Mekanisme Resistensi Antimikroba

 

RINGKASAN

 

Munculnya resistensi di antara bakteri patogen yang paling penting diketahui sebagai ancaman kesehatan masyarakat yang besar yang mempengaruhi manusia di seluruh dunia. Organisme yang resistan terhadap beberapa obat telah muncul tidak hanya di lingkungan rumah sakit namun kini sering teridentifikasi di lingkungan masyarakat, hal ini menunjukkan bahwa terdapat banyak bakteri yang resisten terhadap antibiotik di luar rumah sakit. Respons bakteri terhadap “serangan” antibiotik adalah contoh utama adaptasi bakteri dan puncak evolusi. “Survival of the fittest” adalah konsekuensi dari plastisitas genetik yang sangat besar dari bakteri patogen yang memicu respon spesifik yang menghasilkan adaptasi mutasi, perolehan materi genetik atau perubahan ekspresi gen yang menghasilkan resistensi terhadap hampir semua antibiotik yang saat ini tersedia dalam praktik klinis. Oleh karena itu, memahami dasar biokimia dan genetik dari resistensi adalah hal yang sangat penting untuk merancang strategi guna membatasi munculnya dan penyebaran resistensi dan merancang pendekatan terapi inovatif terhadap organisme yang resistan terhadap beberapa obat. Dalam bab ini, kami akan menjelaskan secara rinci mekanisme utama resistensi antibiotik yang ditemui dalam praktik klinis dengan memberikan contoh spesifik pada bakteri patogen yang relevan.

 

PENGANTAR

 

Penemuan, komersialisasi dan pemberian rutin senyawa antimikroba untuk mengobati infeksi merevolusi pengobatan modern dan mengubah paradigma terapeutik. Memang benar, antibiotik telah menjadi salah satu intervensi medis terpenting yang diperlukan untuk pengembangan pendekatan medis yang kompleks seperti prosedur bedah mutakhir, transplantasi organ padat, dan penatalaksanaan pasien kanker. Sayangnya, peningkatan resistensi antimikroba yang nyata di antara bakteri patogen yang umum kini mengancam pencapaian terapi ini, membahayakan keberhasilan pasien yang sakit kritis. Faktanya, Organisasi Kesehatan Dunia menyebut resistensi antibiotik sebagai salah satu dari tiga ancaman kesehatan masyarakat terpenting di abad ke-21 (1).

 

Infeksi yang disebabkan oleh organisme yang resistan terhadap berbagai obat (MDR) dikaitkan dengan peningkatan angka kematian dibandingkan dengan infeksi yang disebabkan oleh bakteri yang rentan dan penyakit ini membawa beban ekonomi yang penting, diperkirakan mencapai lebih dari 20 miliar dolar per tahun di AS saja (2,3,4). Pusat Pengendalian dan Pencegahan Penyakit secara konservatif memperkirakan bahwa setidaknya 23.000 orang meninggal setiap tahun di Amerika Serikat akibat infeksi organisme yang resisten terhadap antibiotik (5). Selain itu, menurut laporan baru-baru ini, resistensi antibiotik diperkirakan menyebabkan sekitar 300 juta kematian dini pada tahun 2050, dengan kerugian hingga $100 triliun (£64 triliun) terhadap perekonomian global (6). Situasi ini diperburuk oleh kurangnya pasokan antibiotik yang kuat, yang mengakibatkan munculnya infeksi yang hampir tidak dapat diobati dan membuat dokter tidak mempunyai alternatif yang dapat diandalkan untuk mengobati pasien yang terinfeksi.

 

Untuk memahami masalah resistensi antimikroba, ada gunanya mendiskusikan beberapa konsep yang relevan. Pertama, resistensi antimikroba sudah ada sejak dahulu dan merupakan hasil interaksi banyak organisme dengan lingkungannya. Sebagian besar senyawa antimikroba adalah molekul yang diproduksi secara alami, dan dengan demikian, bakteri yang tinggal bersama telah mengembangkan mekanisme untuk mengatasi aksi mereka agar dapat bertahan hidup. Oleh karena itu, organisme ini sering dianggap “secara intrinsik” resisten terhadap satu atau lebih antimikroba. Namun, ketika membahas teka-teki resistensi antimikroba, bakteri yang memiliki faktor penentu resistensi antimikroba bukanlah fokus utama permasalahan. Sebaliknya, dalam situasi klinis, kami biasanya mengacu pada ekspresi “resistensi yang didapat” pada populasi bakteri yang awalnya rentan terhadap senyawa antimikroba. Seperti yang akan dibahas nanti dalam bab ini, perkembangan resistensi yang didapat dapat disebabkan oleh mutasi pada gen kromosom atau karena perolehan faktor penentu resistensi genetik eksternal, yang kemungkinan besar diperoleh dari organisme yang secara intrinsik resisten yang ada di lingkungan.

 

Kedua, penting untuk menyadari bahwa konsep resistensi/kerentanan antimikroba dalam praktik klinis adalah fenomena relatif dengan banyak lapisan kompleksitas. Penetapan titik henti kerentanan klinis (rentan, menengah, dan resisten) terutama bergantung pada aktivitas in vitro suatu antibiotik terhadap sampel bakteri yang cukup besar, dikombinasikan dengan beberapa parameter farmakologis (misalnya, antara lain, konsentrasi antimikroba dalam darah dan lokasi infeksi). Oleh karena itu, ketika mengobati bakteri yang resistan terhadap antibiotik, interpretasi pola kerentanan dapat bervariasi sesuai dengan skenario klinis dan ketersediaan pilihan pengobatan. Misalnya, konsentrasi gentamisin yang dicapai dalam urin mungkin cukup tinggi untuk mengobati infeksi saluran kemih bagian bawah yang disebabkan oleh organisme yang dilaporkan resisten terhadap gentamisin. Demikian pula, titik henti penisilin yang berbeda telah ditetapkan untuk Streptococcus pneumoniae tergantung apakah isolat tersebut menyebabkan meningitis vs. jenis infeksi lainnya, dengan mempertimbangkan kadar obat yang benar-benar mencapai cairan serebrospinal (7). Selain itu, kerentanan in vivo suatu organisme terhadap antibiotik tertentu dapat bervariasi sesuai dengan ukuran inokulum bakteri, suatu situasi yang telah didokumentasikan dengan baik pada infeksi Staphylococcus aureus dengan beberapa sefalosporin. Memang benar, terdapat bukti yang menunjukkan bahwa beberapa sefalosporin (misalnya cefazolin) mungkin gagal dalam mengatasi infeksi dengan inokula tinggi yang disebabkan oleh S. aureus yang rentan terhadap sefalosporin (8). Oleh karena itu, pada bagian berikut, kita akan fokus pada mekanisme molekuler dan biokimia dari resistensi bakteri, yang menggambarkan situasi spesifik yang sering ditemui dalam praktik klinis.

 

DASAR GENETIK RESISTENSI ANTIMIKROBA

 

Bakteri memiliki plastisitas genetik yang luar biasa yang memungkinkan mereka merespons beragam ancaman lingkungan, termasuk keberadaan molekul antibiotik yang dapat membahayakan keberadaan mereka. Seperti telah disebutkan, bakteri yang berbagi relung ekologi yang sama dengan organisme penghasil antimikroba telah mengembangkan mekanisme kuno untuk menahan pengaruh molekul antibiotik berbahaya dan, akibatnya, resistensi intrinsiknya memungkinkan bakteri untuk berkembang di hadapannya. Dari perspektif evolusi, bakteri menggunakan dua strategi genetik utama untuk beradaptasi terhadap “serangan” antibiotik, i) mutasi pada gen yang sering dikaitkan dengan mekanisme kerja senyawa tersebut, dan ii) perolehan DNA asing yang mengkode faktor penentu resistensi. melalui transfer gen horizontal (HGT).

 

Resistensi Mutasi

 

Dalam skenario ini, sebagian sel bakteri yang berasal dari populasi rentan mengalami mutasi pada gen yang mempengaruhi aktivitas obat, sehingga kelangsungan hidup sel tetap terjaga dengan adanya molekul antimikroba. Ketika mutan yang resisten muncul, antibiotik akan memusnahkan populasi yang rentan dan bakteri yang resisten akan mendominasi. Dalam banyak kasus, perubahan mutasi yang menyebabkan resistensi merugikan homeostasis sel (yaitu penurunan kebugaran) dan hanya dipertahankan jika diperlukan dengan adanya antibiotik. Secara umum, mutasi yang mengakibatkan resistensi antimikroba mengubah kerja antibiotik melalui salah satu mekanisme berikut, i) modifikasi target antimikroba (menurunkan afinitas terhadap obat, lihat di bawah), i) penurunan penyerapan obat, ii) aktivasi mekanisme efflux untuk mengusir molekul berbahaya, atau iv) perubahan global pada jalur metabolisme penting melalui modulasi jaringan pengatur. Dengan demikian, resistensi yang timbul akibat perubahan mutasi yang didapat beragam dan kompleksitasnya bervariasi. Dalam bab ini, kami akan memberikan beberapa contoh resistensi antimikroba yang timbul melalui perubahan mutasi (lihat di bawah).

 

Transfer Gen Horisontal

 

Akuisisi materi DNA asing melalui HGT adalah salah satu pendorong terpenting evolusi bakteri dan sering kali bertanggung jawab atas perkembangan resistensi antimikroba. Kebanyakan agen antimikroba yang digunakan dalam praktek klinis adalah (atau berasal dari) produk alami yang ditemukan di lingkungan (kebanyakan dari tanah). Seperti disebutkan sebelumnya, bakteri yang berbagi lingkungan dengan molekul-molekul ini mengandung faktor penentu resistensi antibiotik secara intrinsik dan terdapat bukti kuat yang menunjukkan bahwa “resistom lingkungan” tersebut merupakan sumber yang subur untuk perolehan gen resistensi antibiotik pada bakteri yang relevan secara klinis. Lebih jauh lagi, pertukaran genetik ini berimplikasi pada penyebaran resistensi terhadap banyak antibiotik yang sering digunakan.

 

Secara klasik, bakteri memperoleh materi genetik eksternal melalui tiga strategi utama, i) transformasi (penggabungan DNA telanjang), ii) transduksi (dimediasi fag) dan, iii) konjugasi (“jenis kelamin” bakteri). Transformasi mungkin merupakan jenis HGT yang paling sederhana, namun hanya segelintir spesies bakteri yang relevan secara klinis yang mampu “secara alami” menggabungkan DNA telanjang untuk mengembangkan resistensi. Munculnya resistensi di lingkungan rumah sakit seringkali melibatkan konjugasi, sebuah metode transfer gen yang sangat efisien yang melibatkan kontak sel-ke-sel dan kemungkinan besar terjadi pada tingkat tinggi di saluran pencernaan manusia yang menjalani pengobatan antibiotik. Sebagai aturan umum, konjugasi menggunakan elemen genetik bergerak (MGEs) sebagai sarana untuk berbagi informasi genetik yang berharga, meskipun transfer langsung dari kromosom ke kromosom juga telah ditandai dengan baik (9). MGE yang paling penting adalah plasmid dan transposon, keduanya memainkan peran penting dalam pengembangan dan penyebaran resistensi antimikroba di antara organisme yang relevan secara klinis.

 

Terakhir, salah satu mekanisme paling efisien untuk mengakumulasi gen resistensi antimikroba diwakili oleh integron, yang merupakan sistem rekombinasi spesifik lokasi yang mampu merekrut kerangka pembacaan terbuka dalam bentuk kaset gen bergerak. Integron menyediakan mekanisme yang efisien dan sederhana untuk penambahan gen baru ke dalam kromosom bakteri, bersama dengan mesin yang diperlukan untuk memastikan ekspresi gen tersebut; strategi pertukaran genetik yang kuat dan salah satu pendorong utama evolusi bakteri. Untuk rincian tentang mekanisme HGT, pembaca diarahkan pada tinjauan terkini (10).

 

DASAR MEKANISTIK RESISTENSI ANTIMIKROBA

 

Tidak mengherankan, bakteri telah mengembangkan mekanisme resistensi obat yang canggih untuk menghindari pembunuhan oleh molekul antimikroba, sebuah proses yang kemungkinan besar telah terjadi selama jutaan tahun evolusi. Perlu dicatat, resistensi terhadap satu golongan antimikroba biasanya dapat dicapai melalui berbagai jalur biokimia, dan satu sel bakteri mungkin mampu menggunakan sejumlah mekanisme resistensi untuk bertahan dari efek antibiotik. Sebagai contoh, resistensi fluoroquinolone (FQ) dapat terjadi karena tiga jalur biokimia yang berbeda, yang semuanya dapat hidup berdampingan pada bakteri yang sama pada waktu tertentu (menghasilkan efek aditif dan, seringkali, meningkatkan tingkat resistensi), i) mutasi pada gen yang mengkode lokasi target FQ (DNA girase dan topoisomerase IV), ii) ekspresi berlebih dari pompa efflux yang mengeluarkan obat dari sel, dan iii) perlindungan situs target FQ oleh protein yang disebut Qnr (lihat di bawah untuk rincian masing-masing mekanisme ini). 

 

Di sisi lain, spesies bakteri tampaknya telah mengembangkan preferensi terhadap beberapa mekanisme resistensi dibandingkan yang lain. Misalnya, mekanisme utama resistensi terhadap β-laktam pada bakteri gram negatif adalah produksi β-laktamase, sedangkan resistensi terhadap senyawa ini pada organisme gram positif sebagian besar dicapai melalui modifikasi pada lokasi targetnya, yaitu protein pengikat penisilin. (PBP). Ada pendapat bahwa fenomena ini kemungkinan besar disebabkan oleh perbedaan besar pada selubung sel antara gram negatif dan gram positif. Pada kasus pertama, keberadaan membran luar memungkinkan untuk “mengendalikan” masuknya molekul ke ruang periplasma. Memang, sebagian besar β-laktam memerlukan porin spesifik untuk mencapai PBP, yang terletak di membran bagian dalam. Oleh karena itu, sel bakteri mengontrol akses molekul-molekul ini ke ruang periplasma yang memungkinkan produksi β-laktamase dalam konsentrasi yang cukup untuk mengarahkan kinetika yang mendukung penghancuran molekul antibiotik. Sebaliknya, keuntungan “kompartmentalisasi” ini tidak ada pada organisme gram positif, meskipun produksi β-laktamase juga tampaknya berhasil dalam skenario tertentu (misalnya, penisilinase stafilokokus).

 

Untuk memberikan klasifikasi komprehensif mengenai mekanisme resistensi antibiotik, kami akan mengkategorikannya berdasarkan jalur biokimia yang terlibat dalam resistensi, sebagai berikut: i) modifikasi molekul antimikroba, ii) pencegahan untuk mencapai target antibiotik (dengan mengurangi penetrasi atau secara aktif mengekstrusi senyawa antimikroba), iii) perubahan dan/atau bypass situs target, dan iv) resistensi akibat proses adaptif sel global. Masing-masing strategi mekanistik ini mencakup jalur biokimia tertentu yang akan dijelaskan secara rinci di bagian pengingat bab ini. Sebagai catatan, kami akan memfokuskan diskusi pada mekanisme yang paling relevan dengan memberikan contoh yang memiliki dampak klinis yang relevan.

 

I. Modifikasi Molekul Antibiotik

 

Salah satu strategi bakteri yang paling sukses untuk mengatasi keberadaan antibiotik adalah dengan memproduksi enzim yang menonaktifkan obat dengan menambahkan gugus kimia tertentu ke dalam senyawa atau dengan menghancurkan molekul itu sendiri, sehingga antibiotik tidak dapat berinteraksi dengan targetnya.

 

I.A. Perubahan kimia pada antibiotik

 

Produksi enzim yang mampu menyebabkan perubahan kimia pada molekul antimikroba merupakan mekanisme resistensi antibiotik yang diketahui pada bakteri gram negatif dan gram positif. Menariknya, sebagian besar antibiotik yang dipengaruhi oleh modifikasi enzimatik ini menggunakan mekanisme kerjanya dengan menghambat sintesis protein pada tingkat ribosom (11). Banyak jenis enzim pengubah telah dijelaskan, dan reaksi biokimia yang paling sering dikatalisisnya meliputi i) asetilasi (aminoglikosida, kloramfenikol, streptogramin), ii) fosforilasi (aminoglikosida, kloramfenikol), dan iii) adenilasi (aminoglikosida, lincosamides). Terlepas dari reaksi biokimianya, efek yang dihasilkan sering kali berhubungan dengan hambatan sterik yang menurunkan aviditas obat terhadap targetnya, yang pada gilirannya tercermin pada MIC bakteri yang lebih tinggi.

