreault D, Moineau S & Duchaine C (2008) Methods for sampling of airborne viruses. Microbiol Mol Biol Rev 72: 413–444.

Vivancos R, Shroufi A, Sillis M, Aird H, Gallimore CI, Myers L, Mahgoub H & Nair P (2009) Food-related norovirus outbreak among people attending two barbeques: epidemiological, virological, and environmental investigation. Int J Infect Dis 13: 629–635.

Waar K, Herremans MM, Vennema H, Koopmans MP & Benne CA (2005) Hepatitis E is a cause of unexplained hepatitis in The Netherlands. J ClinVirol 33: 145–149.

Wagner MM, Tsui FC, Espino JU, Dato VM, Sittig DF, Caruana RA, McGinnis LF, Deerfield DW, Druzdzel MJ & Fridsma DB (2001) The emerging science of very early detection of disease outbreaks. J Pub Health Mgmt Pract 26: 51–59.

Wang D, Wu Q, Yao L, Wei M, Kou X & Zhang J (2008) New target tissue for food-borne virus detection in oysters. Lett Appl Microbiol 47: 405–409.

Webby RJ, Carville KS, Kirk MD dkk. (2007) Internationally distributed frozen oyster meat causing multiple outbreaks of norovirus infection in Australia. Clin Infect Dis 44: 1026– 1031.

Weldon M, Vanegdom MJ, Hendrick KA dkk. (2000) Prevalence of antibody to hepatitis A virus in drinking water workers and wastewater workers in Texas from 1996 to 1997. J Occup Environ Med 42: 821–826.

Whitehead K & McCue KA (2009) Virucidal efficacy of disinfectant actives against feline calicivirus, a surrogate for norovirus, in a short contact time. Am J Infect Control 38: 26–30.

WHO (2003) Laboratory Biosafety Manual, 2nd edn. World Health Organisation, Geneva, Switzerland. WHO (2006) Guidelines for the safe use of wastewater, excreta and greywater. Volume 2: Wastewater use in agriculture. World Health Organisation, Geneva, Switzerland.

WHO (2008) WHO/HSE/EPR/2008.10 Guidance on regulations for the transport of infectious substances 2009–2010. World Health Organisation. Geneva, Switzerland.

WHO & FAO (2008) Viruses in Food: Scientific Advice to Support Risk Management Activities. World Health Organization and Food and Agriculture Organization, Geneva, Switzerland. Widdowson MA,

Jaspers WJ, Van der Poel WH, Verschoor F, De Roda-Husman AM, Winter HL, Zaaijer HL & Koopmans M (2003) Cluster of cases of acute hepatitis associated with hepatitis E virus infection acquired in the Netherlands. Clin Inf Dis 36: 29–33.

Wold WSM & Horwitz MS (2007) Adenoviruses. Fields Virology, 5th edn (Knipe DM, Howley PM, Griffin DE, Lamb RA, Martin MA, Roizman B & Straus SE, eds), pp. 2395–2436. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, PA.

Wu HM, Fornek M, Schwab KJ, Chapin AR, Gibson K, Schwab E, Spencer C & Henning K (2005) A norovirus outbreak at a long-term-care facility: the role of environmental surface contamination. Infect Control Hosp Epidemiol 26: 802–810.

Yates MV, Gerba CP & Kelley LM (1985) Virus persistence in groundwater. Appl Environ Microbiol 49: 778–781.

Zanetti AR, Schlauder GG, Romano L, Tanzi E, Fabris P, Dawson GJ & Mushahwar IK (1999) Identification of a novel variant of hepatitis E virus in Italy. J Med Virol 57: 356–360.

Zhang T, Breitbart M, Lee WH, Run JQ, Wei CL, Soh SWL, Hibberd ML, Liu ET, Rohwer F & Ruan YJ (2006) RNA viral community in human feces: prevalence of plant pathogenic viruses. PLoS Biol 4: 108–118.

Zheng DP, Ando T, Fankhauser RL, Beard RS, Glass RI & Monroe SS (2006) Norovirus classification and proposed strain nomenclature. Virology 346: 312–323.

Zhou YH, Purcell RH & Emerson SU (2003) An ELISA for putative neutralizing antibodies to hepatitis E virus detects antibodies to genotype 1, 2, and 4. Vaccine 22: 2578–2585.

Zwietering MH & Havelaar A (2006) Dose-response relationships and food-borne disease. Food Consumption and Disease Risk (Potter ME, ed.), pp. 422–439. Woodhead Publishing, Cambridge.

 

SUMBER:

David Rodrı´guez-La´ zaro , Nigel Cook , Franco M. Ruggeri , Jane Sellwood , Abid Nasser , Maria Sao Jose Nascimento , Martin D’Agostino , Ricardo Santos , Juan Carlos Saiz , Artur Rzez˙utka , Albert Bosch , Rosina Girone´s , Annalaura Carducci , Michelle Muscillo , Katarina Kovacˇ , Marta Diez-Valcarce , Apostolos Vantarakis , Carl-Henrik von Bonsdorff , Ana Maria de Roda Husman , Marta Herna´ndez & Wim H. M. van der Poel. 2012. Virus hazards from food, water and other contaminated environments. FEMS Microbiol Rev 36 (2012) 786–814. DOI: 10.1111/j.1574-6976.2011.00306.x

#VirusLingkungan 

#KontaminasiAir 

#KeamananPangan 

#Zoonosis 

#KesehatanMasyarakat