 

Salah satu contoh resistensi terbaik melalui modifikasi obat adalah adanya enzim pengubah aminoglikosida (AMEs) yang secara kovalen memodifikasi gugus hidroksil atau amino dari molekul aminoglikosida. Berbagai AME telah dijelaskan hingga saat ini dan telah menjadi mekanisme utama resistensi aminoglikosida di seluruh dunia. Enzim-enzim ini biasanya terkandung dalam MGE, namun gen yang mengkode AME juga ditemukan sebagai bagian dari kromosom pada spesies bakteri tertentu, seperti yang terlihat pada beberapa aminoglikosida asetiltransferase di Providencia stuartii, E. faecium dan S. marcescens (12). Tata nama untuk mengklasifikasikan beberapa AME mempertimbangkan aktivitas biokimianya (asetiltransferase [ACC], adeniltransferase [ANT] atau fosfotransferase [APH]), lokasi modifikasinya, yang digambarkan dengan angka dari 1 hingga 6 yang sesuai dengan karbon tertentu pada cincin gula dan tanda kutip tunggal atau ganda untuk melambangkan bahwa reaksi masing-masing terjadi pada bagian gula pertama atau kedua. Selain itu, setiap kali ada lebih dari satu enzim yang mengkatalisis reaksi yang sama persis, angka romawi digunakan untuk membedakannya (Gambar 1).

 

 

Gambar 1.  Representasi berbagai jenis enzim pengubah aminoglikosida dan tata namanya

Setiap kelompok enzim diidentifikasi berdasarkan aktivitas biokimianya sebagai berikut: asetiltransferase (ACC), adeniltransferase (ANT) dan fosfotransferase (APH). Berikutnya pada nama enzim, angka aljabar dalam tanda kurung menunjukkan jumlah karbon yang diinaktivasi. Cincin gula tempat terjadinya reaksi dilambangkan dengan satu (bagian gula pertama) atau dua apostrof (bagian gula kedua). Angka Romawi digunakan untuk membedakan isoenzim berbeda yang bekerja di tempat yang sama. Tidak semua enzim yang ada ditampilkan.

A, amikasin; G, gentamisin; saya, isepamisin; K, kanamisin; N, netilmisin; S, sisomisin; T, tobramisin.

 

Dimodifikasi dari Appl Microbiol Biotechnol (2006)70:140–150.

 

Terdapat perbedaan penting dalam distribusi geografis, spesies bakteri tempat enzim ini menyebar, dan dalam aminoglikosida spesifik yang dipengaruhinya. Misalnya, famili APH(3) tersebar luas pada bakteri gram positif dan gram negatif serta mengubah kanamisin dan streptomisin, namun tidak menyisakan gentamisin dan tobramisin. Di sisi lain, AAC(6′)-I terutama ditemukan pada isolat klinis gram negatif termasuk Enterobacteriaceae, Pseudomonas dan Acinetobacter dan mempengaruhi sebagian besar aminoglikosida termasuk amikasin dan gentamisin (12). Selain itu, aktivitas dan sebaran AME dari satu keluarga juga berbeda-beda. Misalnya, di antara adeniltransferase, yang secara klasik mempengaruhi gentamisin dan tobramisin, gen yang mengkode ANT(4′), ANT(6′), dan ANT(9′) biasanya tersimpan dalam MGE bakteri gram positif, dan ANT(2 ″) dan ANT(3″) lebih umum terjadi pada organisme gram negatif (12).

 

Terakhir, perlu disebutkan bahwa beberapa enzim ini telah berevolusi lebih dari satu aktivitas biokimia. Memang, AAC(6′)APH(2″), yang terutama ditemukan pada organisme gram positif, adalah enzim bifungsional (dengan aktivitas asetilasi dan fosfotransferase) yang kemungkinan besar muncul dari fusi dua gen penyandi AME. Protein ini memberikan resistensi tingkat tinggi terhadap semua aminoglikosida kecuali streptomisin dan terletak pada transposon mirip Tn4001 yang didistribusikan secara luas di antara enterokokus dan stafilokokus. Selain itu, keberadaan enzim bifungsional ini menyebabkan sebagian besar resistensi gentamisin tingkat tinggi yang terdeteksi pada enterokokus (termasuk strain yang resisten terhadap vankomisin) dan S. aureus yang resisten terhadap methisilin di seluruh dunia (13).

 

Contoh klasik lain dari perubahan enzimatik suatu antibiotik melibatkan modifikasi kloramfenikol, antibiotik yang menghambat sintesis protein dengan berinteraksi dengan pusat transfer peptidil subunit ribosom 50S. Modifikasi kimia kloramfenikol terutama didorong oleh ekspresi asetiltransferase yang dikenal sebagai CATs (kloramfenikol asetiltransferase). Berbagai gen kucing telah dideskripsikan dalam gram positif dan gram negatif dan diklasifikasikan menjadi dua tipe utama. Tipe A, yang biasanya menghasilkan resistensi tingkat tinggi, dan tipe B yang menyebabkan resistensi kloramfenikol tingkat rendah (14). Meskipun faktor-faktor penentu ini biasanya tersimpan dalam MGE seperti plasmid dan transposon, faktor-faktor tersebut juga dilaporkan sebagai bagian dari genom inti (kromosom) bakteri tertentu.

 

I.B. Penghancuran molekul antibiotik

 

Mekanisme utama resistensi β-laktam bergantung pada penghancuran senyawa ini melalui aksi β-laktamase. Enzim-enzim ini menghancurkan ikatan Amida pada cincin β-laktam, menyebabkan antimikroba menjadi tidak efektif. β-laktamase pertama kali dideskripsikan pada awal tahun 1940-an, satu tahun sebelum penisilin diperkenalkan ke pasar, namun terdapat bukti keberadaannya selama jutaan tahun (15, 16). Infeksi yang disebabkan oleh S. aureus yang resisten terhadap penisilin menjadi relevan secara klinis setelah penisilin tersedia secara luas dan mekanisme resistensi ditemukan berupa penisilinase yang dikodekan plasmid yang mudah ditularkan antara strain S. aureus, sehingga terjadi penyebaran sifat resistensi yang cepat ( 17). Untuk mengatasi masalah ini, senyawa β-laktam baru dengan spektrum aktivitas lebih luas dan kerentanan lebih rendah terhadap penisilinase (seperti ampisilin) diproduksi. Namun, pada tahun 1960an, β-laktamase berkode plasmid baru yang mampu menghidrolisis ampisilin ditemukan di antara bakteri gram negatif (disebut TEM-1 setelah nama pasien tempat obat tersebut pertama kali ditemukan [Temoneira]) (18). Sejak saat itu, pengembangan β-laktam generasi baru secara sistematis diikuti oleh kemunculan enzim yang mampu menghancurkan senyawa baru apa pun yang beredar di pasaran, dalam proses yang merupakan contoh utama evolusi bakteri adaptif yang didorong oleh antibiotik.

 

Gen yang mengkode β-laktamase umumnya disebut bla, diikuti dengan nama enzim spesifik (misalnya blaKPC) dan gen tersebut ditemukan di kromosom atau terlokalisasi di MGEs sebagai bagian dari genom aksesori. Gen-gen ini juga dapat ditemukan membentuk bagian dari integron, suatu situasi yang memfasilitasi penyebarannya. Dalam hal ekspresinya, transkripsi gen-gen ini dapat bersifat konstitutif atau mungkin memerlukan sinyal eksternal untuk mendorong produksinya.

 

Hingga saat ini, lebih dari 1.000 β-laktamase yang berbeda telah dideskripsikan (www.lahey.org/studies) dan masih banyak lagi yang kemungkinan akan terus dilaporkan, sebagai bagian dari proses normal evolusi bakteri. Dua skema klasifikasi utama telah diusulkan dalam upaya mengelompokkan enzim dalam jumlah besar ini. Pertama, klasifikasi Ambler bergantung pada identitas urutan asam amino dan memisahkan β-laktamase menjadi 4 kelompok (A, B, C, dan D). Di sisi lain, klasifikasi Bush-Jacoby membagi β-laktamase menjadi 4 kategori (masing-masing dengan beberapa subkelompok) sesuai dengan fungsi biokimianya, terutama berdasarkan spesifisitas substrat (19, 20). Ringkasan enzim terpenting dan klasifikasinya disajikan pada Gambar 2.

 

Gambar 2.  Representasi skema β-laktamase

Klasifikasi molekul B-laktamase mengikuti klasifikasi Ambler. Korelasi dengan kelompok fungsional utama klasifikasi Bush dan Jacobi juga ditunjukkan. Sebagai catatan, klasifikasi terakhir memiliki beberapa subkelompok yang tidak ditampilkan. Contoh representatif dari setiap kelompok enzim disediakan.

† Enzim kelas A paling beragam dan mencakup penisilinase, ESBL, dan karbapenemase.

¥ Enzim Ambler kelas D termasuk dalam gugus fungsi/subgrup 2d.

* Enzim kelas A yang termasuk dalam subkelompok 2br resisten terhadap penghambatan asam klavulanat.

EDTA, asam ehtylenediaminetetraacetic; ESBL, β-laktamase spektrum luas

 

Penting untuk dicatat bahwa kedua klasifikasi yang disebutkan di atas memiliki peringatan dan tidak sepenuhnya tumpang tindih. Misalnya, enzim Ambler kelas A dan D semuanya termasuk dalam kelompok 2 dalam sistem Jacoby-Bush. Selain itu, meskipun klasifikasi Ambler tampaknya lebih mudah diikuti, kurangnya korelasi dengan karakteristik fungsional enzim dapat menyebabkan kebingungan. Sebagai contoh, kelompok Ambler kelas A mencakup enzim dengan berbagai aktivitas biokimia, dari β-laktamase spektrum sempit hingga enzim yang mampu menghancurkan hampir semua β-laktam yang tersedia, termasuk karbapenem. Selain itu, enzim yang awalnya diklasifikasikan dalam kelompok yang memiliki profil biokimia tertentu dapat berevolusi menjadi enzim baru dengan spesifisitas substrat berbeda yang biasanya disebabkan oleh mutasi pada situs aktif. Contoh yang baik dari proses ini adalah TEM-3, suatu enzim yang berevolusi dari penisilinase TEM-1 asli setelah memperoleh kemampuan untuk menghidrolisis sefalosporin generasi ketiga dan aztreonam (profil fungsional yang mendefinisikannya sebagai “Extended Spectrum β-Lactamase” [ESBL]) karena perkembangan dua substitusi asam amino yang mengubah fungsinya (18, 21).

 

Menguraikan peran berbagai jenis enzim dan karakteristiknya merupakan tugas kompleks yang memerlukan pemahaman beberapa terminologi yang sering digunakan dalam literatur. Seperti disebutkan di atas, enzim ESBL memiliki kemampuan untuk menghidrolisis penisilin, sefalosporin generasi ke-3 (karakteristik khasnya) dan monobaktam, tetapi memiliki aktivitas sedang (atau tidak sama sekali) terhadap sefamisin dan karbapenem. Sebagian besar ESBL termasuk dalam Ambler kelas A dan, oleh karena itu, umumnya dihambat oleh asam klavulanat atau tazobactam. Yang penting, sifat ini membedakannya dari enzim AmpC, yang merupakan kelas C β-laktamase yang juga menghidrolisis sefalosporin generasi ke-3, namun tidak dihambat oleh asam klavulanat atau tazobactam. Sebagai catatan, subkelompok enzim OXA kelas D yang mampu menghancurkan sefalosporin generasi ke-3 juga dipertimbangkan dalam kelompok ESBL (lihat di bawah dan Gambar 2). Kelompok enzim lain yang relevan secara klinis adalah karbapenemase (kelompok beragam β-laktamase dengan kemampuan menghidrolisis karbapenem), β-laktam paling ampuh yang tersedia dalam praktik klinis. Enzim-enzim ini dapat dibagi menjadi serine carbapenemases (Ambler kelas A atau D) dan metallo-carbapenemases (enzim Ambler kelas B). Oleh karena itu, pada sisa bagian ini, kami akan memberikan contoh berbagai jenis β-laktamase dengan menggunakan klasifikasi Ambler sebagai dasar diskusi.

 

β-laktamase kelas A memiliki residu serin di situs katalitik, sifat yang sama dengan enzim kelas C dan D. Kebanyakan enzim kelas A dihambat oleh asam klavulanat dan spektrum aktivitasnya mencakup monobaktam tetapi tidak sefamisin (cefoxitin dan cefotetan). Enzim kelas A mencakup berbagai protein dengan aktivitas katalitik yang sangat berbeda, mulai dari penisilinase (TEM-1 dan SHV-1 yang hanya menghidrolisis penisilin), ESBL (seperti CTX-M) hingga karbapenemase seperti KPC (Klebsiella pneumoniae carbapenemase), enzim yang saat ini lazim di beberapa spesies gram negatif. Kami akan membahas rincian tentang karbapenemase CTX-M (ESBL) dan KPC, keduanya enzim kelas A dengan dampak klinis yang tinggi.

 

CTX-M adalah ESBL berkode plasmid yang biasa ditemukan di K. pneumoniae, E. coli, dan Enterobacteriaceae lain di seluruh dunia. Berbeda dengan ESBL kelas A Ambler lainnya seperti TEM-3, enzim ini tidak berasal dari TEM atau SHV, melainkan bukti saat ini menunjukkan bahwa enzim ini kemungkinan diperoleh dari Kluyvera spp. (bakteri lingkungan yang tidak memiliki signifikansi patogenik utama pada manusia) melalui HGT (22). Gen yang mengkode enzim CTX-M telah ditemukan terkait dengan urutan penyisipan (ISEcp1) dan dengan elemen transposable seperti transposon mirip Tn402. Elemen bergerak ini dapat ditangkap oleh berbagai plasmid konjugatif atau rangkaian mirip fag yang dapat berfungsi sebagai sarana penyebaran (23). Akibatnya, enzim CTX-M menjadi ESBL yang paling umum di seluruh dunia dan bertanggung jawab atas sebagian besar resistensi sefalosporin pada E. coli dan K. pneumoniae.

 

Sampai saat ini, lima famili karbapenemase kelas A yang berbeda telah dideskripsikan, tiga di antaranya biasanya dikodekan secara kromosom (IMI [enzim hidrolisis imipenem], SME [enzim Serratia marcescens] dan NMC [bukan-metallo-enzim karbapenemase]), dan famili karbapenemase kelas A yang berbeda. dua sisanya (KPC dan GES) secara klasik tersimpan dalam plasmid atau MGE lainnya (24). Adapun enzim kelas A lainnya, semuanya dihambat oleh asam klavulanat dan tazobaktam, dan menghidrolisis aztreonam tetapi tidak oleh sefamisin. KPC pertama kali dilaporkan pada tahun 1996 dari K. pneumoniae yang ditemukan dari seorang pasien di North Carolina, AS (25). Meskipun enzim ini sebagian besar ditemukan di Klebsiella spp. (oleh karena itu namanya, Klebsiella pneumoniae carbapenemase), mereka telah dilaporkan pada beberapa gram negatif lainnya, termasuk Enterobacter spp., E. coli, Proteus mirabilis, dan Salmonella spp. Selain itu, mereka juga ditemukan pada organisme fermentor non-laktosa seperti P. aeruginosa. Sebanyak 22 varian gen blaKPC telah dideskripsikan hingga saat ini, sebagian besar terletak pada plasmid yang menyimpan elemen transposabel (misalnya Tn4401) atau berasosiasi dengan rangkaian penyisipan seperti ISKpn6 dan ISKpn7 (26).

 

Enzim kelas B juga dikenal sebagai metallo- β-laktamase karena enzim tersebut memanfaatkan ion logam (biasanya Seng) sebagai kofaktor (bukan residu serin) untuk serangan nukleofilik pada cincin β-laktam. Mereka dihambat oleh adanya agen pengkhelat ion seperti EDTA dan, mirip dengan karbapenemase kelas A, mereka aktif melawan berbagai macam β-laktam, termasuk karbapenem. Metallo-β-laktamase tidak dihambat oleh asam klavulanat atau tazobactam dan meskipun mereka menghidrolisis sefamisin secara efisien, aztreonam biasanya merupakan substrat yang buruk. Enzim-enzim ini ditemukan lebih dari 50 tahun yang lalu dan dikodekan oleh gen yang biasanya terletak di kromosom bakteri non-patogen. Namun, situasinya berubah drastis pada tahun 1990-an, ketika enzim seperti IMP dan VIM semakin banyak dilaporkan pada strain klinis Enterobacteriaceae, Pseudomonas spp. dan Acinetobacter spp (24). Memang benar, gen yang mengkode enzim ini telah ditemukan sebagai bagian dari genom aksesori bakteri patogen yang menunjukkan HGT. Ada ca. 10 jenis metallo-carbapenemase, tetapi sebagian besar yang penting secara klinis termasuk dalam 4 famili, IMP, VIM, SPM dan NDM. Mengingat frekuensinya yang tinggi dan penyebarannya ke seluruh dunia, kita akan membahas secara singkat IMP, VIM dan NDM.

 

Enzim tipe IMP pertama dideskripsikan di Jepang pada awal tahun 1990-an pada S. marcescens, dan sejak itu, lebih dari 20 subtipe berbeda telah dideskripsikan di seluruh dunia pada Enterobacteriaceae, Pseudomonas spp., dan Acinetobacter spp, di antara organisme lainnya. Gen blaIMP telah ditemukan pada plasmid berukuran besar dan membentuk bagian dari integron kelas 1 (27). Mengenai enzim tipe VIM, mereka pertama kali dideskripsikan pada akhir tahun 1990an di Verona, Italia (Verona integron-encoded metallo β-lactamase) dan sejak itu menyebar ke seluruh dunia. Enzim-enzim ini awalnya ditemukan di P. aeruginosa, namun hubungannya dengan integron kelas 1, bersama dengan laporan yang menempatkan enzim-enzim tersebut di berbagai jenis MGE, kemungkinan besar berkontribusi terhadap penyebarannya ke banyak spesies bakteri berbeda yang menjadi perhatian utama di seluruh dunia. Di antara banyak varian VIM yang dijelaskan hingga saat ini, VIM-2 adalah enzim yang paling banyak didistribusikan, dengan laporan dari Eropa, Asia, Afrika, dan Amerika (28).

 

Baru-baru ini (2008), karbapenemase baru diidentifikasi dalam isolat K. pneumoniae yang ditemukan dari pasien Swedia yang sebelumnya dirawat di rumah sakit di New Delhi, India. Enzim tersebut diberi nama NDM-1, mengacu pada asalnya (New Delhi Metallo β-lactamase) (29). NDM-1 memiliki sedikit kesamaan identitas asam amino dengan anggota enzim kelas B Ambler lainnya (misalnya 32% dengan VIM-1), namun profil hidrolitiknya sangat mirip dengan semuanya. Gen blaNDM telah ditemukan di beberapa jenis plasmid yang mudah ditransfer di antara spesies gram negatif yang berbeda, dan juga dikaitkan dengan adanya rangkaian penyisipan seperti ISBa125. Berbeda dengan gen lain yang mengkode enzim metalo, blaNDM biasanya tidak terkait dengan struktur mirip integron (30). Namun demikian, NDM-1 dengan cepat menyebar ke seluruh dunia, menjadi contoh utama bagaimana faktor penentu resistensi dapat dengan mudah menyebar ke seluruh dunia meskipun ada banyak upaya untuk menghindari penularannya. Selain itu, gen yang mengandung MGEs yang mengkode enzim NDM umumnya membawa beberapa faktor penentu resistensi lainnya seperti gen yang mengkode karbapenemase lain (misalnya enzim tipe VIM dan tipe OXA), ESBL, AMEs, metilase yang memberikan resistensi terhadap makrolida, protein Qnr yang resistan terhadap kuinolon, enzim yang memodifikasi rifampisin dan protein yang terlibat dalam resistensi terhadap sulfametoksazol, antara lain. Dengan demikian, kehadiran NDM-1 sering kali disertai dengan fenotip yang resistan terhadap beberapa obat.

 

Kemunculan NDM-1 sangat memprihatinkan karena gen blaNDM telah terbukti mudah menular di antara berbagai jenis organisme gram negatif, menyebar ke banyak negara dalam kurun waktu singkat dan menjadi salah satu faktor penentu resistensi yang paling ditakuti di beberapa wilayah. dunia (28). Selain itu, di anak benua India (yaitu India dan Pakistan), gen blaNDM tidak hanya tersebar luas di antara patogen nosokomial, namun sering ditemukan pada isolat yang terkait dengan komunitas. Selain itu, beberapa laporan menemukan NDM-1 memproduksi bakteri gram negatif di tanah dan air minum untuk konsumsi manusia, menunjukkan bahwa gen ini mungkin menyebar melalui mikrobiota manusia (31).

 

Kelas C β-laktamase memberikan resistensi terhadap semua penisilin dan sefalosporin (walaupun sefepime biasanya merupakan substrat yang buruk), termasuk sefamisin. Mereka tidak dapat menghidrolisis aztreonam secara andal dan tidak dihambat oleh asam klavulanat. Enzim kelas C yang paling relevan secara klinis adalah AmpC, yang merupakan sefalosporinase yang umumnya dikodekan pada kromosom (walaupun gen blaAMPc juga ditemukan pada plasmid). Produksi AmpC kromosom merupakan ciri khas antara lain E. cloacae, E. aerogenes, C. freundii, S. marcescens, Providencia sp., Morganella morganii, dan P. aeruginosa. Sebaliknya, P. mirabilis, P. vulgaris, Klebsiella spp. dan Stenotrophomonas spp. adalah contoh klasik spesies yang gen blaampC tidak ada dalam genom inti (32).

 

Ekspresi ampC umumnya dapat diinduksi dan berada di bawah kendali ketat mekanisme pengaturan kompleks yang telah dipelajari dengan baik pada Enterobacter spp. AmpR adalah pengatur transkripsi dari keluarga LysR yang bertindak sebagai penekan transkripsi blaAMPc. Dalam kondisi non-induksi (tidak adanya β-laktam), AmpR terikat pada prekursor peptidoglikan (pentapeptida UDP-MurNAc) dan interaksi AmpR dengan promotor serumpunnya tidak terjadi (mengakibatkan tidak adanya transkripsi blaAMPc). Sebaliknya, dengan adanya β-laktam, perubahan homeostasis dinding sel mengakibatkan akumulasi produk samping peptidoglikan seperti anhidro-muropeptida yang bersaing untuk mendapatkan situs pengikatan AmpR yang sama dengan pentapeptida UDP-MurNAc. Sebagai hasil dari kompetisi ini, AmpR dilepaskan dan mampu berinteraksi dengan promotor blaAMPc, mengaktifkan transkripsi gen (33, 34).

 

Mekanisme lain dimana ampC diekspresikan secara berlebihan adalah melalui AmpD, suatu midase sitosol yang mendaur ulang muropeptida. AmpD secara efektif mengurangi konsentrasi anhydro-UDP-MurNAc tri-, tetra- dan pentapeptida yang mencegah perpindahan pentapeptida UDP-MurNAc dari AmpR dan, oleh karena itu, ekspresi berlebih ampC. Mutasi pada ampD sering terlihat pada isolat yang secara konstitutif memproduksi AmpC secara berlebihan, sehingga mempengaruhi kemanjuran klinis sefalosporin. Seperti disebutkan, cefepime bukanlah substrat yang baik untuk enzim AmpC; namun, produksi AmpC tingkat tinggi dapat meningkatkan MIC cefepime secara nyata (32, 35).

 

β--laktamase kelas D mencakup berbagai macam enzim yang pada awalnya dibedakan dari penisilinase kelas A karena kemampuannya untuk menghidrolisis oksasilin (sesuai dengan namanya) dan karena enzim tersebut dihambat dengan buruk oleh asam klavulanat. Banyak varian OXA telah dijelaskan, termasuk enzim dengan kemampuan mendegradasi sefalosporin generasi ketiga (ESBL) (misalnya OXA-11 dari P. aeruginosa) dan karbapenem (misalnya OXA-23 dari A. baumanii). Misalnya, OXA-48 adalah karbapenemase kelas D yang disebarluaskan yang awalnya dideskripsikan pada tahun 2001 di Turki dari isolat K. pneumoniae yang resistan terhadap beberapa obat. OXA-48 dan variannya kini tersebar luas pada isolat klinis K. pneumoniae dan Enterobacteriaceae lainnya, dan juga telah ditemukan pada A. baumanii (36). Banyak jenis enzim OXA lainnya yang telah dideskripsikan hingga saat ini memiliki beragam profil hidrolitik dan dikodekan oleh gen yang sering ditemukan di berbagai MGE. Dalam kasus tertentu, MGE yang mengandung OXA menyisipkan ke dalam kromosom, menghasilkan gen genom inti yang mengkode enzim OXA. Fenomena ini sering dijelaskan pada Acinetobacter dengan OXA-51 dan OXA-69 yang dikodekan oleh gen yang terletak di kromosom (36).

 

Meskipun enzim Kelas D sangat lazim pada A. baumanii, enzim ini telah dilaporkan pada banyak organisme lain yang relevan secara klinis, seperti E. coli, Enterobacter spp., K. pneumoniae, dan P. aeruginosa. Selain itu, penularan beberapa gen ini secara intra dan antarspesies sangat berhasil, dengan enzim seperti OXA-23 dan OXA-58 saat ini tersebar di seluruh dunia.

 

II. Penurunan Penetrasi dan Efflux Antibiotik

 

II.A. Permeabilitas menurun

 

Banyak antibiotik yang digunakan dalam praktik klinis memiliki target bakteri intraseluler atau, dalam kasus bakteri gram negatif, terletak di membran sitoplasma (membran dalam). Oleh karena itu, senyawa tersebut harus menembus membran luar dan/atau sitoplasma untuk memberikan efek antimikroba. Bakteri telah mengembangkan mekanisme untuk mencegah antibiotik mencapai target intraseluler atau periplasma dengan mengurangi penyerapan molekul antimikroba. Mekanisme ini sangat penting pada bakteri gram negatif (untuk alasan yang disebutkan di atas), sehingga membatasi masuknya zat dari lingkungan eksternal. Faktanya, membran luar bertindak sebagai garis pertahanan pertama terhadap penetrasi berbagai senyawa beracun, termasuk beberapa agen antimikroba. Molekul hidrofilik seperti β-laktam, tetrasiklin dan beberapa fluoroquinolon sangat dipengaruhi oleh perubahan permeabilitas membran luar karena mereka sering menggunakan saluran difusi berisi air yang dikenal sebagai porin untuk melewati penghalang ini (37). Contoh utama efisiensi penghalang alami ini adalah fakta bahwa vankomisin, antibiotik glikopeptida, tidak aktif melawan organisme gram negatif karena kurangnya penetrasi melalui membran luar. Demikian pula, rendahnya kerentanan bawaan Pseudomonas dan Acinetobacter baumanii terhadap β-laktam (dibandingkan dengan Enterobacteriaceae) dapat dijelaskan, setidaknya sebagian, karena berkurangnya jumlah dan/atau ekspresi porin yang berbeda (38).

 

Beberapa jenis porin telah dijelaskan, dan mereka dapat diklasifikasikan menurut strukturnya (trimerik vs. monomer), selektivitasnya, dan pengaturan ekspresinya. Di antara porin dengan karakteristik terbaik, tiga protein utama yang diproduksi oleh E. coli (dikenal sebagai OmpF, OmpC dan PhoE) dan P. aeruginosa OprD (juga dikenal sebagai protein D2) adalah contoh klasik resistensi antibiotik yang dimediasi porin. Perubahan porin dapat dicapai melalui 3 proses umum, i) perubahan jenis porin yang diekspresikan, ii) perubahan tingkat ekspresi porin, dan iii) penurunan fungsi porin. Yang penting, perubahan permeabilitas melalui salah satu mekanisme ini sering mengakibatkan resistensi tingkat rendah dan sering dikaitkan dengan mekanisme resistensi lainnya, seperti peningkatan ekspresi pompa efflux (lihat di bawah) (39).

 

Salah satu contoh klasik resistensi yang dimediasi porin adalah produksi OprD yang menyimpang di P. aeruginosa, yang biasanya digunakan untuk penyerapan asam amino basa dan antibiotik (yaitu, imipenem, antibiotik anti-pseudomonal yang kuat dari kelas karbapenem). Mutasi pada gen oprD telah terbukti muncul pada isolat klinis P. aeruginosa selama terapi (40). Selain itu, penelitian klinis dan in vitro menunjukkan bahwa perubahan ini dapat menghasilkan resistensi sendiri atau bersamaan dengan ekspresi berlebihan dari pompa efflux dan/atau produksi enzim penghidrolisis karbapenem, sehingga menghasilkan tingkat resistensi yang tinggi terhadap karbapenem.

 

Contoh lain berkaitan dengan isolat klinis K. pneumoniae yang pulih sebelum dan sesudah terapi antimikroba. Isolat pasca terapi ditemukan menunjukkan perubahan ekspresi porin dari OmpK35 ke OmpK36 (yang terakhir memiliki ukuran saluran yang lebih kecil). Perubahan jenis porin ini berkorelasi dengan penurunan kerentanan 4 – 8 kali lipat terhadap berbagai antimikroba β-laktam (41,42). Contoh serupa ditemukan pada spesies bakteri lain yang memiliki kepentingan klinis seperti E. cloacae, Salmonella spp., Neisseria gonorrhoeae, dan A. baumanii.

 

II.B. Pompa efflux

 

Produksi mesin bakteri kompleks yang mampu mengeluarkan senyawa beracun dari sel juga dapat mengakibatkan resistensi antimikroba. Deskripsi sistem efflux yang mampu memompa tetrasiklin keluar dari sitoplasma E. coli berasal dari awal tahun 1980an dan merupakan salah satu sistem yang pertama kali dijelaskan (43). Sejak itu, banyak kelas pompa efflux telah dikarakterisasi baik pada patogen gram negatif maupun gram positif. Sistem ini mungkin spesifik terhadap substrat (untuk antibiotik tertentu seperti determinan tet untuk tetrasiklin dan gen mef untuk makrolida pada pneumokokus) atau dengan spesifisitas substrat yang luas, yang biasanya ditemukan pada bakteri MDR (44). Mekanisme resistensi ini mempengaruhi berbagai kelas antimikroba termasuk penghambat sintesis protein, fluoroquinolones, β-laktam, karbapenem, dan polimiksin. Gen yang mengkode pompa efflux dapat ditemukan di MGE (seperti yang dijelaskan pada awalnya untuk gen tet) atau di dalam kromosom. Yang penting, pompa yang dikodekan secara kromosom dapat menjelaskan resistensi bawaan beberapa spesies bakteri terhadap antibiotik tertentu (misalnya resistensi intrinsik E. faecalis terhadap streptogramin A, lihat di bawah) (45).

 

Ada 5 kelompok besar pompa efluks, termasuk i) keluarga super fasilitator utama (MFS), ii) keluarga kecil yang resistan terhadap banyak obat (SMR), iii) keluarga pembelahan sel-nodulasi-resistensi (RND), iv) ATP -keluarga kaset pengikat (ABC), dan v) keluarga ekstrusi senyawa multidrug dan toksik (MATE). Keluarga-keluarga ini berbeda dalam hal konformasi struktural, sumber energi, kisaran substrat yang dapat mereka keluarkan dan dalam jenis organisme bakteri di mana mereka didistribusikan (46) (Gambar 3 [izin]).

Gambar 3. Representasi berbagai jenis pompa efflux pada bakteri gram positif dan gram negatif

Lima keluarga besar pompa efflux ditampilkan, keluarga super kaset pengikat ATP (ABC), keluarga super fasilitator utama (MFS), keluarga ekstrusi multidrug dan senyawa toksik (MATE), keluarga resistensi multidrug kecil (SMR) dan keluarga resistensi keluarga divisi nodulasi (RND). Perbandingan diagram dari semua keluarga yang menunjukkan sumber energinya dan contoh obat serta senyawa yang berfungsi sebagai substrat ditampilkan. Dimodifikasi dari Piddock LJ. Mikrobiol Nat Rev. 2006;4(8):629–36 dengan izin.

 

Resistensi tetrasiklin adalah salah satu contoh klasik resistensi yang dimediasi efflux, di mana pompa efflux Tet (termasuk dalam keluarga MFS) mengeluarkan tetrasiklin menggunakan pertukaran proton sebagai sumber energi. Saat ini, lebih dari 20 gen tet berbeda telah dideskripsikan, sebagian besar tersimpan di MGE. Mayoritas gen ini lebih disukai ditemukan pada organisme gram negatif, dengan Tet(K) dan Tet(L) termasuk di antara sedikit pengecualian yang mendominasi organisme gram positif. Yang penting, banyak dari pompa ini mempengaruhi tetrasiklin dan doksisiklin, namun tidak menurunkan kerentanan minocycline atau tigecycline, karena mereka tidak dapat menggunakan senyawa ini sebagai substrat (44, 47). Selain sistem transportasi spesifik tetrasiklin, beberapa pompa efflux MDR seperti AcrAB-TolC di Enterobacteriaceae dan MexAB-OprM di P. aeruginosa (keduanya milik keluarga RND) mampu mengeluarkan tetrasiklin (termasuk tigecycline) sebagai bagian dari kontribusinya. terhadap resistensi multi-obat (48, 49). Sebagai catatan, pompa MDR milik keluarga RND sering ditemukan pada kromosom bakteri gram negatif yang relevan secara klinis dan menentukan berbagai tingkat resistensi intrinsik terhadap beberapa antimikroba. Pompa efflux yang termasuk dalam keluarga ini disusun sebagai struktur tripartit yang mencakup lebar selubung sel gram negatif dan secara selektif mengkomunikasikan sitoplasma dengan lingkungan eksternal.

 

Di antara mereka, salah satu yang paling baik dipelajari adalah sistem AcrAB-TolC (secara klasik ditemukan di E. coli), yang terdiri dari protein transporter yang terletak di membran dalam (AcrB), protein penghubung yang terletak di ruang periplasma (AcrA), dan saluran protein yang terletak di membran luar (TolC) (Dijun Du, Cell2015). Pompa RND berfungsi sebagai antiporter proton dan mampu mengangkut beragam substrat, memberikan resistensi terhadap tetrasiklin, kloramfenikol, beberapa β-laktam, novobiocin, asam fusidat, dan fluorokuinolon. Selain itu, mereka mampu mengeluarkan beberapa senyawa beracun seperti garam empedu, pewarna kationik, desinfektan, dan banyak lainnya. Studi kristalografi telah memberikan wawasan tentang struktur dan fungsi pompa-pompa ini, sehingga meningkatkan pemahaman kita tentang bagaimana sistem ini beroperasi. Memang benar, mereka telah menunjukkan bahwa AcrB memiliki dua kantong pengikat dengan preferensi substrat yang berbeda dan bahwa senyawa dipindahkan keluar sel melalui serangkaian perubahan konformasi dalam mekanisme rotasi fungsional yang diakhiri dengan ekstrusi substrat melalui TolC (sebuah proses yang memerlukan interaksi dengan protein aksesori periplasma AcrA) (Du D Nature 2014). Sebagai catatan, penyelidikan terbaru telah mendeskripsikan protein kecil bernama ArcZ, yang telah terbukti memodulasi dan meningkatkan afinitas AcrB terhadap molekul tertentu seperti kloramfenikol dan tetrasiklin melalui mekanisme yang belum ditentukan (Hobbs EC PNAS2012).

 

Fenotip penting lainnya yang memiliki relevansi klinis yang dimediasi oleh mekanisme efflux adalah resistensi terhadap makrolida. Pompa efflux dengan karakteristik terbaik dikodekan oleh gen mef (mefA dan mefE) yang mengeluarkan antibiotik kelas makrolida (misalnya, eritromisin). Pompa Mef terutama ditemukan pada S. pyogenes dan S. pneumoniae, bersama dengan streptokokus lain dan organisme gram positif. MefA biasanya dibawa dalam transposon (Tn1207) yang terletak di dalam kromosom dan MefE disimpan dalam apa yang disebut “elemen MEGA”, sebuah fragmen DNA yang dikenal sebagai elemen perakitan genetik efflux makrolida yang ditemukan disisipkan di berbagai wilayah di kromosom. kromosom bakteri. Yang penting, resistensi makrolida akibat pompa ini tidak mengakibatkan resistensi silang terhadap lincosamides dan streptogramin (yang disebut kelompok MLSB) (50).

 

Pompa efflux lain yang menyebabkan resistensi makrolida pada gram positif termasuk MsrA dan MsrC, yang termasuk dalam keluarga transporter ABC. MsrA adalah determinan bawaan plasmid yang pertama kali dijelaskan pada Staphylococcus epidermidis. MsrC adalah protein yang dikodekan secara kromosom yang dijelaskan dalam E. faecalis yang menghasilkan resistensi tingkat rendah terhadap makrolida dan streptogramin B. Terakhir, pompa efflux lainnya yang diprediksi adalah Lsa (dikodekan oleh gen kromosom lsa), yang bertanggung jawab atas resistensi intrinsik E. faecalis menjadi lincosamides dan streptogramin A (fenotip LSA) (44, 45).

 

III. Perubahan Situs Target

 

Strategi umum bagi bakteri untuk mengembangkan resistensi antimikroba adalah dengan menghindari kerja antibiotik dengan mengganggu lokasi targetnya. Untuk mencapai hal ini, bakteri telah mengembangkan taktik yang berbeda, termasuk perlindungan target (menghindari antibiotik mencapai tempat pengikatannya) dan modifikasi lokasi target yang mengakibatkan penurunan afinitas terhadap molekul antibiotik.

 

III.A. Perlindungan target

 

Meskipun beberapa faktor penentu genetik yang mengkode protein yang memediasi perlindungan target telah ditemukan dalam kromosom bakteri, sebagian besar gen yang relevan secara klinis yang terlibat dalam mekanisme resistensi ini dibawa oleh MGEs. Contoh obat yang dipengaruhi oleh mekanisme ini termasuk tetrasiklin (Tet[M] dan Tet[O]), fluoroquinolones (Qnr) dan asam fusidat (FusB dan FusC).

 

Salah satu contoh klasik dan paling banyak dipelajari dari mekanisme perlindungan target adalah determinan resistensi tetrasiklin Tet(M) dan Tet(O). Tet(M) awalnya dijelaskan di Streptococcus spp. dan Tet(O) pada Campylobacter jejuni, namun keduanya kini tersebar luas di antara spesies bakteri yang berbeda, kemungkinan karena keduanya ditemukan pada beberapa plasmid dan transposon konjugatif dengan jangkauan luas (51). Protein ini termasuk dalam superfamili faktor translasi GTPase dan bertindak sebagai homolog faktor pemanjangan (EF-G dan EF-Tu) yang digunakan dalam sintesis protein. TetO dan TetM berinteraksi dengan ribosom dan mengeluarkan tetrasiklin dari tempat pengikatannya dengan cara yang bergantung pada GTP. Dönhöfer dkk. baru-baru ini menunjukkan bahwa TetM secara langsung mengeluarkan dan melepaskan tetrasiklin dari ribosom melalui interaksi antara domain IV dari 16S rRNA dan situs pengikatan tetrasiklin. Lebih jauh lagi, interaksi ini mengubah konformasi ribosom, mencegah pengikatan kembali antibiotik (52). Demikian pula, TetO juga telah terbukti bersaing dengan tetrasiklin untuk mendapatkan ruang ribosom yang sama dan mengubah geometri tempat pengikatan antibiotik, menggantikan molekul dari ribosom dan memungkinkan sintesis protein dilanjutkan (53).

 

Contoh lain dari perlindungan target adalah protein resistensi kuinolon Qnr, yang merupakan penentu resistensi fluoroquinolon yang dimediasi plasmid yang sering ditemukan pada isolat klinis. Awalnya dijelaskan dalam isolat klinis K. pneumoniae pada pertengahan 1990an (54), Qnr termasuk dalam keluarga protein berulang pentapeptida dan bertindak sebagai homolog DNA yang bersaing untuk situs pengikatan DNA pada DNA girase dan topoisomerase IV. Diperkirakan bahwa pengurangan interaksi DNA girase-DNA ini menurunkan peluang molekul kuinolon untuk membentuk dan menstabilkan kompleks DNA-kuinolon yang dibelah girase yang mematikan bagi sel (55). Beberapa alel qnr berbeda telah dideskripsikan hingga saat ini, yaitu qnrA, qnrB, qnrC, qnrD, qnrS dan qnrVC, semuanya memiliki mekanisme kerja yang serupa. Yang penting, kehadiran Qnr memberikan resistensi kuinolon tingkat rendah. Namun, menyimpan gen pengkode Qnr telah terbukti mendorong munculnya isolat yang sangat resisten dengan memfasilitasi seleksi mutan dengan mutasi titik pada gen yang mengkode DNA girase dan/atau topoisomerase IV (56) (target utama dari kelas fluoroquinolone). antibiotik, lihat di bawah).

 

III.B. Modifikasi situs target

 

Memperkenalkan modifikasi pada lokasi target adalah salah satu mekanisme resistensi antibiotik yang paling umum pada bakteri patogen yang mempengaruhi hampir semua kelompok senyawa antimikroba. Perubahan target ini dapat terdiri dari i) mutasi titik pada gen yang mengkode situs target, ii) perubahan enzimatik pada situs pengikatan (misalnya penambahan gugus metil), dan/atau iii) penggantian atau bypass target asli. Seperti disebutkan, apa pun jenis perubahannya, efek akhirnya selalu sama, yaitu penurunan afinitas antibiotik terhadap lokasi target. Contoh klasik dari masing-masing strategi ini akan dijelaskan secara rinci di bawah ini.

 

III.B.1. Mutasi situs target

 

Salah satu contoh paling klasik dari resistensi mutasi adalah perkembangan resistensi rifampisin (RIF). RIF adalah rifamycin yang memblokir transkripsi bakteri dengan menghambat RNA polimerase yang bergantung pada DNA, yang merupakan enzim kompleks dengan struktur subunit α2ββ'σ. Kantong pengikat RIF adalah struktur yang sangat terkonservasi yang terletak di subunit β RNA polimerase (dikodekan oleh rpoB), dan setelah pengikatan, molekul antibiotik mengganggu transkripsi dengan secara langsung memblokir jalur RNA yang baru lahir (57). Resistensi RIF tingkat tinggi telah terbukti terjadi melalui mutasi titik satu langkah yang mengakibatkan substitusi asam amino pada gen rpoB dan banyak perubahan genetik berbeda telah dilaporkan. Perlu dicatat, meskipun mutasi ini mengakibatkan penurunan afinitas obat terhadap targetnya, mutasi ini biasanya mengurangi aktivitas katalitik polimerase, sehingga transkripsi dapat dilanjutkan (58).

 

Contoh lain dari resistensi mutasi melibatkan mekanisme resistensi FQ (seperti disebutkan secara singkat di atas). FQ membunuh bakteri dengan mengubah replikasi DNA melalui penghambatan dua enzim penting, DNA girase dan topoisomerase IV. Perkembangan mutasi kromosom pada gen yang mengkode subunit enzim yang disebutkan di atas (gyrA-gyrB dan parC-parE untuk DNA girase dan topoisomerase IV) adalah mekanisme yang paling umum untuk memperoleh resistensi terhadap senyawa ini. Yang penting, karena FQ berinteraksi dengan dua enzim (DNA girase dan topoisomerase), dan keduanya penting untuk kelangsungan hidup bakteri, tingkat resistensi yang dicapai dengan mengembangkan perubahan pada salah satu enzim akan bergantung pada potensi antimikroba menghambat enzim yang tidak berubah. target. Jadi, berbeda dengan kasus RIF, resistensi FQ yang relevan secara klinis seringkali memerlukan akumulasi perubahan genetik dari waktu ke waktu, dengan mutasi pertama menghasilkan sedikit peningkatan pada MIC (59).

 

Terakhir, contoh bagus lainnya dari resistensi antibiotik yang timbul akibat perubahan mutasi adalah resistensi terhadap oksazolidinon (linezolid dan tedizolid). Obat ini merupakan antibiotik bakteriostatik sintetik dengan aktivitas gram positif luas yang menggunakan mekanismenya melalui interaksi dengan situs A pada ribosom bakteri. Interaksi tersebut menghambat sintesis protein dengan mengganggu posisi aminoasil-tRNA. Linezolid adalah antibiotik yang paling banyak digunakan pada kelas ini, karena tedizolid baru saja disetujui untuk penggunaan klinis. Meskipun resistensi linezolid masih merupakan fenomena yang jarang terjadi, hal ini telah dijelaskan dengan baik pada sebagian besar bakteri gram positif yang relevan secara klinis. Mekanisme resistensi linezolid yang paling umum ditandai termasuk mutasi pada gen yang mengkode domain V dari 23S rRNA dan/atau protein ribosom L3 dan L4 (masing-masing rplC dan rplD), dan metilasi A2503 (penomoran E. coli) di 23S rRNA dimediasi oleh enzim Cfr (lihat di bawah) (Gambar 4) (60).

Gambar 4.  Representasi skematis dari mekanisme aksi dan resistensi terhadap linezolid

Panel A. Linezolid mengganggu posisi aminoasil-tRNA melalui interaksi dengan pusat peptidil-transferase (PTC). Protein ribosom L3 dan L4 yang terkait dengan resistensi ditampilkan. Panel B. Representasi domain V dari 23S rRNA yang menunjukkan mutasi yang terkait dengan resistensi linezolid. Posisi A2503, yang merupakan target metilasi Cfr, disorot.

 

Mutasi pada gen yang mengkode loop pusat domain V dari 23S rRNA pada subunit ribosom 50S adalah penentu resistensi linezolid yang paling sering. Sejumlah mutasi telah dijelaskan hingga saat ini, dan perubahan yang paling sering ditemukan pada isolat klinis tampaknya adalah transisi G2576T (penomoran Escherichia coli). Terlepas dari posisi dan jenis perubahan genetik, mutasi ini mengakibatkan penurunan afinitas obat terhadap target ribosomnya. Yang penting, karena bakteri membawa banyak salinan gen 23S rRNA, mutasi perlu terakumulasi di banyak alel untuk menghasilkan fenotip yang relevan secara klinis (efek dosis gen) (61). Selain itu, substitusi protein ribosom L3 dan L4 juga telah dikaitkan dengan pengembangan resistensi linezolid in vivo dan in vitro, baik secara mandiri maupun dalam kombinasi dengan faktor penentu resistensi lainnya (60).

 

III.B.2. Perubahan enzimatik pada situs target

 

Salah satu contoh resistensi yang paling baik ditandai melalui modifikasi enzimatik pada situs target adalah metilasi ribosom yang dikatalisis oleh enzim yang dikodekan oleh gen erm (metilasi ribosom eritromisin), yang menghasilkan resistensi makrolida. Enzim-enzim ini mampu melakukan mono- atau dimetilasi residu adenin pada posisi A2058 dari domain V dari 23rRNA subunit ribosom 50S. Karena perubahan biokimia ini, pengikatan molekul antimikroba ke targetnya terganggu. Yang penting, karena antibiotik makrolida, lincosamides, dan streptogramin B memiliki situs pengikatan yang tumpang tindih pada 23S rRNA, ekspresi gen erm memberikan resistensi silang pada semua anggota kelompok MLSB (62, 63). Lebih dari 30 gen erm berbeda telah dideskripsikan, banyak di antaranya terletak di MGE, yang mungkin menjelaskan distribusinya yang luas di antara genera yang berbeda, termasuk bakteri gram positif dan gram negatif aerobik dan anaerobik. Pada stafilokokus, gen erm yang paling penting adalah ermA (sebagian besar didistribusikan dalam transposon di MRSA) dan erm(C) (ditemukan dalam plasmid pada S. aureus yang rentan terhadap methisilin).

 

Di sisi lain, erm(B) lebih sering dilaporkan pada enterococci dan pneumococci (tempat pertama kali dijelaskan), terletak di plasmid dan transposon konjugatif dan non-konjugatif seperti Tn917 dan Tn551. Yang penting, gen-gen ini tersebar luas dan kini telah ditemukan di lebih dari 30 genera bakteri berbeda (64). Resistensi yang dimediasi Erm menimbulkan biaya kebugaran bakteri yang penting karena penerjemahan yang kurang efisien oleh ribosom yang termetilasi. Oleh karena itu, meskipun fenotip MLSB dapat diekspresikan secara konstitutif, dalam banyak kasus fenotip tersebut tunduk pada kontrol ketat melalui regulasi gen pascatranskripsional yang kompleks. Melalui mekanisme ini, bakteri yang tumbuh tanpa adanya antibiotik menghasilkan transkrip mRNA tidak aktif yang tidak dapat diterjemahkan menjadi protein yang diinginkan (dalam hal ini metilase).

 

Sebaliknya, dengan adanya antibiotik, transkrip menjadi aktif dan sistem siap untuk memberikan resistensi yang cepat. Hal ini paling baik ditandai dengan fenotip MLSB yang dapat diinduksi dari operon erm(C) pada S. aureus, yang disesuaikan dengan gen erm(C), sebuah gen hulu yang mengkode peptida pemimpin dan wilayah intergenik (Gambar 5). Dengan tidak adanya penginduksi, transkripsi operon menghasilkan mRNA dengan struktur sekunder yang menyembunyikan situs pengikatan ribosom di bagian hulu erm. Penerjemahan dilanjutkan melalui leader peptide, kemudian berakhir, mencegah produksi ErmC. Dengan adanya eritromisin (tetapi juga makrolida lainnya), ribosom terhenti karena penghambatan oleh antibiotik selama translasi leader peptide sehingga memungkinkan perubahan konformasi pada mRNA ermC yang membuka kedok situs pengikatan ribosomnya, sehingga menghasilkan translasi erm(C) yang efisien. (65).

 

Dengan demikian, bakteri telah mengembangkan mekanisme kontrol berbasis mRNA yang canggih untuk mengatur secara ketat ekspresi metilase ini, memastikan efisiensi tindakan yang tinggi dengan adanya antibiotik sekaligus meminimalkan biaya kesesuaian untuk populasi bakteri. Susunan senyawa yang mampu menginduksi fenotipe MLSB bervariasi di antara gen erm yang berbeda, namun sebagai aturan umum, penginduksi terbaik adalah eritromisin sedangkan kemampuan menginduksi makrolida lainnya bervariasi. Demikian pula, sistem ini biasanya tidak diinduksi oleh lincosamides atau streptogramins. Namun, penggunaan agen ini terhadap isolat yang membawa gen erm yang dapat diinduksi dapat mengakibatkan seleksi mutan konstitutif in vivo (terutama pada infeksi berat) yang menyebabkan kegagalan terapi.

Gambar 5.  Representasi skematis dari kontrol pasca-transkripsi gen ermC

Dalam kondisi non-induksi, peptida pemimpin ErmC diproduksi dan mRNA ermC membentuk dua jepit rambut, mencegah ribosom mengenali situs pengikatan ribosom (RBS) ermC. Akibatnya penerjemahan menjadi terhambat. Setelah terpapar eritromisin (EM, bintang kuning), antibiotik berinteraksi dengan ribosom dan berikatan erat dengan peptida pemimpin, sehingga menghentikan perkembangan translasi. Fenomena ini melepaskan ermC RBS dan mengizinkan penerjemahan.

RBSL, situs pengikatan leader ribosome; RBSC, situs pengikatan ribosom ermC; Agustus, kodon inisiasi. Ribosom diwakili dengan warna biru dan eritromisin dengan warna kuning.

 

Contoh lain yang relevan dari perubahan enzimatik pada target adalah resistensi linezolid yang dimediasi Cfr. Gen cfr adalah determinan yang ditularkan melalui plasmid yang awalnya dideskripsikan pada tahun 2000 pada isolat sapi Staphylococcus sciuri dan pertama kali dilaporkan pada manusia pada tahun 2005 pada S. aureus yang diisolasi dari seorang pasien di Kolombia (66). Sejak itu, telah ditemukan pada beberapa spesies patogen manusia, termasuk S. aureus, E. faecalis, E. faecium dan beberapa bakteri Gram-negatif. Gen ini mengkode enzim Cfr, yang merupakan anggota keluarga metilase S-adenosyl-L-methionine (SAM) yang juga memberikan resistensi terhadap fenikol, lincosamides, pleuromutilin, dan streptogramin A. Selain itu, cfr telah dikaitkan dengan berbagai MGE yang menyarankan bahwa ia mempunyai potensi penyebaran yang lebih besar dan menyebabkan resistensi linezolid yang dapat dialihkan di masa depan. Yang penting, pengangkutan cfr tampaknya tidak menimbulkan resistensi terhadap oksazolidinon tedizolid yang baru-baru ini disetujui FDA (67).

 

III.B.3. Penggantian lengkap atau bypass situs target

 

Dengan menggunakan strategi ini, bakteri mampu mengembangkan target baru yang mencapai fungsi biokimia yang serupa dengan target aslinya namun tidak dihambat oleh molekul antimikroba. Contoh klinis yang paling relevan termasuk resistensi metisilin pada S. aureus karena perolehan PBP eksogen (PBP2a) dan resistensi vankomisin pada enterokokus melalui modifikasi struktur peptidoglikan yang dimediasi oleh kelompok gen van. Terakhir, cara lain untuk menghindari tindakan antimikroba adalah dengan “melewati” jalur metabolisme yang dihambatnya dengan memproduksi target antibiotik secara berlebihan. Contoh relevan dari mekanisme ini adalah resistensi terhadap trimethoprim-sulfamethoxazole (TMP-SMX). Di sisa bagian ini kami akan memberikan rincian lebih lanjut dari contoh yang disebutkan di atas.

 

Aktivitas antibakteri β-laktam bergantung pada kemampuannya mengganggu sintesis dinding sel melalui penghambatan PBP yang merupakan enzim penting yang bertanggung jawab atas transpeptidasi dan transglikosilasi unit peptidoglikan yang muncul dari sitoplasma. Resistensi terhadap metisilin (penisilin semisintetik yang stabil terhadap penisilinase stafilokokus) pada S. aureus dihasilkan dari perolehan gen asing (kemungkinan dari Staphylococcus sciuri) yang disebut mecA yang sering terletak di fragmen DNA besar yang disebut kaset kromosom stafilokokus mec (SCCmec). Gen mecA mengkodekan PBP2a, suatu PBP yang memiliki afinitas rendah terhadap semua β-laktam, termasuk penisilin, sefalosporin (kecuali senyawa generasi terakhir) dan karbapenem. Perolehan mecA membuat sebagian besar β-laktam tidak berguna melawan MRSA dan terapi alternatif perlu digunakan pada infeksi serius. Sebagai catatan, PBP2a membawa domain transpeptidase, tetapi tidak berfungsi sebagai transglikosilase (PBP kelas B), oleh karena itu, memerlukan aktivitas PBP asli lainnya untuk menjalankan fungsi terakhir dan mengikat silang peptidoglikan sepenuhnya. Secara khusus, domain transglikosilase PBP2 yang tidak sensitif terhadap penisilin (PBP kelas A) sangat penting untuk mencapai transglikosilasi peptidoglikan dengan adanya β-laktam dalam isolat MRSA pembawa mecA.

 

Seperti disebutkan di atas, gen mecA biasanya ditemukan sebagai bagian dari kaset gen yang dimasukkan ke dalam MGE (SCCmec) yang lebih besar, yang komponen dasarnya meliputi mecA, mecR1 (pengkodean protein transduser sinyal MecR1), mecI (pengkodean protein penekan Mecl), dan ccr (pengkodean rekombinase; rekombinase kromosom kaset). Sampai saat ini, 11 alotipe SCCmec yang berbeda telah dideskripsikan dengan tingkat homologi genetik yang berbeda-beda dan ukuran yang berbeda, urutan penyisipan dan gen resistensi yang menyertainya (68, 69). Yang penting, tipe SCCmec tampaknya berbeda antara klon MRSA yang berbeda. Memang benar, strain MRSA yang berasal dari komunitas tampaknya memiliki kaset SCCmec yang lebih pendek (misalnya SCCmec tipe IV) dan membawa lebih sedikit determinan resistensi antibiotik, sedangkan isolat yang terkait dengan rumah sakit (HA) memiliki elemen yang lebih panjang (misalnya SCCmec tipe II) dan biasanya resisten terhadap banyak obat (70 ).

 

Sistem pengaturan dua komponen yang mencakup protein penekan Mecl dan transduser sinyal MecR1 mengatur ekspresi mecA. Setelah MecR1 merasakan keberadaan β-laktam di lingkungan, ia memicu kaskade transduksi sinyal yang menghilangkan represor MecI dari situs pengikatan DNA sehingga menghasilkan transkripsi mecA dan gen pengaturnya. Peristiwa ini mencapai puncaknya dengan produksi PBP2a, yang merupakan ciri khas resistensi methisilin pada S. aureus (70).

 

Contoh penting lainnya dari strategi penggantian dan bypass untuk mencapai resistensi terkait dengan resistensi vankomisin. Mirip dengan β-laktam, glikopeptida (yaitu vankomisin dan teicoplanin) membunuh bakteri dengan menghambat sintesis dinding sel. Namun, tidak seperti β-laktam, glikopeptida tidak berinteraksi langsung dengan PBP. Sebaliknya, mereka berikatan dengan terminal D-alanine-D-alanine (D-Ala-D-Ala) dari bagian pentapeptida dari prekursor peptidoglikan yang baru lahir (lipid II), mencegah ikatan silang yang dimediasi PBP dan mengakibatkan penghambatan sel. sintesis dinding. Telah dipostulasikan bahwa efek utama dari pengikatan vankomisin ke prekursor akhir D-Ala-D-Ala yang muncul dari sitoplasma adalah perubahan transglikosilasi (mungkin karena hambatan sterik) yang mencegah pemrosesan lebih lanjut pada dinding sel dan menyebabkan pertumbuhan bakteri. kematian (72).

 

Resistensi vankomisin sangat relevan pada enterococci (khususnya E. faecium) dan biasanya disertai dengan adanya faktor penentu resistensi lainnya, sehingga pengobatan infeksi yang disebabkan oleh organisme ini merupakan tantangan klinis yang penting (73). Resistensi vankomisin pada enterokokus melibatkan akuisisi sekelompok gen (disebut kelompok gen van) yang mengkode mesin biokimia yang merombak sintesis peptidoglikan dengan, i) mengubah D-Ala terakhir menjadi D-laktat (resistensi tingkat tinggi ) atau D-serin (resistensi tingkat rendah), dan ii) menghancurkan prekursor akhir D-Ala-D-Ala “normal” untuk mencegah pengikatan vankomisin ke prekursor dinding sel. Perubahan D-Ala menjadi D-laktat menghilangkan ikatan hidrogen tunggal antara molekul vankomisin dan targetnya (bagian D-Ala-D-Ala) sehingga menurunkan afinitas antibiotik terhadap prekursor ca. 1.000 kali lipat. Meskipun perubahan D-Ala menjadi D-Ser tidak menghilangkan satu pun dari 5 ikatan hidrogen antara vankomisin dan targetnya, keberadaan gugus hidroksil serin mempengaruhi interaksi antibiotik dengan prekursor sehingga mengurangi afinitasnya, meskipun tidak terlalu terasa. dibandingkan dengan penggantian D-Lac (74).

 

Asal usul gen van telah menjadi topik penyelidikan yang intensif. Gen yang hampir identik dengan gen cluster vanA (yang paling umum pada strain enterococcal klinis) telah ditemukan pada organisme tanah seperti Paenibacillus thiaminoluticus dan P. apiaries (75). Sampai saat ini, sembilan kelompok van enterokokus yang berbeda telah dijelaskan (vanA, vanB, vanC, vanD, vanE, vanG, vanL, vanM dan vanN). Cluster vanADLM mensintesis prekursor yang berakhiran D-Lac sedangkan vanCEGN menghasilkan peptidoglikan akhiran D-Ser. Kebanyakan isolat VRE klinis membawa kelompok gen vanA atau vanB, yang biasanya ditemukan pada MGE baik yang berasosiasi dengan plasmid atau disisipkan dalam kromosom. Kami akan memberikan rincian lebih lanjut tentang mekanisme biokimia dari resistensi yang dimediasi VanA (melibatkan vankomisin dan teicoplanin). Pembaca dirujuk ke ulasan komprehensif lainnya untuk rincian tambahan tentang resistensi glikopeptida (13, 74, 76).

 

Cluster gen vanA biasanya terletak pada transposon keluarga Tn3 yang diberi nama Tn1546, yang ditemukan pada plasmid konjugatif dan non-konjugatif. Cluster gen ini terdiri dari 7 gen yang mengkode tiga kelompok protein, i) sistem regulasi dua komponen klasik yang mengatur ekspresi resistensi (VanS adalah histidin kinase dan VanR sebagai pengatur respons sistem), ii) enzim yang diperlukan untuk sintesis prekursor peptidoglikan baru, yaitu dehidrogenase (VanH) dan ligase asam amino dengan perubahan spesifisitas substrat (VanA) yang mampu menghasilkan D-Ala-D-Lac, dan iii) enzim yang menghancurkan D-Ala-D- normal Prekursor akhiran ala (VanX dan VanY). Sebagai catatan, gen tambahan, vanZ, terdapat pada Tn1546, namun fungsinya masih belum diketahui.

 

Induksi gugus gen vanA tampaknya melibatkan penginderaan awal oleh VanS terhadap akumulasi substrat yang dihasilkan dari penghambatan aktivitas glikosiltransferase (77). Langkah awal ini menghasilkan fosforilasi yang bergantung pada ATP pada regulator respons VanR, yang kemudian berikatan dengan dua promotor, salah satunya terletak di hulu gennya sendiri (vanR) dan yang lainnya berada di hulu vanH di Tn1546 (78). Gen vanH mengkodekan enzim dehidrogenase yang diperlukan untuk produksi D-laktat menggunakan piruvat sebagai substrat. D-Lac kemudian diikat ke molekul D-Ala oleh ligase VanA dan dipeptida D-Ala-D-Lac kemudian ditambahkan ke tripeptida yang baru lahir (MurNAc-L-Ala1-γ-D-Glu2-L-Lys3 ) untuk membentuk unit peptidoglikan yang diubah (UDP-MurNAc-pentadepsipeptida; Mur-NAc-L-Ala1-γ-D-Glu2-L-Lys3-D-Ala4-D-Lac5) (Gambar 6).

Gambar 6.  Representasi skema biosintesis peptidoglikan dan mekanisme aksi vankomisin (A) dan resistensi (B)

Panel A menggambarkan produksi peptidoglikan normal dan menunjukkan bahwa pengikatan antibiotik ke terminal D-Ala-D-Ala dari prekursor peptidoglikan mencegah transpeptidasi dan transglikosilasi, mengganggu sintesis dinding sel dan mengakibatkan kematian bakteri. Panel B menunjukkan perubahan sintesis peptidoglikan yang dihasilkan oleh ekspresi cluster gen vanA. Perubahan dipeptida terminal dari D-Ala-D-Ala menjadi D-Ala-D-Lac secara nyata mengurangi pengikatan vankomisin ke target peptidoglikan yang memungkinkan sintesis dinding sel berlanjut.

 

Seperti disebutkan di atas, gen lain dari kode Tn1546 untuk enzim yang menghancurkan prekursor akhir D-Ala. Gen vanX mengkode D,D-dipeptidase yang menghidrolisis D-Ala-D-Ala yang diproduksi dalam jalur sintesis peptidoglikan “normal” dan mengkode vanY untuk D,D-karboksipeptidase yang terikat membran yang menghilangkan D-Ala terakhir dari prekursor akhir normal, memastikan bahwa tidak ada pentapeptida akhir D-Ala-D-Ala (yang berpotensi mengikat vankomisin) yang terpapar pada permukaan sel. Terakhir, Tn1546 mengandung gen lain (disebut vanZ) yang tampaknya terlibat dalam resistensi teicoplanin (tetapi bukan vankomisin) yang fungsinya tidak diketahui (76).

 

Perkembangan resistensi vankomisin tingkat tinggi pada S. aureus (S. aureus, VRSA) yang resisten terhadap vankomisin pertama kali dijelaskan pada tahun 2002 dan merupakan hasil akuisisi oleh strain MRSA dari kluster gen vanA dari isolat VRE (E. faecalis) (79). Namun fenomena ini masih jarang terjadi. Meskipun transfer plasmid enterokokus yang mengandung gugus gen vanA di Tn1546 ke S. aureus telah terbukti terjadi secara in vitro, efisiensi mekanisme ini rendah karena replikasi plasmid enterokokus pada stafilokokus seringkali kurang optimal. Namun, skenario yang berpotensi lebih mengkhawatirkan adalah akuisisi cluster gen vanA oleh strain terkait komunitas yang menggunakan plasmid stafilokokus asli. Memang benar, sebuah laporan baru-baru ini menggambarkan fenomena seperti itu di mana kelompok gen vanA disimpan dalam plasmid stafilokokus yang sangat mudah dipindahtangankan, yang awalnya diidentifikasi dalam isolat S. aureus yang terkait dengan komunitas. Isolat ini ditemukan dalam aliran darah isolat MRSA yang diperoleh dari seorang pasien Brazil (80) dan transfer ke isolat yang peka terhadap metisilin pada pasien yang sama juga telah didokumentasikan.

 

Cluster gen vanB mengandung gen serupa dengan yang dibawa oleh cluster vanA dengan perbedaan bahwa sensor kinase VanSB tampaknya tidak diaktifkan oleh adanya teicoplanin. Dengan demikian, isolat yang menyimpan cluster vanB tetap rentan terhadap glikopeptida ini. Cluster gen vanB juga dibawa oleh elemen bergerak di Tn1547 atau transposon konjugatif terkait dan telah diidentifikasi dalam plasmid yang responsif terhadap feromon. Selain itu, cluster vanB tidak memiliki gen vanZ dan membawa gen tambahan (disebut vanW) yang fungsinya masih harus ditetapkan.

 

Cluster gen prototipikal yang bertanggung jawab atas resistensi vankomisin tingkat rendah dan produksi prekursor peptidoglikan D-Ala-D-Ser adalah vanC. Sebagai catatan, enterococci yang membawa kelompok vanEGLN juga memproduksi D-Ala-D-Ser dan menunjukkan tingkat resistensi vankomisin yang rendah serta membawa gen serupa dengan yang dijelaskan dalam vanC. Perbedaan utama dalam hal kandungan gen dan aktivitas biokimia resistensi yang dimediasi tipe VanC dibandingkan dengan VanA dan VanB adalah, i) mereka mengkode racemase unik (VanT) yang mampu memproduksi D-serine menggunakan L-serine sebagai substrat, ii) mereka memiliki ligase (vanCEGLN) dengan kemampuan untuk mensintesis dipeptida D-Ala-D-Ser, dan iii) mereka sering mengandung gen tunggal (vanXY) yang mengkode aktivitas dipeptidase D-Ala-D-Ala dan karboksipeptidase yang biasanya dikodekan untuk dua gen berbeda di kelompok lain (vanX dan vanY, lihat di atas).

 

Pada kesempatan yang jarang terjadi, strain VRE dapat mengembangkan mutasi nol pada ligase D-Ala-D-Ala (ddl) asli yang menghapuskan produksi normal D-Ala-D-Ala untuk sintesis peptidoglikan. Dengan demikian, strain yang menyimpan mutasi tersebut bergantung pada produksi prekursor peptidoglikan yang diubah untuk sintesis dinding sel oleh kelompok van yang dapat diinduksi (misalnya vanA). Oleh karena itu, kelangsungan hidup sel bergantung pada keberadaan antibiotik secara permanen untuk menginduksi sistem (oleh karena itu, isolat ini disebut enterokokus yang bergantung pada vankomisin). Fenotipe ini tampaknya tidak stabil karena mutasi pada sensor VanS atau daerah promotor sering kali mengembalikan fenotipe tersebut (81).

 

Seperti disebutkan di atas, strategi lain yang dijelaskan dengan baik mengenai “target bypass” adalah dengan meningkatkan produksi target antimikroba dengan tujuan membanjiri antibiotik dengan meningkatkan jumlah target yang tersedia. Salah satu contoh terbaik dari mekanisme ini adalah berkembangnya resistensi terhadap TMP-SMX. Obat ini mengganggu sintesis bakteri purin dan beberapa asam amino penting dengan mengubah produksi folat, memanfaatkan fakta bahwa sebagian besar bakteri tidak dapat menyerap folat dari sumber eksternal. Oleh karena itu, bakteri bergantung pada mesin biokimia mereka sendiri untuk sintesis folat. Jalur sintetik folat melibatkan dua enzim utama, yaitu i) dihydropteroic acid synthase (DHPS), yang membentuk dihydrofolate dari asam para-aminobenzoic (dihambat oleh SMX), dan ii) dihydrofolate reductase (DHFR), yang mengkatalisis pembentukan tetrahydrofolate dari dihidrofolat (dihambat oleh TMP).

 

Meskipun pengembangan resistensi terhadap TMP-SMX dapat dicapai melalui beberapa strategi termasuk perubahan asam amino pada enzim di atas (menurunkan afinitasnya terhadap molekul antibiotik, modifikasi target) dan perolehan gen eksternal yang mengkode DHPS atau DHFR yang kurang sensitif terhadap penghambatan oleh TMP-SMX. TMP/SMX (target bypass), strategi bypass yang “cerdas” adalah produksi DHFR atau DHPS yang berlebihan melalui mutasi di wilayah promotor DNA yang mengkode enzim ini. Mutasi ini menghasilkan peningkatan jumlah enzim di atas, “luar biasa” kemampuan TMP-SMX untuk menghambat produksi folat dan memungkinkan kelangsungan hidup bakteri (82, 83). Menariknya, enterococci menggunakan strategi “bypass” lain dengan memasukkan asam tetrahidrofolik eksogen dan asam folinat ketika ditambahkan ke media. Kemampuan untuk menggunakan folat dari berbagai sumber berkorelasi dengan peningkatan MIC TMP-SMX hingga 25 kali lipat dan diperkirakan mengganggu aktivitas antimikroba in vivo (84, 85).

 

IV. Resistensi Akibat Adaptasi Sel Global

 

Melalui evolusi selama bertahun-tahun, bakteri telah mengembangkan mekanisme canggih untuk mengatasi stres dan tekanan lingkungan agar dapat bertahan hidup di lingkungan yang paling tidak bersahabat, termasuk tubuh manusia. Bakteri perlu bersaing untuk mendapatkan nutrisi dan menghindari serangan molekul yang dihasilkan oleh organisme saingan lainnya untuk mendapatkan “keunggulan”. Di dalam inang tertentu, organisme bakteri terus-menerus diserang oleh sistem kekebalan inang dan untuk menempatkan diri mereka di relung biologis tertentu, penting bagi mereka untuk beradaptasi dan mengatasi situasi stres ini. Dengan demikian, bakteri patogen telah merancang mekanisme yang sangat kompleks untuk menghindari gangguan proses seluler penting seperti sintesis dinding sel dan homeostasis membran. Perkembangan resistensi terhadap daptomisin (DAP) dan vankomisin (tingkat rendah pada S. aureus) adalah contoh fenotip resistensi yang paling relevan secara klinis yang merupakan hasil respons adaptif sel global terhadap serangan antibakteri.

 

DAP adalah antibiotik lipopeptida yang berhubungan dengan peptida antimikroba kationik (CAMPs) yang diproduksi oleh sistem kekebalan bawaan yang memberikan efek bakterisidal dengan mengubah homeostasis selubung sel. Aktivitas bakterisida DAP memerlukan empat langkah penting (Gambar 7). Pertama, DAP dikomplekskan dengan kalsium (membuat molekul bermuatan positif) dan, selanjutnya, diarahkan ke target CM melalui interaksi elektrostatik dengan membran sel (CM) yang biasanya bermuatan negatif. Sebagai catatan, bukti terbaru menunjukkan bahwa DAP terutama menargetkan CM pada tingkat septum divisi (86). Kedua, setelah molekul antibiotik mencapai CM, awalnya molekul tersebut mengalami oligomerisasi pada lapisan luar CM dan, selanjutnya, oligomer DAP ini mencapai lapisan CM bagian dalam. Oligomerisasi DAP pada selebaran luar CM tampaknya bergantung pada keberadaan fosfolipid fosfatidilgliserol (PG) (87). Selain itu, fosfolipid lain (kardiolipin, CL), tampaknya memainkan peran penting dalam translokasi oligomer DAP dari bagian luar selebaran bagian dalam, namun kontribusinya tidak sepenuhnya dipahami. Faktanya, terdapat bukti yang menunjukkan bahwa kehadiran CL dalam konsentrasi tinggi dapat mencegah translokasi oligomer DAP ke dalam lapisan dalam bilayer fosfolipid (87). Ketiga, setelah oligomer DAP mencapai bagian dalam CM, mereka mengatur dan membentuk struktur mirip pori transmembran yang cenderung mengubah sifat fisikokimia CM dan mendorong kebocoran ion (misalnya kalium) dari sitoplasma, sehingga menyebabkan masalah penting. perubahan elektrokimia. Akhirnya, perubahan CM struktural dan fungsional menyebabkan kematian bakteri tanpa adanya lisis sel melalui mekanisme yang belum sepenuhnya dipahami.

Gambar 7.  Representasi diagram mekanisme kerja daptomisin

Bakteri telah mengembangkan sistem pertahanan kuno untuk menahan aksi CAMP dan memiliki sistem pengaturan yang terlibat dalam melindungi selubung sel ketika diserang oleh CAMP. Pada enterococci, penelitian menggunakan pengurutan seluruh genom dari pasangan strain klinis E. faecalis yang mengembangkan resistensi DAP (DAP-R) selama terapi, mengungkapkan bahwa perubahan dalam sistem pengaturan tiga komponen yang disebut LiaFSR (yang mengatur sel) -respon stres amplop pada gram positif) sangat penting dalam pengembangan DAP-R (88). Pada B. subtilis, tempat sistem ini pertama kali dikarakterisasi, dan bakteri Gram positif lainnya, LiaFSR (dan sistem homolog VraTSR pada S. aureus) terdiri dari tiga protein, i) LiaF (VraT), suatu protein transmembran yang tampaknya mengatur sistem secara negatif, ii) LiaS (VraS), protein sensor-histidin kinase klasik yang memfosforilasi pengatur respons, dan iii) LiaR (VraR), pengatur respons sistem. Memang benar, penghapusan tunggal isoleusin pada posisi 177 LiaF meningkatkan MIC DAP dari 1 menjadi 4 μg/mL (breakpoint klinis yang ditetapkan adalah 4 μg/ml) dan, yang lebih penting, cukup untuk menghilangkan aktivitas bakterisida DAP (89 ). Selain itu, dalam analisis genom baru-baru ini terhadap 19 DAP E. faecium yang tidak rentan (DAP MICs dari 3 hingga 48 μg/mL, titik henti klinis adalah 4 μg/mL), mutasi yang paling sering diidentifikasi terjadi pada liaFSR, mendukung hipotesis bahwa perubahan dalam sistem ini merupakan langkah penting menuju DAP-R pada enterococci (90). Selain itu, sebagian besar (75%) isolat E. faecium yang rentan terhadap DAP pulih dari pasien bakteremia yang MIC-nya berada pada kisaran kerentanan yang lebih tinggi (yaitu antara 3 dan 4 μg/mL) mengalami mutasi pada LiaFSR. Sebaliknya, tidak ada isolat dari koleksi yang sama dengan DAP MIC ≤ 2 μg/mL yang menunjukkan perubahan dalam sistem ini (91). Lebih penting lagi, perubahan ini cukup untuk menghilangkan aktivitas bakterisida DAP in vitro dan dikaitkan dengan kegagalan klinis pada pasien neutropenia dengan bakteremia VRE (92).

 

Mekanisme bagaimana LiaFSR menghasilkan DAP-R belum sepenuhnya dipahami. Selain itu, mekanisme spesifik yang digunakan sistem ini untuk mengatur respons sel terhadap stres masih merupakan penelitian aktif. Pada B. subtilis, lokus lia terdiri dari enam gen, liaIH-liaGFSR, yang mana liaGFSR secara konstitutif diekspresikan pada tingkat basal yang rendah karena adanya promotor konstitutif yang lemah di hulu liaG. Sebaliknya, ekspresi liaIH sepenuhnya bergantung pada LiaR. Meskipun LiaR mengatur gen lain, Wolf et al. memberikan bukti yang menunjukkan bahwa liaIH adalah satu-satunya target yang relevan dari ekspresi gen yang bergantung pada LiaR dalam sel tipe liar. Peran fisiologis LiaI dan LiaH belum sepenuhnya dipahami. LiaI adalah protein hidrofobik kecil yang fungsinya tidak diketahui dengan dua heliks transmembran yang diduga dan LiaH adalah anggota keluarga protein kejut fag yang membentuk struktur seperti cincin oligomer besar (menyerupai apa yang telah dilaporkan dengan PspA di E. coli). Yang penting, sistem LiaFSR merupakan sistem penginderaan/respon sel yang sangat terpelihara dalam bakteri Firmicutes (93).

 

Pada enterococci, bukti terbaru menunjukkan bahwa LiaR memediasi reorganisasi fosfolipid anionik (yaitu kardiolipin) dalam CM yang terkait dengan DAP-R. Pada strain klinis DAP-R, perkembangan resistensi jelas terkait dengan redistribusi mikrodomain CL dari septum ke area CM lainnya (94). Kesalahan penempatan ini tampaknya “mengalihkan” DAP dari target utama septum CM, yang mengakibatkan kelangsungan hidup bakteri terhadap “serangan” DAP. Selain itu, penghapusan LiaR sepenuhnya mengembalikan kerentanan DAP dan memulihkan organisasi domain CL (95).

 

Sistem pengaturan lain yang terlibat dalam homeostasis selubung sel juga telah dikaitkan dengan DAP-R. Misalnya, YycFG (WalKR), sistem pengaturan dua komponen penting yang terlibat dalam sintesis dinding sel dan homeostasis, terbukti penting bagi DAP-R baik pada enterococci maupun S. aureus (96, 97). Meskipun mekanisme pasti yang memediasi fenomena ini belum sepenuhnya dijelaskan, tampaknya hal ini melibatkan perubahan metabolisme dinding sel yang mengakibatkan perubahan muatan permukaan yang menghasilkan 'tolak-menolak' elektrostatik dari kompleks kalsium-DAP yang bermuatan positif dari selubung sel.

 

Kelompok gen kedua yang terbukti berkontribusi terhadap pengembangan DAP-R berhubungan dengan enzim yang terlibat dalam metabolisme CM fosfolipid. Misalnya, dua enzim, gliserol-fosfodiester fosfodiesterase (GdpD) dan cardiolipin synthase (Cls) ditemukan meningkatkan fenotip DAP-R di latar belakang mutasi liaFSR pada E. faecalis (88). Perubahan ini tampaknya mengubah komposisi fosfolipid CM terutama dengan menurunkan jumlah PG. Enzim lain seperti MprF, PG sintase (PgsA), siklik asam lemak sintase (Cfa) dan geranyltransferase (98) yang terlibat dalam homeostasis fosfolipid CM juga telah dikaitkan dengan DAP-R. Pada S. aureus, MprF (sintase lisil-PG [LPG]) telah menjadi salah satu enzim yang paling banyak dipelajari, dan inaktivasi protein ini membalikkan DAP-R. Enzim ini memiliki dua domain, i) domain lisil-transferase yang mentransfer asam amino lisin bermuatan positif dari pembawa tRNA ke PG (LPG) di selebaran bagian dalam CM, dan ii) domain flipase, yang melaluinya baru disintesis LPG ditranslokasi dari bagian dalam ke bagian luar selebaran CM (99). Mutasi pada mprF tampaknya menghasilkan peningkatan fungsi enzim dan, sebagai hasilnya, permukaan sel menjadi lebih bermuatan positif, menolak kompleks DAP-kalsium (juga bermuatan positif). Yang menarik, homolog LiaFSR (VraTSR) tampaknya juga berkontribusi terhadap fenotip DAP-R yang dimediasi oleh perubahan MprF pada S. aureus (97).

 

Seperti dibahas di atas, perkembangan resistensi vankomisin tingkat tinggi yang dimediasi oleh perolehan gugus gen van merupakan kejadian langka pada S. aureus. Namun, masalah yang lebih umum adalah ditemukannya isolat S. aureus dengan kerentanan sedang terhadap vankomisin (dikenal sebagai isolat VISA), yang menunjukkan MIC antara 4 – 8 μg/mL. Fenomena ini pertama kali dilaporkan di Jepang pada tahun 1997 dan menyebabkan kegagalan terapi (100). Isolat tersebut, diberi nama Mu50, berasal dari strain rentan vankomisin yang dikenal sebagai Mu3 (≤ 2 μg/mL). Analisis populasi Mu3 kemudian mengkonfirmasi bahwa strain ini mengandung subpopulasi sel bakteri yang mampu bertahan pada konsentrasi vankomisin di atas 2 μg/mL (titik puncak klinis untuk kerentanan), sebuah fenomena yang kini disebut sebagai fenotip heterogenous-VISA (hVISA). Karena subpopulasi yang “resisten” sulit untuk diidentifikasi, deteksi hVISA menjadi sangat menantang dan beberapa strain S. aureus yang dilaporkan “rentan” terhadap vankomisin melalui pengujian kerentanan standar mungkin masih menunjukkan fenotipe ini (101). Memang benar, S. aureus berada dalam kisaran kerentanan, dengan MIC vankomisin > 1 dan ≤ 2 μg/ml lebih sering dikaitkan dengan fenotip hVISA. Karena kesulitan dalam mendeteksi strain ini, kegagalan vankomisin semakin banyak dilaporkan pada infeksi yang parah. Penelitian yang dipublikasikan memperkirakan bahwa prevalensi keseluruhan strain MRSA dengan profil hVISA/VISA berkisar antara 0 dan 8,24%, namun dapat mencapai 30% pada populasi tertentu (misalnya pasien dengan endokarditis infektif MRSA) (102, 103).

 

Isolat hVISA/VISA biasanya muncul secara in vivo pada pasien dengan riwayat infeksi MRSA yang gagal menjalani terapi vankomisin dalam waktu lama. Dari sudut pandang mekanistik, perkembangan hVISA/VISA tidak terjadi melalui perolehan materi DNA asing (seperti yang terlihat pada VRSA), melainkan fenotipnya tampaknya merupakan hasil perubahan genetik yang berurutan dan teratur yang biasanya melibatkan gen. membentuk bagian dari sistem pengaturan yang mengendalikan homeostasis selubung sel (mirip dengan yang dijelaskan di atas untuk DAP). Mekanisme spesifik yang mengarah pada fenotip hVISA/VISA masih belum dipahami sepenuhnya. Namun, bukti yang ada menunjukkan bahwa sistem regulasi yang paling konsisten terlibat dalam mekanisme resistensi ini adalah YycFG (WalKR), VraSR (homolog dari LiaFSR), dan GraRS (104). Menariknya, sistem regulasi dua dan tiga komponen ini terlibat dalam homeostasis dinding sel, mendukung gagasan bahwa pemilihan fenotip hVISA/VISA melibatkan remodeling penting pada dinding sel agar dapat bertahan dari serangan antimikroba.

 

Terlepas dari sistem pengaturan di atas, perubahan lain yang sering dikaitkan dengan fenotip VISA adalah mutasi pada rpoB (yang mengkode subunit B dari RNA polimerase). Memang, Watanabe dkk. menganalisis 38 isolat VISA dari 10 negara berbeda dan menunjukkan bahwa mutasi pada gen rpoB terdapat pada sebagian besar (71%) isolat (105). Namun, mekanisme mutasi rpoB menyebabkan berkurangnya kerentanan vankomisin dan DAP masih belum jelas.

 

Secara fenotip, strain hVISA/VISA menunjukkan karakteristik metabolik yang berbeda yang mungkin mencakup i) peningkatan pemanfaatan fruktosa, ii) peningkatan metabolisme asam lemak, iii) gangguan metabolisme asetat dan siklus asam trikarboksilat, iv) penurunan ketersediaan glutamat, dan iv) peningkatan ekspresi gen sintesis dinding sel. Perubahan homeostatis global ini tampaknya menyebabkan berkurangnya aktivitas autolitik dengan penebalan dinding sel dan peningkatan jumlah dipeptida D-Ala-D-Ala bebas dengan ikatan silang peptidoglikan yang lebih sedikit (101, 104). Selain itu, strain VISA mengikat vankomisin lebih kuat dibandingkan strain non-VISA, namun difusi molekul antibiotik ke bagian dalam dinding sel tampaknya terganggu. Oleh karena itu, telah dipostulasikan bahwa perubahan ini mengakibatkan “terjebaknya” vankomisin di lapisan luar peptidoglikan yang mencegah molekul antibiotik mencapai target prekursor yang muncul dari membran sitoplasma. Hasilnya, sintesis dinding sel dan ikatan silang peptidoglikan tidak terganggu.

 

Yang terakhir, ciri yang mencolok dari banyak strain hVISA/VISA adalah kemampuannya untuk kembali dari satu fenotip ke fenotip lainnya (atau bahkan menjadi fenotip yang sepenuhnya rentan terhadap vankomisin) tanpa adanya paparan vankomisin. Oleh karena itu, tampaknya ada “harga” yang harus dibayar untuk mengembangkan resistensi dan ini merupakan contoh lain dari kemampuan bakteri untuk beradaptasi terhadap lingkungan melalui plastisitas genetiknya yang luar biasa.

 

Catatan penutup

 

Penggunaan antimikroba dalam praktik klinis merupakan perkembangan terkini dalam sejarah dibandingkan dengan kemunculan organisme bakteri di planet kita. Oleh karena itu, perkembangan resistensi antibiotik harus dipandang sebagai respons adaptif yang “normal” dan merupakan perwujudan jelas dari prinsip evolusi Darwin. Bisa dibilang, penerapan terapi antimikroba dalam praktik klinis telah menjadi salah satu kemajuan pengobatan modern yang paling sukses, membuka jalan bagi intervensi medis yang kompleks dan sangat canggih yang secara signifikan dapat memperpanjang masa hidup penduduk di seluruh dunia. Agar dapat bertahan hidup, bakteri, dalam proses yang mungkin terdesak oleh meningkatnya penggunaan antimikroba dalam praktik klinis, telah mengembangkan strategi yang kompleks dan kreatif untuk menghindari serangan antibiotik. Resistensi antibiotik telah berkembang pesat dalam beberapa dekade terakhir dan kini menjadi salah satu ancaman kesehatan masyarakat terbesar di abad ke-21.

 

Memang benar, infeksi yang tidak dapat diobati karena resistensi multi-obat dari organisme yang terinfeksi telah menjadi lebih umum dalam kondisi klinis. Skenario mengerikan ini diperburuk oleh kurangnya penelitian dan pengembangan antibiotik. Jalur “emas” penemuan antibiotik (1960an dan 70an) dengan cepat mengering karena identifikasi senyawa baru menjadi lebih menantang. Perusahaan farmasi besar memusatkan upaya mereka pada bidang lain yang lebih menguntungkan dan bermanfaat, sehingga gelombang penolakan terus berlanjut. Jika kita ingin mengatasi masalah ini, upaya penelitian dan pengembangan perlu ditingkatkan dan didukung secara besar-besaran. Pemahaman lengkap tentang mekanisme bakteri menjadi resisten terhadap antibiotik sangat penting dalam merancang strategi baru untuk melawan ancaman resistensi. Kita perlu mengembangkan antibiotik dengan pemahaman bahwa mikroorganisme akan merespons antibiotik tersebut dan resistensi akan berkembang (sebuah fakta evolusi). Oleh karena itu, upaya untuk mengembangkan antibiotik dan mempelajari mekanisme resistensi harus terus menerus, tangguh dan mantap. Hal ini mungkin merupakan “perang” jangka panjang melawan makhluk hidup yang memiliki kemampuan besar untuk beradaptasi dan bertahan hidup.

 

REFERENSI

1. Antimicrobial resistance: global report on surveillance 2014. World Health Organization; 2014. Downloaded from http://www.who.int/drugresistance/documents/surveillancereport/en/, last accessed on March 4, 2015.

2. Cosgrove SE. The relationship between antimicrobial resistance and patient outcomes: mortality, length of hospital stay, and health care costs. Clin Infect Dis. 2006 Jan 15;42(Suppl 2):S82–9.

3. DiazGranados CA, Zimmer SM, Klein M, Jernigan JA. Comparison of mortality associated with vancomycin-resistant and vancomycin-susceptible enterococcal bloodstream infections: a meta-analysis. Clin Infect Dis. 2005 Aug 1;41(3):327–33.

4. Sydnor ER, Perl TM. Hospital epidemiology and infection control in acute-care settings. Clin Microbiol Rev. 2011 Jan;24(1):141–73.

5. Antibiotic Resistance Threats in the United States. Centers for Disease Control and Prevention. 2013 Downloaded from http://www.cdc.gov/drugresistance/threat-report-2013/index.html, last accessed on March 9, 2015.

6. Antimicrobial Resistance: Tackling a Crisis for the Future Health and Wealth of Nations. 2014 Downloaded from http://amr-review.org/, last accessed on March 11, 2015.

7. Clinical and Laboratory Standards Institute. Performance standards for antimicrobial susceptibility testing; 24th informational supplement. Clinical and Laboratory Standards Institute; Wayne, PA: 2014. (CLSI document M100-S24).

8. Nannini EC, Singh KV, Arias CA, Murray BE. In vivo effect of cefazolin, daptomycin, and nafcillin in experimental endocarditis with a methicillin-susceptible Staphylococcus aureus strain showing an inoculum effect against cefazolin. Antimicrob Agents Chemother. 2013;57(9):4276–81.

9. Manson JM, Hancock LE, Gilmore MS. Mechanism of chromosomal transfer of Enterococcus faecalis pathogenicity island, capsule, antimicrobial resistance, and other traits. Proc Natl Acad Sci U S A. 2010 Jul 6;107(27):12269–74.

10. Thomas CM, Nielsen KM. Mechanisms of, and barriers to, horizontal gene transfer between bacteria. Nat Rev Microbiol. 2005 Sep;3(9):711–21.

11. Wilson DN. Ribosome-targeting antibiotics and mechanisms of bacterial resistance. Nat Rev Microbiol. 2014 Jan;12(1):35–48.

12. Ramirez MS, Tolmasky ME. Aminoglycoside modifying enzymes. Drug Resist Updat. 2010 Dec;13(6):151–71.

13. Hollenbeck BL, Rice LB. Intrinsic and acquired resistance mechanisms in enterococcus. Virulence. 2012 Aug 15;3(5):421–33.

14. Schwarz S, Kehrenberg C, Doublet B, Cloeckaert A. Molecular basis of bacterial resistance to chloramphenicol and florfenicol. FEMS Microbiol Rev. 2004 Nov;28(5):519–42.

15. Abraham EP, Chain E. An enzyme from bacteria able to destroy penicillin. Nature. 1940;146:837.

16. D’Costa VM, King CE, Kalan L, Morar M, Sung WW, Schwarz C, Froese D, Zazula G, Calmels F, Debruyne R, Golding GB, Poinar HN, Wright GD. Antibiotic resistance is ancient. Nature. 2011 Aug 31;477(7365):457–61.

17. Bush K. Proliferation and significance of clinically relevant β-lactamases. Ann N Y Acad Sci. 2013 Jan;1277:84–90.

18. Paterson DL, Bonomo RA. Extended-spectrum beta-lactamases: a clinical update. Clin Microbiol Rev. 2005 Oct;18(4):657–86.

19. Bush K. The ABCD’s of β-lactamase nomenclature. J Infect Chemother. 2013 Aug;19(4):549–59.

20. Bush K, Jacoby GA. Updated functional classification of β-Lactamases. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54:969–976.

21. Sirot D, Sirot J, Labia R, Morand A, Courvalin P, Darfeuille-Michaud A, Perroux R, Cluzel R. Transferable resistance to third-generation cephalosporins in clinical isolates of Klebsiella pneumoniae: identification of CTX-1, a novel beta-lactamase. J Antimicrob Chemother. 1987 Sep;20(3):323–34.

22. Bonnet R. Growing group of extended-spectrum beta lactamases: the CTX-M enzymes. Antimicrob Agents Chemother. 2004 Jan;48(1):1–14.

23. Poirel L, Lartigue MF, Decousser JW, Nordmann P. ISEcp1B-mediated transposition of blaCTX-M in Escherichia coli. Antimicrob Agents Chemother. 2005;49:447–450.

24. Queenan AM, Bush K. Carbapenemases: the versatile beta-lactamases. Clin Microbiol Rev. 2007 Jul;20(3):440–58.

25. Yigit H, Queenan AM, Anderson GJ, Domenech-Sanchez A, Biddle JW, Steward CD, Alberti S, Bush K, Tenover FC. Novel carbapenem-hydrolyzing beta-lactamase, KPC-1, from a carbapenem-resistant strain of Klebsiella pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 2001 Apr;45(4):1151–61.

26. Nordmann P, Cuzon G, Naas T. The real threat of Klebsiella pneumoniae carbapenemase-producing bacteria. Lancet Infect Dis. 2009 Apr;9(4):228–36.

27. Poirel L, Pitout JD, Nordmann P. Carbapenemases: molecular diversity and clinical consequences. Future Microbiol. 2007 Oct;2(5):501–12.

28. Cornaglia G, Giamarellou H, Rossolini GM. Metallo-β-lactamases: a last frontier for β-lactams? Lancet Infect Dis. 2011 May;11(5):381–93.

29. Kumarasamy KK, Toleman MA, Walsh TR, Bagaria J, Butt F, Balakrishnan R, Chaudhary U, Doumith M, Giske CG, Irfan S, Krishnan P, Kumar AV, Maharjan S, Mushtaq S, Noorie T, Paterson DL, Pearson A, Perry C, Pike R, Rao B, Ray U, Sarma JB, Sharma M, Sheridan E, Thirunarayan MA, Turton J, Upadhyay S, Warner M, Welfare W, Livermore DM, Woodford N. Emergence of a new antibiotic resistance mechanism in India, Pakistan, and the UK: a molecular, biological, and epidemiological study. Lancet Infect Dis. 2010 Sep;10(9):597–602.

30. Nordmann P, Poirel L, Walsh TR, Livermore DM. The emerging NDM carbapenemases. Trends Microbiol. 2011 Dec;19(12):588–95.

31. Walsh TR, Weeks J, Livermore DM, Toleman MA. Dissemination of NDM-1 positive bacteria in the New Delhi environment and its implications for human health: an environmental point prevalence study. Lancet Infect Dis. 2011 May;11(5):355–62.

32. Jacoby GA. AmpC beta-lactamases. Clin Microbiol Rev. 2009 Jan;22(1):161–82.

33. Jacobs C, Frère JM, Normark S. Cytosolic intermediates for cell wall biosynthesis and degradation control inducible beta-lactam resistance in gram-negative bacteria. Cell. 1997 Mar 21;88(6):823–32.

34. Johnson JW, Fisher JF, Mobashery S. Bacterial cell wall recycling. Ann N Y Acad Sci. 2013 Jan;1277:54–75.

35. Schmidtke AJ, Hanson ND. Model system to evaluate the effect of ampD mutations on AmpC-mediated beta-lactam resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2006 Jun;50(6):2030–7.

36. Evans BA, Amyes SG. OXA β-lactamases. Clin Microbiol Rev. 2014 Apr;27(2):241–63.

37. Pagès JM, James CE, Winterhalter M. The porin and the permeating antibiotic: a selective diffusion barrier in Gram-negative bacteria. Nat Rev Microbiol. 2008 Dec;6(12):893–903.

38. Hancock RE, Brinkman FS. Function of pseudomonas porins in uptake and efflux. Annu Rev Microbiol. 2002;56:17–38.

39. Nikaido H. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability revisited. Microbiol Mol Biol Rev. 2003 Dec;67(4):593–656.

40. Quinn JP, Dudek EJ, DiVincenzo CA, Lucks DA, Lerner SA. Emergence of resistance to imipenem during therapy for Pseudomonas aeruginosa infections. J Infect Dis. 1986 Aug;154(2):289–94.

41. Hasdemir UO, Chevalier J, Nordmann P, Pagès JM. Detection and prevalence of active drug efflux mechanism in various multidrugresistant Klebsiella pneumoniae strains from Turkey. J Clin Microbiol. 2004;42:2701–2706.

42. Doménech-Sánchez A, Martínez-Martínez L, Hernández-Allés S, del Carmen Conejo M, Pascual A, Tomás JM, Albertí S, Benedí VJ. Role of Klebsiella pneumoniae OmpK35 porin in antimicrobial resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2003;47:3332–3335.

43. McMurry LM, Petrucci RE, Jr, Levy SB. Active efflux of tetracycline encoded by four genetically different tetracycline resistance determinants in Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci USA. 1980;77:3974–7.

44. Poole K. Efflux-mediated antimicrobial resistance. J Antimicrob Chemother. 2005 Jul;56(1):20–51.

45. Singh KV, Weinstock GM, Murray BE. An Enterococcus faecalis ABC homologue (Lsa) is required for the resistance of this species to clindamycin and quinupristin–dalfopristin. Antimicrob Agents Chemother. 2002;46:1845–50.

46. Piddock LJ. Clinically relevant chromosomally encoded multidrug resistance efflux pumps in bacteria. Clin Microbiol Rev. 2006 Apr;19(2):382–402.

47. Roberts MC. Update on acquired tetracycline resistance genes. FEMS Microbiol Lett. 2005 Apr 15;245(2):195–203.

48. Visalli MA, Murphy E, Projan SJ, Bradford PA. AcrAB multidrug efflux pump is associated with reduced levels of susceptibility to tigecycline (GAR-936) in Proteus mirabilis. Antimicrob Agents Chemother. 2003 Feb;47(2):665–9.

49. Dean CR, Visalli MA, Projan SJ, Sum PE, Bradford PA. Efflux-mediated resistance to tigecycline (GAR-936) in Pseudomonas aeruginosa PAO1. Antimicrob Agents Chemother. 2003 Mar;47(3):972–8.

50. Ross JI, Eady EA, Cove JH, Cunliffe WJ, Baumberg S, Wootton JC. Inducible erythromycin resistance in staphylococci is encoded by a member of the ATP-binding transport super-gene family. Mol Microbiol. 1990;4:1207–14.

51. Connell SR, Tracz DM, Nierhaus KH, Taylor DE. Ribosomal protection proteins and their mechanism of tetracycline resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2003 Dec;47(12):3675–81.

52. Dönhöfer A, Franckenberg S, Wickles S, Berninghausen O, Beckmann R, Wilson DN. Structural basis for TetM-mediated tetracycline resistance. Proc Natl Acad Sci USA. 2012 Oct 16;109(42):16900–5.

53. Li W, Atkinson GC, Thakor NS, Allas U, Lu CC, Chan KY, Tenson T, Schulten K, Wilson KS, Hauryliuk V, Frank J. Mechanism of tetracycline resistance by ribosomal protection protein Tet(O) Nat Commun. 2013;4:1477.

54. Martinez-Martinez L, Pascual A, Jacoby GA. Quinolone resistance from a transferable plasmid. Lancet. 1998;351:797–9.

55. Rodríguez-Martínez JM, Cano ME, Velasco C, Martínez-Martínez L, Pascual A. Plasmid-mediated quinolone resistance: an update. J Infect Chemother. 2011 Apr;17(2):149–82.

56. Aldred KJ, Kerns RJ, Osheroff N. Mechanism of quinolone action and resistance. Biochemistry. 2014 Mar 18;53(10):1565–74.

57. Campbell EA, Korzheva N, Mustaev A, Murakami K, Nair S, Goldfarb A, Darst SA. Structural mechanism for rifampicin inhibition of bacterial rna polymerase. Cell. 2001 Mar 23;104(6):901–12.

58. Floss HG, Yu TW. Rifamycin-mode of action, resistance, and biosynthesis. Chem Rev. 2005 Feb;105(2):621–32.

59. Hooper DC. Fluoroquinolone resistance among Gram-positive cocci. Lancet Infect Dis. 2002 Sep;2(9):530–8.

60. Mendes RE, Deshpande LM, Jones RN. Linezolid update: stable in vitro activity following more than a decade of clinical use and summary of associated resistance mechanisms. Drug Resist Updat. 2014;17(1–2):1–12.

61. Marshall SH, Donskey CJ, Hutton-Thomas R, Salata RA, Rice LB. Gene dosage and linezolid resistance in Enterococcus faecium and Enterococcus faecalis. Antimicrob Agents Chemother. 2002;46(10):3334–6.

62. Leclercq R. Mechanisms of resistance to macrolides and lincosamides: nature of the resistance elements and their clinical implications. Clin Infect Dis. 2002 Feb 15;34(4):482–92.

63. Weisblum B. Erythromycin resistance by ribosome modification. Antimicrob Agents Chemother. 1995 Mar;39(3):577–85.

64. Roberts MC. Update on macrolide-lincosamide-streptogramin, ketolide, and oxazolidinone resistance genes. FEMS Microbiol Lett. 2008 May;282(2):147–59.

65. Katz L, Ashley GW. Translation and protein synthesis: macrolides. Chem Rev. 2005;105:499–528.

66. Toh SM, Xiong L, Arias CA, Villegas MV, Lolans K, Quinn J, Mankin AS. Acquisition of a natural resistance gene renders a clinical strain of methicillin-resistant Staphylococcus aureus resistant to the synthetic antibiotic linezolid. Mol Microbiol. 2007;64(6):1506–14.

67. Locke JB, Zurenko GE, Shaw KJ, Bartizal K. Tedizolid for the management of human infections: in vitro characteristics. Clin Infect Dis. 2014;58(Suppl 1):S35–42.

68. Hiramatsu K, Ito T, Tsubakishita S, Sasaki T, Takeuchi F, Morimoto Y, Katayama Y, Matsuo M, Kuwahara-Arai K, Hishinuma T, Baba T. Genomic basis for methicillin resistance in Staphylococcus aureus. Infect Chemother. 2013;45:117.

69. Moellering RC. MRSA: the first half century. J Antimicrob Chemother. 2012;67:4–11. [PubMed] [Google Scholar]

70. Chambers HF, Deleo FR. Waves of resistance: Staphylococcus aureus in the antibiotic era. Nat Rev Microbiol. 2009;7(9):629–41.

71. Chambers HF. Methicillin resistance in staphylococci: molecular and biochemical basis and clinical implications. Clin Microbiol Rev. 1997;10:781–791.

72. Reynolds PE. Structure, biochemistry and mechanism of action of glycopeptide antibiotics. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 1989 Nov;8(11):943–50.

73. Arias CA, Murray BE. The rise of the Enterococcus: beyond vancomycin resistance. Nat Rev Microbiol. 2012;10:266–78.

74. Miller WR, Munita JM, Arias CA. Mechanisms of antibiotic resistance in enterococci. Expert Rev Anti Infect Ther. 2014 Oct;12(10):1221–36.

75. Guardabassi L, Agersø Y. Genes homologous to glycopeptide resistance vanA are widespread in soil microbial communities. FEMS Microbiol Lett. 2006;259:221–5.

76. Courvalin P. Vancomycin resistance in gram-positive cocci. Clin Infect Dis. 2006;42:S25–34.

77. Arthur M. Antibiotics: vancomycin sensing. Nat Chem Biol. 2010 May;6(5):313–5.

78. Arthur M, Molinas C, Courvalin P. The VanS-VanR two-component regulatory system controls synthesis of depsipeptide peptidoglycan precursors in Enterococcus faecium BM4147. J Bacteriol. 1992 Apr;174(8):2582–91.

79. Sievert DM, Rudrik JT, Patel JB, McDonald LC, Wilkins MJ, Hageman JC. Vancomycin-resistant Staphylococcus aureus in the United States, 2002–2006. Clin Infect Dis. 2008;46(5):668–74.

80. Rossi F, Diaz L, Wollam A, Panesso D, Zhou Y, Rincon S, Narechania A, Xing G, Di Gioia TS, Doi A, Tran TT, Reyes J, Munita JM, Carvajal LP, Hernandez-Roldan A, Brandão D, van der Heijden IM, Murray BE, Planet PJ, Weinstock GM, Arias CA. Transferable vancomycin resistance in a community-associated MRSA lineage. N Engl J Med. 2014;370(16):1524–31.

81. Van Bambeke F, Chauvel M, Reynolds PE, Fraimow HS, Courvalin P. Vancomycin-dependent Enterococcus faecalis clinical isolates and revertant mutants. Antimicrob Agents Chemother. 1999;43:41–47.

82. Flensburg J, Sköld O. Massive overproduction of dihydrofolate reductase in bacteria as a response to the use of trimethoprim. Eur J Biochem. 1987 Feb 2;162(3):473–6.

83. Huovinen P. Resistance to trimethoprim sulfamethoxazole. Clin Infect Dis. 2001 Jun 1;32(11):1608–14.

84. Hamilton-Miller JM. Reversal of activity of trimethoprim against Gram-positive cocci by thymidine, thymine and ‘folates’ J Antimicrob Chemother. 1988;22:35–9.

85. Zervos MJ, Schaberg DR. Reversal of the in vitro susceptibility of enterococci to trimethoprim – sulfamethoxazole by folinic acid. Antimicrob Agents Chemother. 1985;28:446–8.

86. Pogliano J, Pogliano N, Silverman JA. Daptomycin-mediated reorganization of membrane architecture causes mislocalization of essential cell division proteins. J Bacteriol. 2012;194(17):4494–504.

87. Zhang T, Muraih JK, Tishbi N, Herskowitz J, Victor RL, Silverman J, Uwumarenogie S, Taylor SD, Palmer M, Mintzer E. Cardiolipin prevents membrane translocation and permeabilization by daptomycin. J Biol Chem. 2014 Apr 25;289(17):11584–91.

88. Arias CA, Panesso D, McGrath DM, Qin X, Mojica MF, Miller C, Diaz L, Tran TT, Rincon S, Barbu EM, Reyes J, Roh JH, Lobos E, Sodergren E, Pasqualini R, Arap W, Quinn JP, Shamoo Y, Murray BE, Weinstock GM. Genetic basis for in vivo daptomycin resistance in enterococci. N Engl J Med. 2011;365(10):892–900.

89. Munita JM, Tran TT, Diaz L, Panesso D, Reyes J, Murray BE, Arias CA. A liaF codon deletion abolishes daptomycin bactericidal activity against vancomycin-resistant Enterococcus faecalis. Antimicrob Agents Chemother. 2013 Jun;57(6):2831–3.

90. Diaz L, Tran TT, Munita JM, Miller WR, Rincon S, Carvajal LP, Wollam A, Reyes J, Panesso D, Rojas NL, Shamoo Y, Murray BE, Weinstock GM, Arias CA. Whole-genome analyses of Enterococcus faecium isolates with diverse daptomycin MICs. Antimicrob Agents Chemother. 2014;58(8):4527–34.

91. Munita JM, Panesso D, Diaz L, Tran TT, Reyes J, Wanger A, Murray BE, Arias CA. Correlation between mutations in liaFSR of Enterococcus faecium and MIC of daptomycin: revisiting daptomycin breakpoints. Antimicrob Agents Chemother. 2012;56(8):4354–9.

92. Munita JM, Mishra NN, Alvarez D, Tran TT, Diaz L, Panesso D, Reyes J, Murray BE, Adachi JA, Bayer AS, Arias CA. Failure of high-dose daptomycin for bacteremia caused by daptomycin-susceptible Enterococcus faecium harboring LiaSR substitutions. Clin Infect Dis. 2014;59(9):1277–80.

93. Wolf D, Kalamorz F, Wecke T, Juszczak A, Mäder U, Homuth G, Jordan S, Kirstein J, Hoppert M, Voigt B, Hecker M, Mascher T. In-depth profiling of the LiaR response of Bacillus subtilis. J Bacteriol. 2010 Sep;192(18):4680–93.

94. Tran TT, Panesso D, Mishra NN, Mileykovskaya E, Guan Z, Munita JM, Reyes J, Diaz L, Weinstock GM, Murray BE, Shamoo Y, Dowhan W, Bayer AS, Arias CA. Daptomycin-resistant Enterococcus faecalis diverts the antibiotic molecule from the division septum and remodels cell membrane phospholipids. MBio. 2013;4(4) pii: e00281-13.

95. Reyes J, Panesso D, Tran TT, Mishra NN, Cruz MR, Munita JM, Singh KV, Yeaman MR, Murray BE, Shamoo Y, Garsin D, Bayer AS, Arias CA. A liaR Deletion Restores Susceptibility to Daptomycin and Antimicrobial Peptides in Multidrug-Resistant. Enterococcus faecalis J Infect Dis. 2014 Oct 31; pii: jiu602.

96. Tran TT, Panesso D, Gao H, Roh JH, Munita JM, Reyes J, Diaz L, Lobos EA, Shamoo Y, Mishra NN, Bayer AS, Murray BE, Weinstock GM, Arias CA. Whole-genome analysis of a daptomycin-susceptible enterococcus faecium strain and its daptomycin-resistant variant arising during therapy. Antimicrob Agents Chemother. 2013 Jan;57(1):261–8.

97. Bayer AS, Schneider T, Sahl HG. Mechanisms of daptomycin resistance in Staphylococcus aureus: role of the cell membrane and cell wall. Ann N Y Acad Sci. 2013;1277:139–58.

98. Krute CN, Carroll RK, Rivera FE, Weiss A, Young RM, Shilling A, Botlani M, Varma S, Baker BJ, Shaw LN. The disruption of prenylation leads to pleiotropic rearrangements in cellular behavior in Staphylococcus aureus. Mol Microbiol. 2015 Mar;95(5):819–32.

99. Ernst CM, Kuhn S, Slavetinsky CJ, Krismer B, Heilbronner S, Gekeler C, Kraus D, Wagner S, Peschel A. The lipid-modifying multiple peptide resistance factor is an oligomer consisting of distinct interacting synthase and flippase subunits. MBio. 2015;6(1) pii: e02340-14.

100. Hiramatsu K, Hanaki H, Ino T, Yabuta K, Oguri T, Tenover FC. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus clinical strain with reduced vancomycin susceptibility. J Antimicrob Chemother. 1997 Jul;40(1):135–6.

101. Howden BP, Davies JK, Johnson PD, Stinear TP, Grayson ML. Reduced vancomycin susceptibility in Staphylococcus aureus, including vancomycin-intermediate and heterogeneous vancomycin-intermediate strains: resistance mechanisms, laboratory detection, and clinical implications. Clin Microbiol Rev. 2010 Jan;23(1):99–139.

102. Stryjewski ME, Corey GR. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus: an evolving pathogen. Clin Infect Dis. 2014 Jan;58(Suppl 1):S10–9.

103. Bae IG, Federspiel JJ, Miró JM, Woods CW, Park L, Rybak MJ, Rude TH, Bradley S, Bukovski S, de la Maria CG, Kanj SS, Korman TM, Marco F, Murdoch DR, Plesiat P, Rodriguez-Creixems M, Reinbott P, Steed L, Tattevin P, Tripodi MF, Newton KL, Corey GR, Fowler VG, Jr, International Collaboration on Endocarditis-Microbiology Investigator Heterogeneous vancomycin-intermediate susceptibility phenotype in bloodstream methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolates from an international cohort of patients with infective endocarditis: prevalence, genotype, and clinical significance. J Infect Dis. 2009;200(9):1355–66.

104. Gardete S, Tomasz A. Mechanisms of vancomycin resistance in Staphylococcus aureus. J Clin Invest. 2014;124(7):2836–40.

105. Watanabe Y, Cui L, Katayama Y, Kozue K, Hiramatsu K. Impact of rpoB mutations on reduced vancomycin susceptibility in Staphylococcus aureus. J Clin Microbiol. 2011;49(7):2680–2684.

 

SUMBER:

Jose M. Munita and Cesar A. Arias  2016. Mechanisms of Antibiotic Resistance. Microbiol Spectr. 2016 Apr; 4(2): 10.1128/microbiolspec.VMBF-0016-2015.